人脐带间充质干细胞外泌体携带微小RNA-204对心肌缺血再灌注小鼠模型巨噬细胞极化的影响及机制探究

袁改利，杨东伟，罗莉梅，文 雯

郑州大学附属郑州中心医院心肺功能科，郑州 450001

急性心肌梗死(acute myocardial infarction，AMI)是全球人类疾病死亡的主要原因之一，而目前快速安全有效的恢复心脏供血是其治疗的最佳手段，但该过程也会对心肌造成二次损伤，即缺血再灌注(ischemia-reperfusion，I/R)损伤[1-2]。在I/R发生时会诱发心脏炎症级联反应，巨噬细胞在该过程中具有重要调节作用，M1型巨噬细胞可产生促炎因子加重心肌炎症损伤，M2型巨噬细胞可产生抗炎因子及多种类型的生长因子促进伤口愈合及减轻炎症损伤，因此，探究促进M1向M2型转变的机制研究对治疗I/R具有重要意义[3]。人脐带间充质干细胞(human umbilical cord-derived mesenchymal stem cell，hUC-MSC)具有多向分化潜能，具有调节机体免疫功能、抑制炎症反应及促进组织修复的作用[3]。外泌体是间充质干细胞的有效分泌成分，其中所包含的微小RNA(microRNA，miRNA)在其中发挥重要生物学效应[4]。miRNA是一种小非编码RNA，通过靶向调控其目标基因来参与多种心血管疾病的发生，miR-204在心肌I/R中的保护作用已经得到大量验证，其可抑制I/R小鼠心肌细胞凋亡、炎症反应及氧化应激[5-6]。但关于其在巨噬细胞细胞极化方面的机制还不甚清楚，因此，本研究通过探究hUC-MSC外泌体携带miR-204对心肌I/R小鼠模型巨噬细胞极化的影响，以期为I/R的治疗机制研究提供参考。

材料和方法

材料6～7周龄SPF级C57BL/6J小鼠50只(体重18～22 g)购自南京医科大学，生产许可证号：SCXK(苏)2021-0001。适应性饲养7 d，自由饮水、摄食，12 h明暗交替，造模前12 h禁食。α-MEM培养基购自艾美捷科技有限公司，成脂诱导培养基、成骨诱导培养基购自无锡菩禾生物医药技术有限公司，青霉素、链霉素购自武汉益普生物科技有限公司，miDETECT A TrackTMmiRNA qRT-PCR试剂盒购自广州市锐博生物科技有限公司，BCA蛋白检测试剂盒、蛋白提取试剂盒购自北京索莱宝科技有限公司，外泌体提取试剂盒购自南京诺唯赞生物科技股份有限公司，外泌体转染试剂盒购自上海杰美基因医药科技有限公司，外泌体定量试剂盒(货号：YB-017-A)购自上海钰博生物科技有限公司，LipofectamineTM2000转染试剂购自上海善然生物科技有限公司，白细胞介素(interleukin，IL)10、肿瘤坏死因子-α(tumor necrosis factor-α，TNF-α)检测试剂盒购自上海恒斐生物科技有限公司，IL-1β检测试剂盒购自北京索莱宝科技有限公司，精氨酸酶1(arginase-1，Arg-1)购自厦门慧嘉生物科技有限公司，兔抗肿瘤易感基因101(tumor susceptibility gene 101，Tsg101)、山羊抗兔IgG(H+L)(货号：ab125011、ab6721)、兔抗β-actin抗体购自英国Abcam公司，兔抗钙联蛋白(Calnexin)抗体(货号：2679)购自美国Cell Signaling Technology公司，HRP标记的山羊抗兔IgG抗体购自赛默飞世尔科技(中国)有限公司，NovoCyte Advanteon流式细胞仪购自安捷伦科技(中国)有限公司，透射电子显微镜购自Quantum量子科学仪器贸易(北京)有限公司，AlphaImager HP凝胶成像系统购自美国ProteinSimple公司，实时粒径与粒数分析仪ParticleTrack G400购自梅特勒-托利多国际贸易(上海)有限公司。

hUC-MSC分离、培养与鉴定在无菌条件下获取新生儿脐带(15～20 cm)后将脐静脉剪开，去除内膜使脐带展开，剔除两根脐动脉后取华通胶并剪成0.5 mm3组织块，洗涤后放入37 ℃、5% CO2培养箱中培养直至组织贴壁，加入含10%胎牛血清和1%双抗(100 U/ml青霉素和100 μg/ml链霉素)的α-MEM培养基继续培养，每3 d更换1次培养基，待细胞融合度达80%左右时进行传代，取第3代hUC-MSC悬液100 μl，加入CD90、人类白细胞抗原DR、CD45、CD73抗体，用流式细胞仪检测hUC-MSC表面标志分子的表达，对hUC-MSC进行表型鉴定。

hUC-MSC分化能力检测成脂分化：取第4代hUC-MSC(1×103个/孔)接种于6孔板中培养24 h，每组设置5个复孔，添加成脂诱导培养基培养12 d后PBS洗涤、4%多聚甲醛固定，油红O染色30 min后洗涤、显微镜观察。成骨分化：取第4代hUC-MSC(1×103个/孔)接种于6孔板中培养24 h，每组设置5个复孔，添加成骨诱导培养基培养12 d后PBS洗涤、4%多聚甲醛固定，茜素红染色30 min后洗涤、显微镜观察。

细胞转染与分组取第4代hUC-MSC以8×105个/孔的密度接种于6孔板中，使用LipofectamineTM2000转染试剂将miR-204模拟物及阴性对照转染至细胞中48 h，根据处理情况将细胞分为hUC-MSC组、miR-204模拟物组及阴性对照组。

hUC-MSC外泌体提取、鉴定及定量收集各组细胞上清液，按照外泌体提取试剂盒说明书中步骤加入试剂静置12 h后以1500 r/min(r=10 cm)的速率离心1 h弃上清液，PBS重悬后使用实时粒径与粒数分析仪和纳米颗粒跟踪分析软件检测外泌体的直径与浓度。将外泌体用PBS以1∶10稀释后滴加15 μl于碳网上，静置1 min后吸除，添加2%醋酸双氧铀染色1 min后吸去染液待干燥，置于透射电镜下观察。根据外泌体定量试剂盒说明书进行严格操作后于405 nm处检测光密度值，通过标准曲线计算所得外泌体颗粒数。

Western blot检测hUC-MSC外泌体中CD81、CD63、Tsg101、Calnexin的表达收集各组hUC-MSC外泌体，使用蛋白裂解液进行裂解，BCA蛋白检测试剂盒对总蛋白定量分析后吸取20 μg蛋白样品与上样缓冲液1∶5混合，通过SDS-PAGE凝胶电泳对蛋白进行分离，冰浴低温下转膜，5%脱脂奶粉封闭2 h，加入兔抗β-actin、CD81、CD63、Tsg101、Calnexin抗体(1∶1000)4 ℃孵育过夜，TBST缓冲液洗膜后添加HRP标记的羊抗兔二抗(1∶10 000)室温孵育2 h，TBST缓冲液洗膜后ECL发光试剂显色，于蛋白凝胶电泳成像仪中观察条带，Image J分析条带的灰度并计算蛋白含量。实验重复3次。

qRT-PCR检测细胞及其外泌体中miR-204的表达Trizol法提取hUC-MSC组、miR-204模拟物组、阴性对照组细胞及其所分泌外泌体中总RNA后检测其纯度和浓度，通过反转录试剂盒将总RNA反转录为cDNA后进行qRT-PCR扩增(n=5)，2-ΔΔCt计算miR-204相对表达水平，以U6作为内参。引物序列：miR-204上游引物：5′-CTGCCGTTCCCTTTGTCAT-3′，下游引物：5′-CC-AGTGCAGGGTCCGAGGT-3′；U6上游引物：5′-CTCGCTTCGGCAGCACA-3′，下游引物：5′-CCAGTGCAGGGTCCGAGGT-3′。

I/R模型构建50只小鼠按随机数字法分为假手术组、I/R组、hUC-MSC外泌体组(25 μl hUC-MSC外泌体)、阴性对照组(25 μl转染阴性对照的hUC-MSC外泌体)、miR-204模拟物组(25 μl转染miR-204 模拟物的hUC-MSC外泌体)，每组10只。5%水合氯醛(0.01 ml/g)腹腔麻醉小鼠后将其固定，进行气管插管并连接小动物呼吸机及心电图，切开胸部皮肤暴露小鼠心脏，使用7-0线将冠状动脉左前降支结扎，左心室心肌变为白色，缺血30 min后，选取小鼠梗死边缘3个区域分别注射各组相应hUC-MSC外泌体，假手术组与I/R组以PBS代替，注射完毕恢复供血2 h后缝合，心电图ST段在结扎后出现抬高，恢复供血后下降则表明造模成功，术后3 d进行后续实验。

心功能检测将水合氯醛麻醉的小鼠固定于实验台上，使用超声心电图连续3个心动周期检测左心室收缩末期内径(left ventricular end-systolic diameter，LVESD)、左心室舒张末期内径(left ventricular end-diastolic diameter，LVEDD)，并计算左心室射血分数(left ventricular ejection fraction，LVEF)和左心室缩短分数(left ventricular fractional shortening，LVFS)，重复测量5次。

HE染色颈椎脱臼处死小鼠，每组随机选取5只取其心脏，10%甲醛固定，行常规石蜡切片(4 μm)，HE染色观察小鼠心肌组织病理情况(设5个重复切片)。心肌损伤评分：0分：无病灶，正常；1分：病灶占视野比例小于1/4；2分：病灶占视野比例介于1/4～1/2；3分：病灶占视野比例大于1/2；出血、坏死、炎性浸润、间质水肿4个方面评分之和记为损伤评分。

ELISA检测心肌组织中IL-1β、TNF-α、Arg-1及IL-10的水平颈椎脱臼处死各组其余5只小鼠并取其心脏，一部分置于冰浴研钵中进行匀浆，离心后取上清液，按照试剂盒说明书检测各组上清液中IL-1β、TNF-α、Arg-1及IL-10的水平(设5个重复孔)。

小鼠心肌组织巨噬细胞获取、共培养及表型检测取各组小鼠剩余心肌组织，剪碎后加入透明质酸酶、胶原蛋白酶Ⅰ和Ⅳ，2 h后进行研磨制成单细胞悬液，添加Fc受体阻滞剂、CD11b-FITC及F4/80-PE抗体避光孵育20 min后洗涤，于流式细胞仪中分选CD11b+-F4/80+巨噬细胞。将收集的巨噬细胞进行重悬，按1∶1在假手术组、I/R组巨噬细胞培养基中添加PBS，hUC-MSC外泌体组、阴性对照组、miR-204模拟物组添加相应hUC-MSC外泌体共培养，3 d后收集各组细胞，离心弃上清，使用100 μl缓冲液进行重悬，分别添加PE-CD11c、FITC-CD206室温孵育30 min，PBS洗涤重悬后转至流式管于流式细胞仪中检测各组巨噬细胞CD11c和CD206蛋白的表达(设5个重复孔)。

统计学处理采用SPSS 20.0软件进行统计分析，符合正态分布及方差齐性的计量资料以均数±标准差表示，两组间比较采用t检验，多组间比较采用单因素方差分析，并进一步采用SNK-q检验进行两两比较。P<0.05为差异有统计学意义。

结 果

hUC-MSC及其外泌体的鉴定倒置显微镜观察发现，第3代hUC-MSC呈长梭形、典型旋涡状分布(图1A)；油红O染色示细胞内橘红色脂滴(图1B)；茜素红染色示细胞内紫色钙化结节(图1C)；流式细胞仪检测hUC-MSC表面标志分子CD90[(99.35±0.35)%]、CD73[(98.43±0.63)%]表达水平高，而人类白细胞抗原DR[(1.50±0.02)%]、CD45[(2.00±0.10)%]表达水平较低(图1D)。纳米颗粒跟踪分析软件与透射电镜观察可见存在大量直径为30～150 nm且具有脂质双分子层的囊性颗粒，平均直径为(76.92±2.35)nm，峰值在145 nm(图1E、F)；与hUC-MSC比较，hUC-MSC外泌体中CD81(1.32±0.20比0.23±0.01；t=12.171，P<0.001)、CD63(1.08±0.17比0.19±0.02；t=11.626，P<0.001)和Tsg101(1.59±0.23比0.70±0.06；t=8.372，P<0.001)表达明显升高，而Calnexin表达明显降低(0.11±0.02比0.65±0.03；t=34.489，P<0.001)(图1G)；经外泌体定量，所得hUC-MSC外泌体数量为1.23×109个/ml。

hUC-MSC及其外泌体中miR-204的表达与hUC-MSC组比较，阴性对照组hUC-MSC及其外泌体中miR-204表达水平差异无统计学意义(1.02±0.17比1.00±0.19；q=0.221，P=0.987和1.01±0.18比1.00±0.17；q=0.122，P=0.996)；与阴性对照组比较，miR-204模拟物组hUC-MSC及其外泌体中miR-204表达水平显著增加，差异有统计学意义(2.30±0.24比1.02±0.17；q=14.158，P<0.001和2.14±0.20比1.01±0.18；q=13.750，P<0.001)。

miR-204过表达hUC-MSC外泌体对小鼠心功能的影响与假手术组比较，I/R组小鼠LVEDD[(5.96±0.35)mm比(3.90±0.31)mm；q=20.575，P<0.001]及LVESD[(5.14±0.33)mm比(3.01±0.34)mm；q=24.324，P<0.001]显著增加，LVEF[(43.75±3.10)%比(75.22±3.43)%；q=28.239，P<0.001]及LVFS[(29.35±2.06)%比(46.76±3.60)%；q=20.186，P<0.001)显著降低；与I/R组比较，hUC-MSC外泌体组LVEDD[(5.01±0.32)mm比(5.96±0.35)mm；q=9.489，P<0.001]及LVESD[(4.30±0.24)mm比(5.14±0.33)mm；q=9.364，P<0.001]显著降低，LVEF[(55.83±3.52)%比(43.75±3.10)%；q=10.840，P<0.001]及LVFS[(36.96±2.25)%比(29.35±2.06)%；q=8.823，P<0.001]显著增加；与hUC-MSC外泌体组比较，阴性对照组LVEDD[(4.98±0.29)mm比(5.01±0.32)mm；q=0.300，P=1.000]、LVESD[(4.32±0.22)mm比(4.30±0.24)mm；q=0.228，P=1.000]、LVEF[(54.36±3.27)%比(55.83±3.52)%；q=1.319，P=0.883]及LVFS[(36.01±2.41)%比(36.96±2.25)%；q=1.101，P=0.935]差异无统计学意义；与阴性对照组比较，miR-204模拟物组LVEDD[(4.12±0.31)mm比(4.98±0.29)mm；q=8.590，P<0.001]及LVESD[(3.30±0.23)mm比(4.32±0.22)mm；q=11.648，P<0.001]显著降低，LVEF[(67.07±4.20)%比(54.36±3.27)%；q=11.405，P<0.001]及LVFS[(44.59±3.02)%比(36.01±2.41)%；q=9.948，P<0.001]显著增加。

小鼠心肌组织病理学观察假手术组小鼠心肌细胞结构正常，未出现炎性细胞浸润现象；与假手术组比较，I/R组心肌细胞水肿、变性、断裂坏死、炎性细胞浸润明显，心肌损伤评分显著增加(7.23±1.10比0.00±0.00；q=23.005，P<0.001)；与I/R组比较，hUC-MSC外泌体组及阴性对照组心肌细胞坏死和炎性细胞浸润减轻，心肌损伤评分显著减少(4.21±0.79比7.23±1.10；q=9.609，P<0.001和4.18±0.73比7.23±1.10；q=9.705，P<0.001)；与阴性对照组比较，miR-204模拟物组心肌细胞坏死和炎性细胞浸润减轻，心肌损伤评分显著减少(2.02±0.32比4.18±0.73；q=6.873，P=0.001)(图2)。

I/R：缺血再灌注I/R：ischemia-reperfusion图2 小鼠心肌组织病理学观察(HE，×200)Fig 2 Histopathological changes of mouse myocardium(HE，×200)

miR-204过表达hUC-MSC外泌体对小鼠心肌组织中IL-1β、TNF-α、Arg-1及IL-10表达水平的影响与假手术组比较，I/R组小鼠心肌组织中IL-1β[(146.39±25.03)pg/g比(75.13±10.65)pg/g；q=9.259，P<0.001]、TNF-α[(39.20±3.76)ng/g比(13.39±1.43)ng/g；q=22.517，P<0.001]表达水平显著增加，Arg-1[(1.30±0.20)ng/g比(2.93±0.23)ng/g；q=17.781，P<0.001]及IL-10[(0.61±0.11)ng/g比(1.69±0.25)ng/g；q=13.167，P<0.001]表达水平显著降低；与I/R组比较，hUC-MSC外泌体组IL-1β[(105.76±17.22)pg/g比(146.39±25.03)pg/g；q=5.279，P=0.010]、TNF-α[(26.13±2.82)ng/g比(39.20±3.76)ng/g；q=11.402，P<0.001]表达水平显著降低，Arg-1[(2.03±0.20)ng/g比(1.30±0.20)ng/g；q=7.963，P<0.001]及IL-10[(0.99±0.14)ng/g比(0.61±0.11)ng/g；q=4.633，P=0.028]表达水平显著增加；与hUC-MSC外泌体组比较，阴性对照组IL-1β[(103.52±15.27)pg/g比(105.76±17.22)pg/g；q=0.291，P=1.000]、TNF-α[(25.36±2.18)ng/g比(26.13±2.82)ng/g；q=0.672，P=0.989]、Arg-1[(2.01±0.24)ng/g比(2.03±0.20)ng/g；q=0.218，P=1.000]、IL-10[(1.01±0.16)ng/g比(0.99±0.14)ng/g；q=0.244，P=1.000]表达水平差异无统计学意义；与阴性对照组比较，miR-204模拟物组IL-1β[(70.76±14.53)pg/g比(103.52±15.27)pg/g；q=4.257，P=0.048]、TNF-α[(15.30±1.99)ng/g比(25.36±2.18)ng/g；q=8.776，P<0.001]表达水平显著降低，Arg-1[(2.81±0.14)ng/g比(2.01±0.24)ng/g；q=8.727，P<0.001]及IL-10[(1.57±0.22)ng/g比(1.01±0.16)ng/g；q=6.827，P=0.001]表达水平显著增加。

miR-204过表达hUC-MSC外泌体对小鼠巨噬细胞CD11c和CD206蛋白表达水平的影响与假手术组比较，I/R组小鼠巨噬细胞CD11c蛋白表达水平显著增加(27.83±3.16比17.16±2.03；q=17.831，P<0.001)，CD206蛋白表达水平显著降低(0.80±0.12比2.15±0.21；q=17.035，P<0.001)；与I/R组比较，hUC-MSC外泌体组CD11c蛋白表达水平显著降低(23.46±3.01比27.83±3.16；q=12.396，P<0.001)，CD206蛋白表达水平显著增加(1.18±0.12比0.80±0.12；q=4.796，P=0.022)；与hUC-MSC外泌体组比较，阴性对照组CD11c(22.98±2.86比23.46±3.01；q=0.414，P=0.998)及CD206(1.16±0.21比1.18±0.12；q=0.252，P=1.000)蛋白表达水平差异无统计学意义；与阴性对照组比较，miR-204模拟物组CD11c蛋白表达水平显著降低(18.53±1.50比22.98±2.86；q=5.564，P=0.007)，CD206蛋白表达水平显著增加(1.68±0.20比1.16±0.21；q=0.007，P=0.001)(图3)。

图3 CD11c、CD206流式细胞检测图Fig 3 Flow cytometry of CD11c and CD206

miR-204过表达hUC-MSC外泌体对小鼠巨噬细胞中IL-1β、TNF-α、Arg-1及IL-10表达水平的影响与假手术组比较，I/R组小鼠巨噬细胞中IL-1β[(140.01±20.58)pg/g比(70.11±10.39)pg/g；q=11.741，P<0.001]、TNF-α[(35.74±3.65)ng/g比(11.26±1.03)ng/g；q=24.671，P<0.001]水平显著增加，Arg-1[(1.32±0.24)ng/g比(2.85±0.26)ng/g；q=14.211，P<0.001]及IL-10[(0.62±0.10)ng/g比(1.75±0.22)ng/g；q=15.293，P<0.001]水平显著降低；与I/R组比较，hUC-MSC外泌体组IL-1β[(103.20±12.09)pg/g比(140.01±20.58)pg/g；q=6.183，P=0.002]、TNF-α[(22.10±2.15)ng/g比(35.74±3.65)ng/g；q=13.746，P<0.001]水平显著降低，Arg-1[(2.10±0.21)ng/g比(1.32±0.24)ng/g；q=7.245，P<0.001]及IL-10[(1.07±0.12)ng/g比(0.62±0.10)ng/g；q=6.090，P=0.003]水平显著增加；与hUC-MSC外泌体组比较，阴性对照组IL-1β[(102.58±11.21)pg/g比(103.20±12.09)pg/g；q=0.104，P=1.000]、TNF-α[(21.89±2.03)ng/g比(22.10±2.15)ng/g；q=0.212，P=1.000]、Arg-1[(2.09±0.23)ng/g比(2.10±0.21)ng/g；q=0.093，P=1.000]及IL-10[(1.08±0.14)ng/g比(1.07±0.12)ng/g；q=0.135，P=1.000]水平差异无统计学意义；与阴性对照组比较，miR-204模拟物组IL-1β[(76.66±9.10)pg/g比(102.58±11.21)pg/g；q=4.354，P=0.042]、TNF-α[(14.31±1.22)ng/g比(21.89±2.03)ng/g；q=7.639，P<0.001]水平显著降低，Arg-1[(2.76±0.26)ng/g比(2.09±0.23)ng/g；q=6.223，P=0.002]及IL-10[(1.62±0.21)ng/g比(1.08±0.14)ng/g；q=7.308，P<0.001]水平显著增加。

讨 论

AMI是一种常见的缺血性心脏病，具有较高的发生率和死亡率，目前心脏恢复血运是公认的治疗AMI的有效方法。再灌注虽然可在一定程度上改善患者心功能，降低死亡率，但也会对心肌造成继发性级联损伤，即I/R损伤[7]。I/R损伤可引发急性炎症反应等病理学变化，诱导巨噬细胞等炎性细胞浸润，促进炎性因子的分泌和累积，最终造成心功能障碍的发生[8]。巨噬细胞包括M1型(促炎型)和M2型(抗炎型)，M1型巨噬细胞可分泌IL-1β和TNF-α引起炎症反应，而M2型巨噬细胞通过Arg1和IL-10等抗炎因子来抑制炎症反应，并促进伤口愈合及瘢痕形成，因此促进M1型巨噬细胞向M2型极化对改善心肌炎症损伤至关重要[8-9]，有必要对其转化机制进行研究。

间充质干细胞具有免疫调节作用，其衍生的外泌体可通过运输脂质、蛋白质及miRNA起到细胞调节剂的作用，已被作为一种新的无细胞疾病治疗策略，并且其在心肌I/R中的炎症调节作用已得到充分证实[9-10]。研究发现，hUC-MSC在促进脂多糖诱导的小鼠巨噬细胞向M2型极化、抑制炎症反应过程中具有重要作用[4]。hUC-MSC外泌体是由hUC-MSC所分泌的内部包含miRNA、蛋白质等的活性物质，可促进巨噬细胞向M2型极化[9，11]。miR-204作为一种miRNA参与多种心血管疾病的发生过程，其已经被证实具有抗自噬作用，有助于心肌I/R损伤小鼠的代谢恢复[12]。miR-204过表达可通过抑制细胞因子信号转导抑制因子2的表达来减轻心肌I/R损伤小鼠心室重构，改善心功能[13]。母系印记基因3表达沉默可通过促进miR-204表达来降低周期素依赖性激酶抑制因子2A水平，以此抑制氧化低密度脂蛋白诱导的巨噬细胞IL-1β和TNF-α的分泌，从而抑制炎症反应[14]。CD11c与CD206分别是M1型和M2型巨噬细胞的特异性标志物[15-16]。本研究发现，hUC-MSC外泌体可显著降低I/R小鼠LVEDD、LVESD、心肌损伤程度、IL-1β、TNF-α、CD11c水平，增加LVEF、LVFS、IL-10、Arg-1、CD206水平，而miR-204过表达hUC-MSC外泌体可进一步降低LVEDD、LVESD、心肌损伤程度、IL-1β、TNF-α、CD11c水平，增加LVEF、LVFS、IL-10、Arg-1、CD206水平，与薛婧等[4]研究结果近似。本研究结果发现，miR-204能够促进心肌I/R损伤小鼠巨噬细胞M1型向M2型极化，改善心功能，这可能是其抑制I/R炎症损伤的重要机制之一，其有作为心肌I/R损伤治疗靶点的潜能。

综上，本研究结果表明，miR-204过表达的hUC-MSC外泌体可促进心肌I/R损伤小鼠巨噬细胞M1型向M2型极化。但本研究未对miR-204促进心肌I/R损伤小鼠巨噬细胞极化的具体作用机制进行探讨，因此，在未来的研究中还需对其进行深入探究。