p38 MAPK 和STAT3参与CCK-8抑制LPS诱导的大鼠促炎症细胞因子生成*

孟爱宏， 凌亦凌， 张霄鹏

(1河北医科大学第二医院呼吸科， 2河北医科大学 病理生理教研室， 3河北省人民医院, 河北 石家庄 050000)

p38 MAPK 和STAT3参与CCK-8抑制LPS诱导的大鼠促炎症细胞因子生成*

孟爱宏1△， 凌亦凌2， 张霄鹏3

(1河北医科大学第二医院呼吸科，2河北医科大学 病理生理教研室，3河北省人民医院, 河北 石家庄 050000)

目的观察八肽胆囊收缩素(CCK-8)是否改善脂多糖(LPS)引起的大鼠细胞因子的变化，并探讨p38丝裂原活化蛋白激酶(p38 MAPK)和信号转导子及转录激活子3(STAT3)的信号转导作用，以及CCK受体(CCK-R)的作用。方法4组大鼠尾静脉分别注入生理盐水(对照)、LPS (8 mg/kg)、CCK-8(40 μg/kg)和CCK-8(40 μg/kg)+LPS (8 mg/kg)， 酶联免疫吸附法(ELISA)检测血清、肺脏及脾脏中肿瘤坏死因子α(TNF-α)、白细胞介素1β(IL-1β)和IL-6的变化，Western blotting和免疫荧光双标激光共聚焦显微镜检测肺脏和脾脏磷酸化p38 MAPK和磷酸化STAT3的表达，RT-PCR检测脾脏CCK-R亚型的mRNA表达。结果CCK-8可显著抑制LPS诱导的TNF-α、IL-1β和IL-6的增加。CCK-8可增加LPS诱导的大鼠肺脏和脾脏磷酸化p38 MAPK和磷酸化STAT3的表达。LPS有诱导CCK-AR及CCK-BR mRNA表达量增加的作用。结论CCK-8对LPS刺激的大鼠促炎症细胞因子过量产生有抑制作用，p38 MAPK和STAT3可能参与了其信号转导机制。LPS刺激时，CCK-R受体发生正向调节，CCK-8有可能用于治疗全身性感染及其它的炎症性疾病。

胆囊收缩素； 脂多糖类； 细胞因子； p38 MAPK； 信号转导子及转录激活子3； 大鼠

八肽胆囊收缩素(cholecystokinin octapeptide，CCK-8)有抗内毒素休克(endotoxic shock, ES)作用，即改善脂多糖(lipopolysaccharide，LPS)所致大鼠平均动脉压下降，减轻肺脏和脾脏损伤，这种作用可能与其抑制促炎介质的过量生成有关[1-2]。CCK-8抗炎效应的信号转导机制可能与p38丝裂原活化蛋白激酶(p38 mitogen-activated protein kinase，p38 MAPK)和核因子(nuclear factor-κB, NF-κB)有关[3-4]。丛斌等[5]研究表明CCK-8可抑制LPS诱导的大鼠肺组织NF-κB活性。信号转导子及转录激活子(signal transducers and activators of transcription, STATs)是一组胞浆转录因子，在介导胞浆到胞核的信号转导中发挥关键作用[6]。STATs不仅被细胞因子受体家族激活，还被几种受体包括G蛋白偶联受体激活[7]。CCK受体是一种G蛋白偶联受体，CCK是否可激活STAT极少报道。丛斌等[8]用原位PCR方法检测到SD大鼠肺组织有CCK受体基因表达。而正常及LPS刺激大鼠脾脏CCK受体是否表达尚未见报道。我们体外研究发现CCK-8可使大鼠肺泡巨噬细胞p38 MAPK 激活、STAT3激活和核转移，这可能与其抑制LPS诱导的细胞因子过量产生有关[9]。CCK-8对LPS刺激的大鼠体内p38 MAPK 和STAT3激活是否有影响尚未见报道。 本实验旨在观察CCK-8对LPS诱导的大鼠肺脏和脾脏细胞因子即肿瘤坏死因子α(tumor necrosis factor α,TNF-α)、白细胞介素(interleukin，IL)-1β和IL-6生成的影响，探讨p38 MAPK和STAT3的信号转导作用及CCK-A/B受体(CCK-AR和CCK-BR)的表达。

材 料 和 方 法

1材料

1.1材料与试剂 CCK-8(硫酸化)、LPS(E.coliLPS, serotype O111:B4)、亮抑肽酶、胃蛋白酶抑制剂、过硫酸胺、Triton X-100、鼠抗磷酸化p38 MAPK单克隆抗体、兔抗磷酸化STAT3(磷酸化727)抗体和Cy3标记羊抗小鼠IgG均购自Sigma，抑肽酶购自Boehringer。辣根酶标记山羊抗小鼠IgG和辣根酶标记山羊抗兔IgG购自北京中山生物技术有限公司。FITC标记羊抗兔荧光试剂盒购自博士德公司。逆转录酶、随机引物、核糖核酸酶抑制剂、Taq DNA 聚合酶、琼脂糖均购自Promega。检测TNF-α的ELISA试剂盒购自Medsystem。检测IL-1β和IL-6的ELISA试剂盒购自Endogen。其余试剂为分析纯。

2方法

2.1动物模型复制及分组 健康雄性SD大鼠36只(河北省实验动物中心提供)，体重150～200 g，尾静脉给药，分为：(1) 对照组：注入等量生理盐水；(2) LPS组：注入LPS(8 mg/kg)；(3) CCK-8+LPS组：注入LPS前10 min注入CCK-8 (40 μg/kg)；(4) CCK-8组：注入等量CCK-8(40 μg/kg) 。

2.2ELISA检测血清、肺脏和脾脏中细胞因子 注药后2 h或6 h放血处死动物，迅速摘取肺脏和脾脏，用PBS洗去血，并将2 h和6 h血液以1 500 r/min离心收集血清，标本存于-80 ℃冰箱待分析。按文献报道和本实验室预实验使用大鼠ELISA试剂盒分别检测血清、肺脏和脾脏组织上清的细胞因子(TNF-α、IL-1β和IL-6)含量。各组实验动物均为6例。

2.3Western blotting检测肺脏和脾脏磷酸化p38 MAPK和磷酸化STAT3的表达 注入LPS后30 min迅速摘取肺脏和脾脏，Western blotting方法检测磷酸化p38 MAPK和磷酸化STAT3，具体方法参照我们已发表的文献[2]，使用凝胶蛋白分析软件分析Western blotting结果。使用成像分析系统进行磷酸化p38 MAPK和磷酸化STAT3表达的相对定量分析。

2.4免疫荧光双标激光共聚焦显微镜观察肺脏和脾脏磷酸化p38 MAPK和磷酸化STAT3的表达 注药后30 min迅速摘取肺脏和脾脏，液氮冻存，贮存于-80 ℃。冰冻切片机制片，厚度8 μm。将冰冻切片与小鼠单克隆抗p38 MAPK抗体(1∶2 000)和兔抗磷酸化STAT3抗体(1∶2 000)4 ℃孵育过夜。加Cy3标记抗小鼠IgG (1∶100)和抗兔IgG (1∶100)室温孵育1 h，然后加SABC-FITC (1∶100) 室温孵育1 h，每步加试剂前PBS洗3次，每次5 min。用激光共聚焦显微镜552 nm和488 nm波长观察分析结果。p38阳性细胞为红色荧光标记，STAT3阳性细胞为绿色荧光标记。结果用Lasersharp 2.1软件进行处理，计数双阳性细胞数。

2.5脾脏CCK-AR和CCK-BR mRNA的表达 15只大鼠随机分为对照组和LPS 30 min、2 h、6 h、12 h组，模型复制方法同前。CCK受体引物序列参照Monstein等[10]的报道，由上海生物工程公司合成。提取脾组织总RNA，定量，合成cDNA第1链之后行CCK-AR及CCK-BR cDNA PCR扩增。PCR循环参数为：94 ℃预变性 2 min，94 ℃ 1 min，55 ℃ 45 s，72 ℃ 45 s,循环5次；94 ℃ 45 s，55 ℃ 45 s，72 ℃ 1 min，循环35次；72 ℃延伸10 min。CCK-A/BR扩增目的片段长度分别为630 bp和320 bp。同时扩增鼠β-actin作为内参照，扩增的目的片段长度为420 bp。RT-PCR产物分析：用凝胶图像分析系统(Gel-Pro Analyzer 3.0)分析结果，取其积分吸光度值(IA)，以CCK-AR/β-actin和CCK-BR/β-actin的IA比值为各自的相对表达水平。

3统计学处理

数据以均数±标准差(mean±SD)表示，用SPSS软件进行分析，组间差异用单因素方差分析(One-way ANOVA)，有显著差异者用SNK-q检验进行两两比较，以P<0.05为差异有统计学意义。

我想劝她几句。她却立刻止住了哭，说，你走吧，各人有各人的命。不过，这一天我过得非常真诚，非常痛快，多少年也没这样了，真的。

结 果

1血清细胞因子水平

LPS组2 h时血清TNF-α水平较对照组显著增加，CCK-8+LPS组TNF-α含量较LPS组显著减少(P<0.05)。LPS组 6 h血清IL-1β和IL-6水平显著增加，CCK-8显著抑制LPS诱导的IL-1β和IL-6浓度的增加(P<0.05)，CCK-8组与对照组比较血清TNF-α、IL-1β和IL-6水平均无显著差异，见表1。

2组织细胞因子水平

注入LPS 2 h后脾脏TNF-α含量显著高于对照动物(P<0.01)。而CCK-8显著抑制LPS诱导的TNF-α的增加(P<0.01)。LPS 注入后2 h肺脏TNF-α可见相似的结果。CCK-8预处理减轻了LPS注入后6 h诱导的肺脏和脾脏IL-1β和IL-6含量的增加。注入CCK-8与注入生理盐水组比较TNF-α和IL-6含量未见显著差异，但IL-1β含量高于对照组，见表1。

表1ELISA检测LPS刺激2或6h血清、肺脏和脾脏TNF-α、IL-1β和IL-6水平

Table 1. The levels of TNF-α, IL-1β and IL-6 in the serum, lung and spleen after stimulated by LPS for 2 h or 6 h detected by ELISA (ng/L.Mean±SD.n=6)

GroupTNF-α(2h)IL-1β(6h)IL-6(6h)Serum Control0.000.00128.49±22.06 LPS276.71±86.43**43.19±9.41** 3566.92±686.95** CCK-8+LPS12.29±12.29##0.00##1796.55±68.97**## CCK-80.000.0083.59±44.88Lung Control69.28±54.870.00±0.0096.58±20.06 LPS385.87±85.18**4049.91±613.79**1196.77±494.60** CCK-8+LPS179.77±15.51*##3292.68±68.95**#543.44±97.24# CCK-861.83±32.26698.34±77.01*112.88±6.67Spleen Control281.58±29.801047.40±21.37115.84±11.57 LPS940.83±149.40**5183.56±84.91**1203.12±49.29** CCK-8+LPS461.60±87.38##4636.08±277.48**#389.18±50.44**## CCK-8204.60±76.364369.09±342.50**##199.17±39.77

*P<0.05,**P<0.01vscontrol;#P<0.05,##P<0.01vsLPS.

3Westernblotting检测大鼠肺脏和脾脏磷酸化p38MAPK和STAT3

Western blotting检测大鼠肺脏和脾脏磷酸化p38 MAPK，LPS组可见明显的38 kD条带，IA值分别为对照组的2.34倍和5.84倍(P<0.01)。CCK-8+LPS组亦可见更为显著的磷酸化p38 MAPK表达，IA值分别为对照组的2.57倍和10.74倍，较LPS组显著增加(P<0.01)。对照组与CCK-8组均可见较弱的38 kD条带，CCK-8组分别为对照组的1.33倍和4.64倍(P<0.05)。上述结果提示LPS可引起大鼠肺脏和脾脏显著的p38 MAPK磷酸化，CCK-8显著增强LPS诱导的p38 MAPK磷酸化，见图1、表2。

Figure 1. p38 MAPK and STAT3 were activated and phosphorylated by LPS and enhanced by CCK-8 in rat lung and spleen tissues.1: control; 2:LPS (8 mg/kg); 3: CCK-8 (40 μg/kg) +LPS (8 mg/kg); 4: CCK-8 (40 μg/kg).

图1Westernblotting检测大鼠p38MAPK和STAT3磷酸化水平

表2Westernblotting检测p38MAPK和STAT3磷酸化水平

Table 2. Phosphorylation of p38 MAPK and STAT3 detected by Western blotting (IA.Mean±SD.n=3)

GroupLungSpleenp-p38MAPK Control6521.07±464.45984.28±214.45 LPS14645.00±907.38**5749.07±764.27** CCK-8+LPS16804.33±832.83**##10572.60±2875.98**## CCK-88348.33±531.79*4569.33±1200.76*p-STAT3 Control13.46±3.3931.31±11.39 LPS23.99±3.88**124.94±31.84** CCK-8+LPS31.20±2.60**##177.24±19.05**## CCK-820.57±2.00**80.01±23.47*#

*P<0.05,**P<0.01vscontrol;#P<0.05,##P<0.01vsLPS.

Western blotting检测大鼠肺脏丝氨酸磷酸化STAT3，LPS组可见明显的89 kD条带，IA值为对照组的1.78倍，P<0.01。CCK-8+LPS组亦可见更为明显的条带，为对照组的2.32倍(P<0.01)。对照组与CCK-8组均可见较弱的条带，CCK-8组为对照组的1.53倍(P<0.01)。检测大鼠脾脏丝氨酸磷酸化STAT3，LPS组可见明显条带，IA值为对照组的4倍(P<0.01)。CCK-8+LPS组IA值为对照组的5.66倍(P<0.01)。对照组与CCK-8组均可见较弱的条带，CCK-8组为对照组的2.56倍(P<0.05)，见图1、表2。

4激光共聚焦显微镜结果

激光共聚焦显微镜分析磷酸化p38 MAPK和磷酸化STAT3免疫荧光双标结果显示，CCK-8+LPS组和CCK-8组可见磷酸化STAT3阳性信号强于对照组和LPS组。p-STAT3阳性细胞主要分布在气道上皮。p-p38 MAPK阳性信号主要分布在肺间质和脾窦内皮，见图2。

Figure 2. Laser scanning confocal microscopic observation of phosphorylated p38 MAPK and phosphorylated STAT3 in the lung and spleen of rats. A, B, C, D:×400; E, F, G, H:×800. A, E: control; B, F: CCK-8+LPS; C, G: LPS; D, H: CCK-8.

图2激光共聚焦显微镜观察大鼠肺脏和脾脏磷酸化p38MAPK和磷酸化STAT3

5CCK-AR和CCK-BR表达

LPS使大鼠脾脏CCK-AR和CCK-BR表达上调。CCK-AR平均表达水平，对照组为(35.61±4.88)%，LPS组除30 min外，2 h、6 h和12 h组较对照组均显著增加(P<0.01)；CCK-BR平均表达水平，对照组为(22.56±4.88)%，LPS组30 min为(31.24±3.59)%(P<0.05)，2 h、6 h和12 h较对照组均显著增加(P<0.01)，见图3。

Figure 3. Alterations of relative expression quantity of CCK-AR and CCK-BR mRNA in the spleen of rats detected by RT-PCR. L30,L2,L6 and L12: 30 min, 2 h, 6 h and 12 h after LPS administration.M:marker.Mean±SD.n=3.*P<0.05,**P<0.01vscontrol.

图3RT-PCR检测大鼠脾脏CCK-AR和CCK-BRmRNA表达量

讨 论

CCK-8可激活心肌组织的CCK受体,引起剂量依赖性的心功能增加和心率改变[11]。CCK-8的抗损伤和抑制促炎介质过量生成的作用是否由CCK受体介导及细胞内信号转导机制尚不十分清楚。本实验表明p38 MAPK和STAT3参与其信号转导作用。对p38在免疫系统中的调节作用进行了大量研究，许多刺激可激活p38，包括LPS、G蛋白偶联受体、毒蕈碱激动剂、血管活性肽、CCK等。p38的活化不仅依赖刺激剂而且依赖细胞类型。亚致死量失血诱导大鼠对ES耐受时，大鼠肺组织p38 MAPK激活，用LPS“第二次打击”，耐受细胞产生TNF-α减少而p38 MAPK活性保持正常，提示p38 MAPK途径是诱导耐受必需的[12]。本实验中CCK-8有可能通过激活p38 MAPK途径从而诱导大鼠对ES的耐受，使细胞因子产生减少。p38的作用可能存在微妙的平衡，即LPS单独处理引起轻微的细胞激活，刺激TNF-α合成，而CCK-8和LPS共同刺激，p38虽过度激活，但可能通过其它信号途径进而抑制TNF-α产生。有报道一氧化碳有抗炎效应，抑制LPS诱导的TNF-α表达，而增强LPS诱导的p38 MAPK信号途径[13]。CCK-8对LPS诱导TNF-α产生的这种调节，显示TNF-α表达的分子调控的复杂性。LPS诱导的TNF-α生成主要但并不完全受p38 MAPK信号途径调节。其它信号途径可能也参与调节。几种MAPK途径相互作用调节细胞因子基因表达。CCK-8可使LPS诱导的血红素氧合酶(heme oxygenase-1 , HO-1) mRNA阳性表达信号进一步增强，CCK-8单独作用也可上调HO-1表达。c-Jun氨基末端激酶/c-Jun通路在CCK-8上调LPS诱导肺组织HO-1表达过程中发挥重要作用[14]。本实验给予LPS后肺脏和脾脏IL-6的增加较血清低，相反，IL-1β含量的增加较血清高。CCK-8组与对照组比较血清TNF-α、IL-1β和IL-6水平均无显著差异，但肺脏和脾脏IL-1β含量高于对照组，提示肺脏和脾脏细胞因子含量与循环细胞因子水平增加程度分离或相关性很小。Cunningham等[15]报道CCK-8刺激单核细胞产生TNF-α、IL-1β和IL-6，但相对LPS的反应弱。但以后的研究[16]提示CCK-8诱导的细胞因子增加可能是由于在培养基中检测到的内毒素或LPS所引起。本实验未检测肺脏或脾脏中的内毒素或LPS含量，因此不能明确是否与此有关。另有研究证实CCK-8可能通过抑制LPS刺激的小鼠IL-1β、IL-6的表达和进一步增加IL-4、IL-10的表达参与抗炎反应过程，从而减轻LPS引起的肺组织炎症反应[17]。CCK-8的抗炎作用是通过激活cAMP-蛋白激酶A信号通路进而抑制NF-κB活性来实现的[18]。本实验表明CCK-8增强LPS诱导的p38激活，也表明p38 MAPK过度活化对细胞因子基因表达可能有负性调控作用。

丛斌等[5]研究表明CCK-8抑制LPS诱导的大鼠肺脏NF-κB活性。水杨酸钠抑制LPS刺激的巨噬细胞产生TNF-α，激活p38 MAPK而抑制ERK1/ERK2和SAPK/JNK[19]。这与本实验Western blotting结果一致，即CCK-8增强LPS诱导的p38 MAPK激活。MAPK家族各亚型可能存在相反作用，它们之间可能存在特异的相互作用[20]。CCK-8是否通过增强磷酸化p38 MAPK表达而反馈抑制其它MAPK亚型有待进一步探讨。

STATs蛋白是一组胞浆转录因子，在介导胞浆到胞核的信号中发挥关键作用。STAT蛋白丝氨酸磷酸化是获得最大程度的酪氨酸磷酸化、DNA结合和(或)转录活性所必需的。相反，也有研究表明STAT蛋白丝氨酸磷酸化可抑制酪氨酸磷酸化，还有其它研究提示丝氨酸磷酸化对酪氨酸磷酸化或DNA结合无影响。本实验应用兔抗磷酸化STAT3(Ser 727)抗体，用Western blotting方法发现CCK-8可激活STAT3，使之发生Ser727磷酸化，但对STAT的转录活性有何影响有待进一步研究。受体或有关蛋白激活不同STATs与细胞特异性有关，即使2种配体激活同一STAT或同一系列STATs，它们激活的数量及时间也不同，数量、时间变化可产生截然不同的作用，因而产生不同的转录效果。有报道缺乏STAT3的突变小鼠对ES高度敏感，血清炎症细胞因子如TNF-α、IL-1β和IL-6浓度增加；STAT3缺乏的巨噬细胞显示不正常的活化表型，如对内毒素反应炎症细胞因子产生增加。STAT3激活是小鼠防止慢性炎症不可缺少的。我们的结果也提示CCK-8激活STAT3可能是其抗ES效应的信号转导途径之一。

本实验用RT-PCR方法对LPS组及对照组大鼠脾组织CCK-AR及CCK-BR mRNA进行了分析，结果显示，正常大鼠脾组织有CCK-R表达，CCK-AR表达强于CCK-BR，LPS有诱导CCK-AR及CCK-BR mRNA表达量增加的作用。RT-PCR可检测很低量的mRNA。由于许多细胞中可观察到低水平的非特异转录，阴性结果可确实排除某组织中特异性激素受体的表达。丛斌等[8]首次应用原位RT-PCR方法检测CCK受体基因在SD大鼠肺组织中的表达，显示SD大鼠肺组织中CCK-BR表达量多于CCK-AR。

脾脏中存在丰富的CCK-8，但对其免疫调节效应研究很少。本实验表明大鼠脾脏存在CCK受体。CCK-R分布的广泛性，代表了其生理功能的多样性。CCK发挥作用首先需与靶细胞膜上的特异受体结合。CCK受体存在多种结构类型，并介导不同的生物学效应。CCK-AR活化后可激活磷酸肌醇代谢途径产生消化酶分泌效应，还可激活腺苷酸环化酶途径，但生理剂量的CCK通过此途径不产生分泌效应。关于CCK受体在免疫系统细胞上的表达和功能意义所知甚少。CCK调节免疫细胞功能可能通过CCK-BR而不是CCK-AR影响淋巴细胞功能。CCK-BR与磷脂酶C激活、细胞内钙移动及MAPK激活偶联，而这些都是参与淋巴细胞活化的信号。

本实验观察到在大鼠脾脏内有CCK受体表达，且LPS刺激30 min和2 h CCK受体表达已增加，6 h达高峰，12 h开始下降。CCK受体在脾脏内的表达可能具有以下保护性作用：调整脾脏中淋巴细胞和巨噬细胞在LPS引起的炎症反应中的促炎作用，此作用可能是通过细胞内信息传递过程来调整细胞因子的产生和分泌，而实现减轻炎症反应和促进受损细胞的修复。

通过本实验结果可以认为，内毒素在对机体致损伤的同时也启动了机体的保护机制，CCK-AR及CCK-BR mRNA表达增加，是该保护机制之一。CCK-8具有抗细胞损伤及促进细胞生长的作用。我们之前的实验观察到CCK-8可改善内毒素引起的肺、脾组织形态变化，支持上述观点。LPS刺激时，CCK受体发生正向调节，为揭示CCK-8抑制LPS所致促炎介质过量生成、减轻脏器损伤的分子机制提供了实验依据。CCK-8有增强LPS诱导的大鼠肺脏和脾脏p38 MAPK和STAT3磷酸化的作用，初步提示了CCK-8抑制LPS诱导细胞因子生成的信号转导途径。本实验提示 CCK-8有可能用于治疗全身性感染及其它的炎症性疾病。

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Rolesofp38MAPKandSTAT3ininhibitoryeffectofcholecystokininoctapeptideonLPS-inducedcytokineproductioninrats

MENG Ai-hong1, LING Yi-ling2, ZHANG Xiao-peng1

(1RespiratoryDivision,theSecondHospitalofHebeiMedicalUniversity,2DepartmentofPathophysiology,HebeiMedicalUniversity,3HebeiProvincialPeople’sHospital,Shijiazhuang050000,China.E-mail:mengaihong@sina.com)

AIM: To investigate the roles of p38 mitogen-activated protein kinase (p38 MAPK), signal transducer and activator of transcription 3 (STAT3) and cholecystokinin (CCK) receptor (CCK-R) in the inhibitory effect of cholecystokinin octapeptide (CCK-8) on pro-inflammatory cytokine production in lipopolysaccharide (LPS)-stimulated rats.METHODSSD rats were randomly divided into LPS (8 mg/kg) group, CCK-8 (40 μg/kg)+LPS (8 mg/kg) group, CCK-8 (40 μg/kg) group and control (normal saline) group. The production of pro-inflammatory cytokines tumor necrosis factor α (TNF-α),interleukin-1β (IL-1β) and IL-6 in the serum, the lung and the spleen were measured by ELISA. Phosphorylation levels of p38 MAPK and STAT3 in the lung and the spleen of the rats were detected by Western blotting and double label immunofluorescence laser confocal microscopy. The mRNA expression of CCK-A receptor (CCK-AR) and CCK-B receptor (CCK-BR) in the spleen was detected by RT-PCR.RESULTSCCK-8 significantly inhibited the increases in the levels of TNF-α, IL-1β and IL-6 in the lung and the spleen of LPS-stimulated rats, and also increased the levels of phosphorylated p38 MAPK and STAT3 in the lung and the spleen of the rats. CCK-R was up-regulated by LPS stimulation.CONCLUSIONCCK-8 inhibits LPS-stimulated pro-inflammatory cytokine production in the serum, the lung and the spleen through p38 MAPK and STAT3 pathways. CCK-8 may be useful for treating systemic infection and other inflammatory diseases.

Cholecystokinin; Lipopolysaccharides; Cytokines; p38 MAPK; Signal transducer and activator of transcription 3; Rats

Q954.6; R363

A

10.3969/j.issn.1000- 4718.2013.06.024

1000- 4718(2013)06- 1095- 07

2012- 11- 19

2013- 04- 24

河北省教育厅博士基金资助项目(No. B2003215);河北省自然科学基金资助项目(No.302490)

△通讯作者 Tel: 0311-66002952; E-mail: mengaihong@sina.com