白景文 刘丽丽 朱华
摘要 鱼鳞是一种天然可再生的生物复合材料,主要由胶原蛋白和羟基磷灰石组成。鱼鳞和以鱼鳞为主要基质的生物复合材料因其具有良好的生物相容性、生物降解性、多活性基团、分级结构、高韧性等性能,在生物填料、重金属离子吸附、医疗卫生和电子领域显示出诸多优势,应用前景广阔。将鱼鳞转化为功能材料,可以避免资源浪费,实现鱼鳞的商业价值。介绍了鱼鳞的结构以及以鱼鳞为主要基质的衍生功能材料,列举了在生产生活中的应用,为鱼鳞及其衍生物的应用研究提供参考方向。
关键词 鱼鳞;胶原蛋白;生物材料;应用
中图分类号 TS254.9 文献标识码 A 文章编号 0517-6611(2024)03-0006-05
doi:10.3969/j.issn.0517-6611.2024.03.002
Research Progress in the Application of Fish Scales as Multifunctional Biomaterials
Abstract Fish scale is a natural renewable biological composite material, mainly composed of collagen and hydroxyapatite. Due to their good biocompatibility, biodegradability, multi-active groups, hierarchical structure, high toughness and other properties, fish scales and biocomposites based on fish scales have shown many advantages in the fields of biological fillers, heavy metal ion adsorption, medical and health care and electronics, and have broad application prospects. Converting fish scales into functional materials can avoid waste of resources and realize the commercial value of fish scales. This paper introduces the structure of fish scales and the derivative functional materials with fish scales as the main matrix, lists the application in production and life, and provides a reference direction for the application research of fish scales and their derivatives.
Key words Fish scale;Collagen;Biomaterial;Application
鱼鳞由许多物质组成,其中包括41%~45%的有机成分(胶原蛋白、脂肪、卵磷脂、维生素等),38%~46%的无机成分(缺钙的羟基磷灰石、磷酸钙等)和镁、铁 、钙、锌等微量元素[1-2]。鳞片通常呈现出分层结构,硬度从外层到内层逐渐降低,外层是矿化度较高的“限制层”,内层由胶原蛋白纤维组成[3]。这种刚性与柔性相结合的天然盔甲,使得鱼类能够在水中灵活迅速地移动,又能够保护自身免受外界病原菌侵害与天敌撕咬。
鱼鳞通常被认为是水产养殖环节与食品加工(鱼罐頭、生鱼片、腌渍鱼等)环节的废弃物。据报道,全世界每年有720~1 200万t的鱼类废弃物,但是目前并没有妥善的方法处理鱼鳞废弃物,填埋处置可能会造成严重的环境污染问题,后续的处理又会导致资源浪费[4]。因此,将鱼鳞转化为功能材料(羟基磷灰石、胶原蛋白、壳聚糖等)[5]可以大幅度地减少对环境的污染,带来额外的商业价值。
1 鱼鳞的应用
鱼鳞作为一种天然的可再生资源,是一种简单易得的生物材料。因此,许多学者致力于提高鱼鳞的商业价值,在鱼鳞的加工和转化的过程中发掘其潜在应用,如作为骨组织工程材料、生物填料、化学染料和重金属离子生物吸附、催化剂和新能源材料等。
1.1 骨组织工程材料
鱼鳞中含有Cl-、F-等阴离子和Al3+、Sr2+、Zn2+、Mg2+、Na+、K+等阳离子化合物作为微量元素,可提高骨组织修复的生物学能力,具有较高的生物医学价值[6]。天然或人工合成的鳞片因与人体骨头、牙齿结构相似而被广泛用作骨组织工程材料[7]。目前,有学者将小鼠胚胎成骨细胞(MC3T3-E1)接种到处理过的鲫鱼(Carassius auratus)鱼鳞中,发现鱼鳞不仅与MC3T3-E1细胞具有良好的生物相容性,而且鱼鳞的微结构还可以引导细胞沿通道增殖和扩散[8]。将新鲜草鱼(Ctenopharyngodon idella)鳞片去细胞化制备了一种生物可吸收的骨针,脱细胞的处理增加了生物相容性。在处理后的鳞片上体外培养成肌细胞的细胞系(C2C12),细胞繁殖和迁移情况良好。脱细胞鳞片制成的骨针可加快新西兰兔股骨骨折的愈合程度。植入骨钉56 d后,骨钉与周围骨组织融合并逐渐在骨板周围形成了新的细胞外基质[9]。此外,鱼鳞还可以与其他高分子材料结合制备复合支架应用于骨组织工程。Kara等[10]利用实验室混合器将大西洋鲷(Sparus aurata)鳞片破碎,在24孔板中将鱼鳞破碎物与高分子3-羟基丁酸酯和3-羟基戊酸酯的共聚物混合,-78 ℃下冷冻24 h,成功制备出了三维毛状纳米纤维作为骨填充的复合支架,这种复合支架不仅具有较高的孔隙率,而且鱼鳞的加入显著提高了支架的力学能力、生物矿化倾向、细胞活力和碱性磷酸酶活性,显著促进了MG-63细胞I型胶原纤维的表达,具有治疗骨组织损伤的能力。
Han等[11]选择鱼鳞作为肌腱的损伤修复的生物材料,成功解决了肌腱修复过程中支架机械强度不足的问题。同时鱼鳞经过碳酸钙纳米颗粒修饰之后,骨髓间充质干细胞、软骨细胞和肌腱干细胞等多种类型细胞表现出不同程度的生物活性。更重要的是,这种复合材料在体内促进了肌腱与骨之间组织的修复,表明钙离子和硅离子的结合能够对骨修复产生积极的效应。鱼鳞和生物活性离子结合代表了一类用于组织修复的新型高性能生物材料。
1.2 生物添加材料
鱼鳞的转化不仅可以生产出更轻便的复合材料,而且添加鱼鳞后的复合物性能会发生改变,实现废弃鱼鳞的商业价值[12]。Chiarathanakirt等[13]分别在500 ℃下煅烧5 h与700 ℃下煅烧3 h这2种条件下处理鱼鳞,得到2种性质不同的鱼鳞粉末,发现后者具有较高的钙含量和较低的蛋白质含量。将其加入淀粉泡沫中,得到了更加膨胀的淀粉泡沫,并且淀粉泡沫最大载荷下的弯曲应力由1.03 MPa增加到1.54 MPa。添加鱼鳞粉末有助于提高淀粉泡沫材料在包装领域的应用价值。鱼鳞在造纸印刷行业中也日益受到关注,在印刷工艺中的一项参数就是其亮度。鱼鳞粉的加入可改善纸张黄化的现象,使其更加明亮[14]。
南亚野鲮(Labeo catla)的鱼鳞可用作聚丙烯材料的增强剂[15]。添加鱼鳞后,复合材料的拉伸强度、断裂伸长率和热变形温度均有所下降,但抵抗形变的能力显著提高。随着鳞片含量的增加,复合材料的抗弯曲强度、密度和硬度均有所提高。这些结果表明,鱼鳞与聚丙烯结合的复合材料展现出了优良的机械性能,它可以成为各种生物医学应用的潜在替代生物材料[14]。此外,鱼鳞作为天然生物材料填充到环氧基复合材料中可以提高其拉伸强度,增加聚丙烯的生物降解率,降低环氧基材料的磨损率[16-17]。
1.3 生物吸附剂
鱼鳞是一种天然的、可降解的,环境友好型生物材料。鱼鳞主要成分是胶原纤维和羟基磷灰石,对重金属和染料具有一定的吸附性能,是一种潜在的生物吸附剂。鱼鳞的吸附性能与其化学官能团密切相关,如羟基、磷酸盐、酰胺和碳酸盐基团等,这些官能团对不同染料具有不同的结合能力[18]。将活化后的鱼鳞粉用于铬(Ⅲ)离子的去除试验发现,活化鱼鳞粉0.8 g、溶液pH 5.0、接触时间90 min、初始铬(Ⅲ)离子浓度150 mg/L条件下,鱼鳞对铬(Ⅲ)离子的吸附量可达到99.75%[19]。将鱼鳞与盐酸水热共混处理后得到的生物吸附剂表现出了良好的金属离子吸附能力,对沉积物中的铅离子和镉离子固定率可达80%。此方法制得的生物吸附剂价格低廉并且效果显著,在去除铅离子和镉离子方面具有很好的应用前景[20]。细长兔脂鲤(Leporinus elongatus)和巴西小沙丁鱼(Sardinella brasiliensis)的鱼鳞被用作生物吸附剂,实现了对阴离子染料雷马素的吸附回收[18,21]。大洋鲈(Sebastes marinus)的鳞片不仅能够吸附重金属离子和有毒染料,还能够有效地吸附和回收海洋工业废水中的虾青素等天然成分[22]。南亚野鲮鳞片能够有效地吸附孔雀石绿染料,并且生物吸附动力学分析显示鱼鳞对孔雀石绿染料的吸附过程符合准二级动力学,这表明吸附过程主要是由化学反应控制,更有利于人为控制,吸附效果更好更稳定[23]。
1.4 催化剂和能源材料
Ho等[24]进行了以鱼鳞与二氧化钛(TiO2)的复合材料作为光催化剂在太阳光的照射下降解甲基橙的研究。通过溶胶-凝胶法制备了复合材料,在二氧化钛与鱼鳞的质量比为90∶10的情况下复合材料对甲基橙的降解效果明显,这表明复合物对甲基橙的光催化降解具有协同作用。人们受到鱼鳞分级结构的启发,以鱼鳞作为载体,合成含氮的分层多孔碳作为催化剂用于纳米铂(Pt)的氧化还原反应。由于鱼鳞基分层多孔碳具有较高的BET比表面积(BET surface area)和含氮的层状多孔结构,在氧化还原反应中具有较高的电流密度和较低的通过电位,加快了反应的进行[25]。
绿色二次电池作为一种高效清洁的新能源,越来越受到人们的关注。锂硫电池作为下一代能源电池之一,具有优良的理论比容量、较高的能量储存密度和环境友好等优点。含氮的鱼鳞层级碳结构具有较高的比表面积和海绵状结构,在离子液体电解质和常规介质中表现出良好的稳定性,是大容量锂电池负极的优质材料。脫钙、碳化和KOH活化处理过后的鱼鳞复合物提高了电化学性能,海绵状结构给电解液提供了足够的容纳空间,还促进了电解液的渗透性,加快了锂离子在锂硫电池中的快速移动[26]。因此,这种复合材料有可能成为锂硫电池材料发展的新趋势。
2 鱼鳞羟基磷灰石的应用
从鱼鳞、蛋壳、动物骨头等天然物质提取的羟基磷灰石与人工合成的相比具有相容性好、安全、成本低等特点。将清理干净的鱼鳞用1%的蛋白酶在最适pH和温度条件下水解2.5 h,干燥后800 ℃煅烧4.0 h,得到粒状纳米羟基磷灰石,高温煅烧后孔隙率和表面粗糙程度增加。此方法制备的材料能够促进MG-63细胞的成骨分化和矿化[27]。利用离子液体预处理技术将鲤鱼(Cyprinus carpio)鳞片溶于1-丁基-3-甲基咪唑乙酸盐离子液体中,经过一系列处理成功提取出羟基磷灰石。电镜扫描结果显示提取的羟基磷灰石颗粒具有不同的形态,能量色散X射线光谱仪分析显示钙磷比为1.60,对人类胚胎肾细胞和表皮样癌细胞系显示出良好的生物相容性[4]。
2.1 骨修复材料
Mondal等[28]对南亚野鲮的鳞片进行化学处理合成羟基磷灰石,发现南亚野鲮鳞片合成的羟基磷灰石与纯的羟基磷灰石结构相似,表现出良好的孔隙率与支撑强度,这种结构有利于体内营养物质和生物流体的运输并具有良好的骨传导性。生物细胞毒性分析和MTT法(MTT assay)结果表明,以鱼鳞为来源的羟基磷灰石颗粒对小鼠巨噬细胞RAW细胞无细胞毒作用。组织学分析表明,羟基磷灰石颗粒对细胞有浸润和整合作用,具有良好的生物活性。有利于细胞在羟基磷灰石表面的黏附和增殖。羟基磷灰石表现出的生物相容性、骨相似性、生物活性以及非生物毒性等特点,在骨组织工程中备受关注。鱼鳞中提取的羟基磷灰石还能够与其他高分子材料结合,从而赋予骨支架新的功能。从淡水鱼湄公河原鲃(Probarbus jullieni)的鳞片中提取出富含矿物离子的羟基磷灰石,并与聚乳酸/壳聚糖相互结合,制备出具有良好力学性能和微孔结构的复合支架。体外试验表明,UMR-106细胞贴合情况良好,能够在复合支架表面增殖,并能够提高细胞活力和碱性磷酸酶生物活性[29]。Deb等[30]用NaOH溶液处理南亚野鲮的鳞片后,在1 000 ℃下煅烧3 h,最后采用溶剂浇铸技术成功制备出了羟基磷灰石/聚乙二醇复合骨支架。经过力学测试和电子显微镜扫描分析显示,该复合支架具有一定的机械性能和多孔结构,孔径超过100 μm,这种结构适合骨细胞生长。所研制的支架有希望应用于组织工程和骨折治疗方面。
2.2 牙周修复材料
纳米羟基磷灰石在牙釉质和牙周组织再生等方面具有潜在的应用前景。通过在静电纺丝纳米纤维支架中加入纳米生物玻璃和纳米羟基磷灰石等纳米生物颗粒,可以非常接近地模仿骨骼的细胞外基质。这种支架能够吸附蛋白质,人牙周韧带成纤维细胞和人骨肉瘤细胞能够很好地在支架上吸附和增殖[31]。Wijedasa等[32]分别从大西洋鲑(Salmo salar)和西大西洋笛鲷(Lutjanus campechanus)的鳞片中提取出羟基磷灰石,并将其与功能性纳米肽纤维混合,制备出了一种新的肽基牙周组织再生复合支架。2种不同鱼类鳞片的羟基磷灰石制成的支架均能支持细胞增殖和牙周成纤维细胞的形成。体外试验表明,羟基磷灰石支架形成所使用的鳞片类型对支架的力学性能以及细胞的分化能力起着关键作用,来自鲑鱼鳞片的羟基磷灰石衍生支架表现出了较高的机械强度和抵抗形变的能力,而鲷鱼鳞片的羟基磷灰石支架中的细胞排列更加有序,更有利于成骨细胞的分化和细胞簇的形成。因此,2种支架特别是基于鲷鱼鳞片的支架可能具有用于牙周组织再生的属性[32]。
3 鱼鳞胶原蛋白的应用
胶原,特别是I型胶原作为细胞外基质,在细胞黏附、增殖和细胞生长等方面发挥重要作用。由于鱼鳞胶原蛋白含量较高,来源途径较多,且人畜共患病风险低,鱼鳞胶原蛋白已经成为哺乳动物胶原蛋白合适的替代品[33-34]。鱼鳞中的I型胶原纤维通常由4个相同的亚基组成包括β链、γ链和2个α链(α1和α2),肽链之间通过氢键、共价键、范德华力相互结合形成右旋超螺旋结构[35]。I型胶原蛋白的结构特征是三肽序列(Gly-Xaa-Yaa)n,其中的X和Y分别被脯氨酸(Pro)和羟脯氨酸(Hyp)摄取。I型胶原蛋白的变形温度与Hyp的含量有关,Hyp的含量越高,胶原蛋白的稳定性就越高[36]。胶原蛋白的热稳定性还与鱼体的生理温度有关,热带鱼类的胶原蛋白会具有更高的热稳定性[37]。胶原蛋白是动物体内发现的最丰富的蛋白质,广泛应用于生物医学和药物应用。目前,I型胶原蛋白的主要来源是牛或猪的真皮,但由于疯牛病和口蹄疫等疾病的存在,以此为来源的胶原蛋白和胶原蛋白衍生产品存在风险,这限制了胶原蛋白的开发与应用。来源于南亚野鲮鳞片的胶原蛋白变性温度为36.5 ℃,这与哺乳动物胶原蛋白的变性温度接近,表明鱼鳞可以代替哺乳动物真皮成为更可靠的胶原蛋白来源[38]。I型胶原蛋白已经广泛应用于角膜组织工程、药物运输、皮肤组织再生等材料的应用研究。
3.1 角膜组织工程
角膜是一种再生能力有限的组织。当角膜受损或病变时,角膜移植是最常见的医学治疗方法。目前,人类供体组织是角膜代替的唯一来源,但供体数量稀少。所以开发角膜替代的人工材料是极其重要的。角膜基质由多层组成,各层胶原纤维排列紧密,相互平行,相邻的两层胶原纤维取向呈正交结构。这种高度有序的结构为角膜基质的强度和透明度提供了重要贡献。有学者在硬骨鱼类鱼鳞上发现了类似排列的胶原纤维,这为鱼鳞胶原在角膜工程的应用中提供了理论依据[39]。此外,鱼鳞具有很强的再生能力和较低的人畜共患病风险,是最有希望的代替角膜基质的生物材料。鱼鳞胶原蛋白具有良好的生物相容性、透明性和机械强度,在角膜工程领域展现出巨大的应用潜力[40]。将废弃的鱼鳞进行脱细胞、脱钙处理制成胶原支架。通过电镜扫描发现鱼鳞仍然能够保持天然的三维结构,这种三维结构有利于氧气和营养物质的运输,因此可以实现高密度的细胞接种和铺展[41]。van Essen等[42]利用脱细胞和脱钙的罗非鱼(Oreochromis mossambicus)鱼鳞成功制备了胶原基质支架用于角膜组织工程。体外试验表明,鱼鳞胶原基质对人体角膜上皮细胞和基质细胞无细胞毒性,还能够促进细胞黏附分子的表达。在大鼠皮下植入此角膜基质不会引起炎症或致敏反应。鱼鳞胶原基质支架植入兔角膜后,可保持兔角膜透明,表皮健康,无免疫排斥反应,并且无降解迹象,符合角膜重建的基本条件。鱼鳞胶原基质支架对人角膜内皮细胞无明显细胞毒性,能够维持人角膜内皮细胞的正常形态。因此,鱼鳞衍生胶原支架因其良好的生物相容性可能成为一种很有潜力的角膜组织工程材料[43]。
3.2 软组织工程材料
胶原蛋白是细胞外基质的主要蛋白成分,具有较高的亲水性和抵抗原型等特点[44]。I型胶原蛋白可通过RGD序列(RGD sequence)肽结构与细胞膜上的受体相结合,促进细胞的黏附和增殖。此前的研究中,分别使用猪皮胶原蛋白和鱼鳞胶原蛋白开发了多孔支架,2种支架都对成纤维细胞无毒性。相比于凡士林纱布处理组,2种胶原蛋白支架对烧伤伤口的治疗效果更好,治疗过后在伤口周围没有观察到疤痕,并且鱼鳞胶原支架有更高吸水性透气性,可以提供湿润的创面愈合环境,有利于伤口恢复[45]。Shalaby等[35]从新鲜海鱼鳞片中提取胶原蛋白,除去非胶原蛋白和色素物质。通过抗菌试验发现鱼鳞I型胶原蛋白对金黄色葡萄球菌(ATCC 25,923)、变异链球菌(ATCC 5175)、大肠杆菌(ATCC 25,922)和枯草芽孢杆菌(ATCC 6633)有明显抑制作用,对伤口愈合有积极作用。Pal等[46]从麦瑞加拉鲮鱼(Cirrhinus cirrhosus)鳞片中成功提取了酸溶性和胃蛋白酶溶性的I型胶原蛋白,它们由2条不同的α链(α1和α2)组成,其变性温度接近哺乳动物胶原蛋白变性温度,能够促进细胞生长和增殖,并能迅速愈合皮肤伤口。
目前,基于鱼鳞胶原蛋白的支架在组织再生和皮肤伤口愈合方面有实验性的研究,在生物医学领域得到了广泛的关注。有学者对I型胶原蛋白进行甲基化修饰和1,4-丁二醇二缩水甘油醚(BDE)交联程序来改善鱼鳞的胶原蛋白的物理化学性质,能够提高支架机械稳定性和降解稳定性。小鼠体内试验表明,改性后胶原蛋白支架对细胞、血管和淋巴管具有良好的浸润作用[47]。此外,鱼鳞胶原支架经常与羟丙基甲基纤维素[48]、羧甲基瓜尔胶[49]和硬皮豆提取物[50]等多种合成或天然材料相结合用于皮肤伤口愈合。将鱼鳞胶原蛋白和氨基化羧甲基瓜尔胶通过非共价离子和化学交联结合制备的复合膜表现出良好的机械性能、抗溶胀性、生物相容性,对金黄色葡萄球菌和铜绿假单胞菌具有明显的抑制作用[50]。魚鳞胶原蛋白的开发与利用在软组织工程中显示出很好的应用前景。
3.3 藥物传递系统
鱼鳞胶原蛋白是一种重要的结构蛋白。由于其可靠性、可降解性和细胞黏附性,常被用作医用组织再生的基质材料或作为药物载体用于药物输送系统[51]。Pathan等[48]将鱼鳞胶原蛋白与羟丙基甲基纤维素混合制备纳米水凝胶作为药物递送的载体,可显著延长药物释放时间,提高生物利用度,从而提高药效,促进伤口愈合。此外,鱼鳞胶原蛋白常被制成海绵或薄膜状的伤口敷料用于负载莫匹罗星、头孢他啶等抗菌药物。抗菌试验结果显示,对金黄色葡萄球菌、绿脓杆菌等微生物能做到持续抑制,从而预防皮肤伤口感染[49-50]。
相比于口服给药,经皮给药有着可持续性和可控性等优点,同时避免了肠道代谢,具有更好地顺应性。微针技术已成为一种高效、持久的药物运输手段,在传统经皮给药的方式中具有巨大的应用潜力。有学者以鱼鳞胶原蛋白为基础,经低温压制法制备的水凝胶微针能够承受0.136 N的作用力,足以穿透皮肤。微针在磷酸盐缓冲溶液中的溶胀率为3400%,24 h内药物的释放率为34.5%[52]。目前,鱼鳞胶原蛋白制备的可降解微针可应用于阿司匹林、利多卡因等药物的经皮输送。鱼鳞生物聚合物微针可通过本身的自黏特性提供黏附性能,促进阿司匹林利多卡因等亲脂药物在皮肤中的渗透[51-53]。
4 鱼鳞衍生的其他生物材料
甲壳素是自然界中天然存在的多糖物质,主要存在于甲壳动物(如蟹、虾等)的外骨骼中,也存在于各种昆虫、蠕虫、真菌和蘑菇中。甲壳素是由β-(1-4)糖苷键连接的N-乙酰-D-葡糖胺的聚合物,由于活性基团的存在,吸附容量高,具有抗菌活性,是生物技术工业和组织工程的潜在生物材料。甲壳素还具有良好的生物相容性、生物降解性、生物可吸收性、低免疫原性和促进伤口愈合等特点[54-55]。壳聚糖是甲壳素的脱乙酰衍生物。含有游离氨基酸的壳聚糖常被用作化学废水处理、食品工业和生物医学领域的黏合剂、胶凝剂、增稠剂和稳定剂[54]。鱼鳞作为一种天然物质,也可以用于提取甲壳素和壳聚糖等活性物质。Kumari等[54]利用稀盐酸和氢氧化钠对南亚野鲮的鳞片进行脱矿、脱色和脱乙酰化等常规处理,成功得到了甲壳素和壳聚糖等物质。Rumengan等[55]将鹦嘴鱼(Chlorurus sordidus)和紫红笛鲷(Lutjanus argentimaculatus)的鳞片进行煮沸处理,发现2种鱼鳞中甲壳素的含量高达45%和33%,红外光谱分析进一步表明提取物为典型的海洋甲壳素。
此外,Karimzadeh[56]利用氯化十六烷基吡啶阳离子盐从库图拟鲤(Rutilus frisii kuum)鱼鳞中提取出了糖胺聚糖化合物,其抗凝血性能与人工合成的抗凝血化合物(如肝素)相似。糖胺聚糖的提取率约为23.8 mg/g。抗凝血活性结果表明,鱼鳞中提取的糖胺聚糖通过活化部分凝血活酶从而延长人体血浆的凝血时间。
5 展望
鱼鳞具有高度有序的层次结构,包括有机胶原、多肽、甲壳素和无机羟基磷灰石等生物化合物,可广泛应用于食品、医药、化妆品、化工等行业。鱼鳞表面的微图案结构作为一种外在的机械载荷,适合刺激细胞的各种行为,包括细胞的迁移、增殖和分化,可用于皮肤伤口处理、角膜移植和治疗骨折等方面。同时,高度有序的层次结构赋予其优异的力学性能,使其成为新型生物防护装备发展的理想选择。通过对鱼鳞胶原纤维拉伸、分离、重定向、分层、扭转、剪切、断裂等多种变形机制的深入挖掘,可为设计轻巧、灵活、足够柔性的“装甲”提供启发。与哺乳动物源性胶原相比,鱼鳞源性胶原及其衍生物表现出低熔点、高黏度、高透明度等独特的性质。因此,鱼鳞胶原蛋白及其衍生物作为增稠剂、乳化剂、澄清剂、稳定剂和保湿剂在食品加工和化妆品行业表现出巨大的应用潜力。此外,鱼鳞胶原蛋白及其衍生物具有低抗原性、良好的生物相容性和可降解性,可促进细胞黏附和增殖,为其在伤口敷料、止血剂软组织再生、角膜修复等方面的应用提供了巨大的前景。
参考文献
[1] CHINH N T,MANH V Q,TRUNG V Q,et al.Characterization of collagen derived from tropical freshwater carp fish scale wastes and its amino acid sequence[J].Natural product communications,2019,14(7):1-40.
[2] HOL M,KALVODA J,NOVKOV H,et al.Possibilities of LA-ICP-MS technique for the spatial elemental analysis of the recent fish scales:Line scan vs.depth profiling[J].Applied surface science,2011,257(6):1932-1940.
[3] ZHU D J,ORTEGA C F,MOTAMEDI R,et al.Structure and mechanical performance of a "modern" fish scale[J].Advanced engineering materials,2012,14(4):B185-B194.
[4] MUHAMMAD N,GAO Y N,IQBAL F,et al.Extraction of biocompatible hydroxyapatite from fish scales using novel approach of ionic liquid pretreatment[J].Separation and purification technology,2016,161:129-135.
[5] MUSLIM T,RAHMAN M H,BEGUM H A,et al.Chitosan and carboxymethyl chitosan from fish scales of Labeo rohita[J].Dhaka University journal of science,2013,61(1):145-148.
[6] PALMER L C,NEWCOMB C J,KALTZ S R,et al.Biomimetic systems for hydroxyapatite mineralization inspired by bone and enamel[J].Chemical reviews,2008,108(11):4754-4783.
[7] IKOMA T,KOBAYASHI H,TANAKA J,et al.Microstructure,mechanical,and biomimetic properties of fish scales from Pagrus major[J].Journal of structural biology,2003,142(3):327-333.
[8] FANG Z,WANG Y K,FENG Q L,et al.Hierarchical structure and cytocompatibility of fish scales from Carassius auratus[J].Materials science & engineering:C,2014,43(10):145-152.
[9] CHOU C H,CHEN Y G,LIN C C,et al.Bioabsorbable fish scale for the internal fixation of fracture:A preliminary study[J].Tissue engineering part A,2014,20(17/18):2493-2502.
[10] KARA A,GUNES O C,ALBAYRAK A Z,et al.Fish scale/poly(3-hydroxybutyrate-co-3-hydroxyvalerate)nanofibrous composite scaffolds for bone regeneration[J].Journal of biomaterials applications,2020,34(9):1201-1215.
[11] HAN F,LI T,LI M M,et al.Nano-calcium silicate mineralized fish scale scaffolds for enhancing tendon-bone healing[J].Bioactive materials,2023,20:29-40.
[12] SATAPATHY A,PATNAIK A,PRADHAN M K.A study on processing,characterization and erosion behavior of fish(Labeo-rohita)scale filled epoxy matrix composites[J].Materials & design,2009,30(7):2359-2371.
[13] CHIARATHANAKRIT C,RIYAJAN S A,KAEWTATIP K.Transforming fish scale waste into an efficient filler for starch foam[J].Carbohydrate polymers,2018,188:48-53.
[14] URAL E,KANDIRMAZ E A.Potential of fish scales as a filling material in surface coating of cellulosic paper[J].Journal of applied biomaterials & functional materials,2018,16(1):23-27.
[15] ARADHYULA T V,BIAN D,REDDY A B,et al.Compounding and the mechanical properties of catla fish scales reinforced-polypropylene composite-from biowaste to biomaterial[J].Advanced composite materials,2020,29(2):115-128.
[16] NOURBAKHSH A,ASHORI A,TABRIZI A K.Characterization and biodegradability of polypropylene composites using agricultural residues and waste fish[J].Composites part B:Engineering,2014,56:279-283.
[17] BABU K R,JAYAKUMAR V,BHARATHIRAJA G,et al.Experimental investigation of fish scale reinforced polymer composite[J].Materials today:Proceedings,2020,22(3):416-418.
[18] VIEIRA E F S,CESTARI A R,CARVALHO W A,et al.The use of freshwater fish scale of the species Leporinus elongatus as adsorbent for anionic dyes[J].Journal of thermal analysis & calorimetry,2012,109(3):1407-1412.
[19] TESHALE F,KARTHIKEYAN R,SAHU O.Synthesized bioadsorbent from fish scale for chromium(III)removal[J].Micron,2020,130:1-15.
[20] PAL D,MAITI S K.An approach to counter sediment toxicity by immobilization of heavy metals using waste fish scale derived biosorbent[J].Ecotoxicology and environmental safety,2020,187:1-8.
[21] NIERO G,CORRA A X R,TRIERWEILER G,et al.Using modified fish scale waste from Sardinella brasiliensis as a low-cost adsorbent to remove dyes from textile effluents[J].Journal of environmental science and health,part A,2019,54(11):1083-1090.
[22] STEPNOWSKI P,OLAFSSON G,HELGASON H,et al.Recovery of astaxanthin from seafood wastewater utilizing fish scales waste[J].Chemosphere,2004,54(3):413-417.
[23] CHOWDHURY S,DAS SAHA P,GHOSH U.Fish(Labeo rohita)scales as potential low-cost biosorbent for removal of malachite green from aqueous solutions[J].Bioremediation journal,2012,16(4):235-242.
[24] HO L N,ONG S A,OSMAN H,et al.Enhanced photocatalytic activity of fish scale loaded TiO2 composites under solar light irradiation[J].Journal of environmental sciences,2012,24(6):1142-1148.
[25] LIU H J,CAO Y L,WANG F,et al.Nitrogen-doped hierarchical lamellar porous carbon synthesized from the fish scale as support material for platinum nanoparticle electrocatalyst toward the oxygen reduction reaction[J].ACS applied materials & interfaces,2014,6(2):819-825.
[26] SELVAMANI V,RAVIKUMAR R,SURYANARAYANAN V,et al.Fish scale derived nitrogen doped hierarchical porous carbon-a high rate performing anode for lithium ion cell[J].Electrochimica acta,2015,182:1-10.
[27] HUANG Y C,HSIAO P C,CHAI H J.Hydroxyapatite extracted from fish scale:Effects on MG63 osteoblast-like cells[J].Ceramics international,2011,37(6):1825-1831.
[28] MONDAL S,MONDAL A,MANDAL N,et al.Physico-chemical characterization and biological response of Labeo rohita-derived hydroxyapatite scaffold[J].Bioprocess and biosystems engineering,2014,37(7):1233-1240.
[29] PON-ON W,SUNTORNSARATOON P,CHAROENPHANDHU N,et al.Synthesis and investigations of mineral ions-loaded apatite from fish scale and PLA/chitosan composite for bone scaffolds[J].Materials Letters,2018,221:143-146.
[30] DEB P,DEOGHARE A B,BARUA E.Poly ethylene glycol/fish scale-derived hydroxyapatite composite porous scaffold for bone tissue engineering[J].IOP conference series:Materials science and engineering,2018,377:1-5.
[31] SHALUMON K T,SOWMYA S,SATHISH D,et al.Effect of incorporation of nanoscale bioactive glass and hydroxyapatite in PCL/chitosan nanofibers for bone and periodontal tissue engineering[J].Journal of biomedical nanotechnology,2013,9(3):430-440.
[32] WIJEDASA N P,BROAS S M,DASO R E,et al.Varying fish scale derived hydroxyapatite bound hybrid peptide nanofiber scaffolds for potential applications in periodontal tissue regeneration[J].Materials science and engineering:C,2020,109:1-12.
[33] NORRIS W D,STEELE J G,JOHNSON G,et al.Serum enhancement of human endothelial cell attachment to and spreading on collagens I and IV does not require serum fibronectin or vitronectin[J].Journal of cell science,1990,95(Pt2):255-262.
[34] TERADA M,IZUMI K,OHNUKI H,et al.Construction and characterization of a tissue-engineered oral mucosa equivalent based on a chitosan-fish scale collagen composite[J].Journal of biomedical materials research part B applied biomaterials,2012,100B:1792-1802.
[35] SHALABY M,AGWA M,SAEED H,et al.Fish scale collagen preparation,characterization and its application in wound healing[J].Journal of polymers and the environment,2020,28(1):166-178.
[36] SUTHERLAND T D,PENG Y Y,TRUEMAN H E,et al.A new class of animal collagen masquerading as an insect silk[J].Scientific reports,2013,3:1-6.
[37] PRIVALOV P L.Stability of proteins:Proteins which do not present a single cooperative system[J].Advances in protein chemistry,1982,35:1-104.
[38] PATI F,ADHIKARI B,DHARA S.Isolation and characterization of fish scale collagen of higher thermal stability[J].Bioresource technology,2010,101(10):3737-3742.
[39] TAKAGI Y,URA K.Teleost fish scales:A unique biological model for the fabrication of materials for corneal stroma regeneration[J].Journal of nanoscience and nanotechnology,2007,7(3):757-762.
[40] HSUEH Y J,MA D H K,MA K S C,et al.Extracellular matrix protein coating of processed fish scales improves human corneal endothelial cell adhesion and proliferation[J].Translational vision science & technology,2019,8(3):1-15.
[41] LIN C C,RITCH R,LIN S M,et al.A new fish scale-derived scaffold for corneal regeneration[J].Eur Cell Mater,2010,19:50-57.
[42] VAN ESSEN T H,VAN ZIJL L,POSSEMIERS T,et al.Biocompatibility of a fish scale-derived artificial cornea:Cytotoxicity,cellular adhesion and phenotype,and in vivo immunogenicity.Biomaterials,2016,81:36-45.
[43] PAREKH M,VAN DEN BOGERD B,ZAKARIA N,et al.Fish scale-derived scaffolds for culturing human corneal endothelial cells[J].Stem cells international,2018,2018:1-11.
[44] HUANG S,FU X B.Naturally derived materials-based cell and drug delivery systems in skin regeneration[J].Journal of controlled release,2010,142(2):149-159.
[45] SHI Y F,ZHANG H J,ZHANG X,et al.A comparative study of two porous sponge scaffolds prepared by collagen derived from porcine skin and fish scales as burn wound dressings in a rabbit model[J].Regenerative biomaterials,2020,7(1):63-70.
[46] PAL P,SRIVAS P K,DADHICH P,et al.Accelerating full thickness wound healing using collagen sponge of mrigal fish(Cirrhinus cirrhosus)scale origin[J].International journal of biological macromolecules,2016,93:1507-1518.
[47] WANG J K,YEO K P,CHUN Y Y,et al.Fish scale-derived collagen patch promotes growth of blood and lymphatic vessels in vivo[J].Acta biomaterialia,2017,63:246-260.
[48] PATHAN I B,MUNDE S J,SHELKE S,et al.Curcumin loaded fish scale collagen-HPMC nanogel for wound healing application:Ex-vivo and in-vivo evaluation[J].International journal of polymeric materials and polymeric biomaterials,2019,68(4):165-174.
[49] JANA P,MITRA T,SELVARAJ T K R,et al.Preparation of guar gum scaffold film grafted with ethylenediamine and fish scale collagen,cross-linked with ceftazidime for wound healing application[J].Carbohydrate polymers,2016,153:573-581.
[50] MUTHUKUMAR T,PRABU P,GHOSH K,et al.Fish scale collagen sponge incorporated with Macrotyloma uniflorum plant extract as a possible wound/burn dressing material[J].Colloids & surfaces B biointerfaces,2014,113:207-212.
[51] OLATUNJI O,OLUBOWALE M,OKEREKE C.Microneedle-assisted transdermal delivery of acetylsalicylic acid(aspirin)from biopolymer films extracted from fish scales[J].Polymer bulletin,2018,75(9):4103-4115.
[52] OLATUNJI O,DENLOYE A.Production of hydrogel microneedles from fish scale biopolymer[J].Journal of polymers and the environment,2019,27(6):1252-1258.
[53] MEDHI P,OLATUNJI O,NAYAK A,et al.Lidocaine-loaded fish scale-nanocellulose biopolymer composite microneedles[J].AAPS PharmSciTech,2017,18(5):1488-1494.
[54] KUMARI S,RATH P K.Extraction and characterization of chitin and chitosan from(Labeo rohit)fish scales[J].Procedia materials science,2014,6:482-489.
[55] RUMENGAN I F M,SUPTIJAH P,WULLUR S,et al.Characterization of chitin extracted from fish scales of marine fish species purchased from local markets in North Sulawesi,Indonesia[J].IOP conference series:Earth and environmental science,2017,89:1-5.
[56] KARIMZADEH K.Anticoagulant effects of glycosaminoglycan extracted from fish scales[J].International journal of basic science in medicine,2018,3(2):72-77.