小鼠葡萄糖钳夹技术方法的建立与操作

龚颖芸，付真真，周红文

实验操作指南

小鼠葡萄糖钳夹技术方法的建立与操作

龚颖芸，付真真，周红文

南京医科大学第一附属医院内分泌科，南京 210029

葡萄糖代谢是机体能量代谢的核心，在各个组织器官发挥能量供应及代谢调控作用，胰岛素是机体内唯一的降糖激素。胰岛功能及胰岛素敏感性是影响葡萄糖代谢的关键环节。葡萄糖钳夹技术是评估胰岛素敏感性及胰岛功能的金标准，主要类别包括高胰岛素正糖钳夹、高糖钳夹、高胰岛素低糖钳夹等类型。在小鼠葡萄糖钳夹实验中根据是否麻醉分为麻醉和清醒状态钳夹。本文重点阐述了小鼠葡萄糖钳夹技术方法的建立及操作的具体流程，包括器械耗材的准备、手术操作、钳夹过程及注意事项，旨在为实验室搭建各类小鼠葡萄糖钳夹技术平台提供参考。

高胰岛素正糖钳夹；高糖钳夹；高胰岛素低糖钳夹；胰岛素敏感性；胰岛功能

葡萄糖代谢是机体能量代谢的中心环节，全身各个器官组织中绝大多数细胞依赖葡萄糖供能从而维持正常的生理代谢，甚至对大脑、红细胞而言葡萄糖是唯一的能量来源。正常状态下，血糖水平在多个环节受到调控，包括食物中糖分的直接吸收、其他非糖物质的生糖转换、糖原的分解以及细胞摄取利用葡萄糖产能等，使血糖水平维持在一个精密稳定的范围内。胰岛素作为体内唯一的降糖激素，其含量异常或功能紊乱是血糖代谢失衡的中心环节。1979年，美国Ralph A. DeFronzo教授创立了葡萄糖钳夹技术[1]，该技术广泛应用于基础研究及临床药物研发中，被视为人体研究和动物实验中评估胰岛素敏感性及胰岛功能的金标准。但由于葡萄糖钳夹技术具有操作复杂、耗时长、对操作人员资质及技术要求高等特殊性，限制了其普遍推广。人葡萄糖钳夹技术主要应用于评估胰岛素敏感性及胰岛功能的临床研究中，也可用于评价新型胰岛素制剂的药物代谢动力学及药物效应动力学。本文基于课题组长期积累的实施经验，围绕小鼠模型中清醒和麻醉状态下葡萄糖钳夹技术方法的建立展开介绍。不同类别钳夹技术在一些细节上略有不同，本文将对异同点作详细分类阐述。此外，同位素辅助的小鼠葡萄糖钳夹有助于单独评估各个代谢器官对葡萄糖的摄取及代谢能力，但由于同位素的采购及使用有其特殊要求，导致该方法的使用受到限制，故在此文中不做详细论述。

1 小鼠葡萄糖钳夹的种类及应用

1.1 小鼠高胰岛素正糖钳夹

高胰岛素正糖钳夹技术(又称胰岛素钳夹)，是评估全身胰岛素敏感性的金标准，如配合使用同位素示踪技术可进一步定量评估胰岛素对内源性葡萄糖生成的抑制作用，还可计算各个代谢组织对葡萄糖的利用情况，从而判断基础及胰岛素负荷后肝脏葡萄糖的输出情况，比较胰岛素在肝脏、肌肉、脂肪等代谢器官的敏感性情况，尤其是在基础研究中开展组织特异性葡萄糖代谢的研究工作具有重要价值，但限于同位素相关实验存在技术准入，本文中仅涉及有普遍参考价值的非同位素的高胰岛素正糖钳夹技术。

1.1.1 原理

实验中持续稳定输注外源性人胰岛素达到抑制内源性胰岛素分泌的目的，通过动态调整葡萄糖溶液的输注速率使血糖稳定在目标范围内，依据稳态期葡萄糖输注速率的高低判断小鼠整体对外源性胰岛素的敏感性，即相同外源性胰岛素输注率、达到同样的血糖目标，葡萄糖输注率越高胰岛素敏感性越好。

1.1.2 注意事项

常用人胰岛素作为外源性胰岛素进行输注，输注的速率依据具体研究目的而设定，且受到诸多因素的影响，包括内源生糖情况、实验对象的胰岛素抵抗程度以及重点评估代谢器官组织的种类等。研究表明，外源性胰岛素以0.8mU/kg/min速率输注不能抑制肝脏的葡萄糖输出，而2.5、4、20mU/kg/min的剂量能够充分抑制肝糖输出[2]。此外可设置预实验优化实验条件，如通过腹腔注射的胰岛素耐量实验初步了解胰岛素敏感性情况。因此，如研究关注肝脏胰岛素敏感性，可选用0.8～2.5mU/kg/min作为胰岛素输注剂量，而胰岛素输注率>2.5mU/kg/min主要用于观察外周组织的胰岛素敏感性。钳夹稳态期目标血糖值常设定在空腹基础血糖水平。

1.2 小鼠高糖钳夹

高糖钳夹是评估胰岛分泌功能的金标准，其他简易评估方法包括口服葡萄糖耐量、静脉葡萄糖耐量、HOMA-β指数等。

1.2.1 原理

通过持续输注固定浓度的葡萄糖溶液、调整葡萄糖输注速度使血糖稳定在目标高值，每5～10 min采血测定胰岛素及C肽释放水平，用于评估胰岛素的一相和二相分泌能力。辅以弹丸式注射胰高血糖素或精氨酸[3]可进一步评估最大胰岛分泌功能。

1.2.2 注意事项

葡萄糖起始输注速度以及目标血糖浓度的确定可能会因模型而异。起始可参照文献[4]中类似模型进行，如使用20%的葡萄糖溶液持续输注，目标血糖为20mmol/L左右。

1.3 小鼠高胰岛素低糖钳夹

高胰岛素低糖钳夹是评估机体对抗低糖的反应能力以及下丘脑–垂体–肾上腺功能的金标准。

1.3.1 原理

生理学研究标明，当血糖低于稳态范围会诱发机体一系列对抗血糖降低的机制，相应情况因血糖降低程度、下降速度以及机体基础状态而异。多项研究表明[5～7]，血糖降低至正常范围低限附近时，胰岛素的分泌受到显著抑制，而当血糖进一步下降至3.9mmol/L以下时，一系列升糖激素分泌显著增多，包括胰高血糖素、肾上腺素、生长激素、皮质醇等，而当血糖进一步降低至3.0mmol/L以下时，可能影响认知功能障碍。因此，基于上述低血糖生理反馈调节机制，在高胰岛素低糖钳夹中通过输注16～ 20 mIU/kg/min外源性人胰岛素降低血糖水平，同时通过调整50%葡萄糖溶液输注率使血糖控制在2.5～3.5 mmol/L范围内，目标血糖可根据实验目的而调整，同时在不同时间点采血检测升糖激素水平或评估小鼠神经认知功能。例如研究胰高血糖素的分泌与调控，在2.5mmol/L显著低血糖水平以及3.5 mmol/L轻度低血糖水平均能检测到内源性胰高血糖素的分泌，而在3.5～4.0 mmol/L可检测到稳态期胰高血糖素的阈值[8]。2015年瑞典Ahrén教授团队开发了梯度高胰岛素低糖钳夹实验方案，即目标血糖设置在2.5、3.5、4.5、6.0mmol/L等不同阶梯水平，用于评估不同血糖下胰高血糖素的分泌情况[8]。

1.3.2 注意事项

考虑到清醒状态下小鼠可能会发生应激，导致血糖波动，有研究团队采用麻醉状态下的高胰岛素低糖钳夹[8,9]，但是也有学者认为，麻醉剂可能会影响到机体对低血糖的响应。总体而言，目前业界认为清醒状态下的小鼠高胰岛素低糖钳夹是理想的评估机体对抗低血糖反应的模型。

2 仪器与材料

2.1 手术器械及耗材

体视显微镜(图1A)、眼科剪、眼科镊、显微剪、显微镊、动脉夹、6-0丝线。

2.2 钳夹器械

HARVARD微量注射泵，购自于美国Harvard Bioscience公司(图1, A和B)；RWD小动物麻醉机，购自于深圳市瑞沃德生命科技有限公司(图1B)。

2.3 管路耗材

硅胶管，内部直径0.3mm (Fisher Scientific, #11-189-14)；硅胶管，内部直径0.5 mm (Fisher Scientific，#11-189-15A)；硅胶管，内部直径1.47mm (Fisher Scientific，#11-189-15E)；

PE管，内部直径0.28mm，PE-10 (Fisher Scientific, #14-170-12P)；PE管，内部直径0.38mm，PE-20 (Fisher Scientific, #14-170-12A)。

2.4 其他试剂耗材

0.9%无菌生理盐水、肝素钠注射液、戊巴比妥钠、异氟烷、重组人胰岛素注射液(优泌林R)、葡萄糖注射液、脱毛膏、青霉素、无菌棉球、血糖仪、离心机、电热毯、BD无菌注射器等。

3 手术方法

为了建立双通路系统，分别对小鼠颈总动脉及颈静脉进行置管，实现动脉侧采血、静脉侧输液，从而满足不同钳夹实验设定的要求。其中，麻醉状态钳夹可于手术后开展，清醒状态钳夹需要将双侧腹侧面置管经皮下隧道至颈背部的Mouse Antenna for Sampling Access (MASA)装置固定，同时缝合颈部切口，待术后5～7天小鼠创面愈合、体重回升后进行清醒状态钳夹。

动静脉置管法具有采血质量高不易溶血、小鼠应激少等优点，但因手术复杂、死亡率高、置管堵管风险高等缺点对操作者及实验投入有很高的要求。简化版可采取颈静脉置管输液、尾静脉采血，但有研究表明小鼠清醒状态下从尾静脉单次采血100 μL以上明显增加小鼠体内儿茶酚胺物质含量[2]。

图1 南京医科大学第一附属医院内分泌科小鼠葡萄糖钳夹平台设置及操作实况

A：手术用体式显微镜、Harvard微量注射泵、离心机等仪器设备；B：RWD小动物麻醉机；C：动静脉置管术中，体视显微镜及显微镊；D：充分游离的颈动脉；E：术后恢复正常进食中的小鼠；F：小鼠清醒状态钳夹颈背部用于采血输液的MASA装置；G：小鼠清醒状态钳夹实验中。

3.1 术前准备

3.1.1 导管制备及其他准备工作

将手术器械或耗材进行高温高压消毒，保证手术环境无菌。

准备合适长度、数目的耗材，并充分肝素化。

静脉导管：取长6cm内径0.3mm硅胶管，在距离前端1.2cm处套一段长0.2cm的内径0.5mm硅胶管，前端修剪为带50°～75°坡度的尖端，75%乙醇浸泡30 min以上，200U/mL肝素钠充满、不锈钢针芯封闭备用。

动脉导管：取长5cm内径0.5 mm硅胶管，前端插入长1.2cm PE-10导管，修剪尖端，75%乙醇浸泡30 min以上，200U/mL肝素钠充满、不锈钢针芯封闭备用。

3.1.2 麻醉

8～20周适龄小鼠，年龄过小过大或其他发育异常情况可能增加手术及钳夹过程失败风险。使用60 mg/kg戊巴比妥钠腹腔注射或异氟烷吸入麻醉小鼠，必要时术中辅以镇痛药物。

3.1.3 脱毛消毒

将小鼠固定于体式显微镜下，四肢胶布固定，头后仰位，暴露颈部置管术区，提前规划手术创口，使用脱毛膏对周围范围进行脱毛处理，使用碘伏对术区进行消毒并使用酒精脱碘。

3.1.4 人员准备

术者进行手卫生、穿干净工作服、戴无菌手套进入无菌区域操作。

3.2 手术流程

3.2.1 手术切口

小鼠仰卧位头对术者，颈部充分暴露，根据术者习惯选取动脉置管侧及静脉置管侧，以下描述选取小鼠左侧颈总动脉置入动脉插管、右侧颈静脉作为静脉插管(图1C)。

动脉置管切口：取颈部正中偏左侧3 mm行一长约5～6mm与纵轴平行切口。

静脉置管切口：取可见浅表颈静脉分支处行一长约4～5mm切口。

3.2.2 分离血管

为了充分暴露，避免损伤周围解剖结构(尤其是伴行神经)，要逐层分离血管周围结构，使用无齿显微镊游离血管约1～1.5 cm，保证足够的操作置管区域。

颈总动脉的分离：剪开皮肤后掀开颌下腺，从气管旁间隙向左下颈部肌群肌腱背侧寻见颈总动脉血管鞘，钝头无齿显微血管钳钝性分离血脉及周围结构，尤其避免牵拉伴行的迷走神经，避免扯断小动脉分支(图1D)。

颈静脉的分离：静脉血管壁薄弹性弱，轻轻分离其与周围结缔组织，避免对血管的直接划压，容易形成假腔甚至撕裂。

3.2.3 结扎、穿刺、置管

颈总动脉置管：选取小鼠左侧颈总动脉(图2)，在游离段下放置用于结扎丝线，头端结扎，近心端打活结，动脉夹在游离段的近心端夹闭血流，左手使用显微镊辅助提起游离段，注意不扭曲翻转血管，并保持合适的张力，使用显微剪在中段稍偏头侧剪一不超过周径2/3的口子，顺势将准备好的动脉插管置入并向近心端推送，注意避免插管与血管平行避免尖端对血管壁的损伤，妥善将置管与血管及周围组织固定，结扎颈总动脉的远心端，松开动脉夹后可见搏动的血液液面，插入动脉导管，再次结扎头端与近心端，固定导管，可使用含肝素的生理盐水少量推注润洗，避免堵管。局部创面注意保湿减少挥发或缝合。

颈静脉置管：选取小鼠右侧颈静脉(图2)，结扎、穿刺、置管基本同上述操作，无需准备动脉夹，尤其注意静脉血管壁薄扁平易塌陷，减少置管的试探次数，置管时保证深度，降低固定时滑脱可能。妥善固定、润洗管道后注意局部创面注意保湿减少挥发或缝合。

图2 小鼠动静脉置管及葡萄糖钳夹配置示意图

示意图在www.BioRender.com网站绘制导出。

3.2.4 固定装置配置

此步骤仅适用于清醒状态小鼠钳夹实验，将置入并固定的动静脉置管在腹侧颈部预留一定长度、其余经皮下隧道汇集至背侧颈部与MASA装置相连，梳理导管使得动脉导管在左侧、静脉导管在右侧。固定于不易被小鼠碰触破坏的颈项部，保证用含肝素生理盐水充分润洗，避免堵管。后续钳夹经由与MASA装置相连而完成输液及采样(图1F)。

3.3 术后注意事项

3.3.1 术后状态检查

用于麻醉状态钳夹的小鼠，置管术后检查通过后即可开展钳夹实验，置管状态关系到实验过程是否顺利、结果是否稳定可靠。

手术切口：局部是否渗血，如有需要及时结扎或压迫止血；局部创面覆盖蘸有生理盐水的棉球，可降低创面蒸发引起的失水。循环容量的显著丢失将直接影响钳夹实验，必要时需考虑回输异体小鼠全血。

管路情况：检查置管是否固定妥当，管路内充分肝素化，对于后续实验的顺利进行至关重要。

麻醉状态：如有条件，建议使用气体麻醉方式维持钳夹实验过程中的麻醉深度，苏醒、疼痛、挣扎等均会影响小鼠状态从而影响整体结果。此外，麻醉状态过深对于实验结果的判断也有影响。

对于清醒状态钳夹，整个术后状态的检查延续至正式钳夹实验前，通常1周左右。

3.3.2 保温与麻醉复苏

术后注意使用加热垫对小鼠所在笼盒进行保温，腹部朝下，注意避免小鼠过热，垫料中可酌情加入棉球、碎纸等保温材料，小鼠可自如活动后及时将笼盒从加热垫上取下。

如预计小鼠麻醉复苏时间较长，需定期巡视查看小鼠呼吸心率是否正常、手术区域是否有渗血。

如判断短期内无法正常获得常规饲料槽内固体饲料的，可在垫料上放置少量软食保证摄入。同时仔细检查水瓶防止意外出现渗漏致使小鼠失温损失。

3.3.3 小鼠状态检查

关注小鼠摄食进水情况、监测体重变化是评估小鼠状态直接、简便的办法。每日评估内容包括：

体重监测：术后体重下降是正常现象，常在术后第3天达到低谷，术后5～7天能基本恢复到术前体重；

感染征象：检查手术切口局部的愈合情况，是否有红肿、渗出、化脓等迹象；

疼痛征象：有无蜷缩、毛发零乱等情况，必要时考虑辅助镇痛药物，同时密切评估有无感染；

窒息征象：因手术操作涉及颈部，如损伤周围神经或局部渗出压迫，可影响小鼠呼吸而致命；

卒中征象：因动脉置管结扎了一次颈动脉，如对侧供血不能完全代偿，可出现脑卒中表现，如提起鼠尾小鼠转圈、活动迟缓、爬行姿势异常或明显单侧肢体运动受限等，应尽早确认后弃用。

3.3.4 置管的检查与维护

管路的检查与维护对于最后实验的进行至关重要，主要检查是否妥善固定在位、是否通畅、是否完整。

动静脉置管及MASA装置的固定：动静脉置管局部通过缝合线固定于血管及周围组织，避免局部渗血、渗液及置管脱落，尤其是实验中反复采血对动脉置管有牵拉可能，如固定松动增加置管滑出风险。MASA装置通过生物粘合剂粘在小鼠颈背部，是实验过程中重要的输液及采样枢纽，因外露于小鼠体外，需注意小鼠异常搔抓破坏、啃食等可能。

管路通畅性检查：为了保证置管通畅性，需定期使用肝素生理盐水冲刷管路，测试采血和输液能否正常进行，保证管道中不积存血液增加堵管风险。

管路完整性检查：实验中MASA后外露管道需进一步延长与仪器相连，如存在损伤渗漏，会导致钳夹实验无法正常开展。密切检查关注，及时处理干预，对于保证管路完整性至关重要。可稍增加MASA后外露管道长度，便于如发生管道损伤渗漏，可通过截去损伤部位而继续开展实验，但预留的管路不宜过长，否则增加小鼠啃食、玩耍、破坏的可能。

4 操作流程及应急方案

4.1 操作流程

不同类型的钳夹流程类似，下述以高胰岛素正糖钳夹为例(图1G，图2)。

(1)小鼠提前5h禁食不禁饮，如为玉米芯垫料需同样弃去，更换为刨花垫料。

(2)葡萄糖溶液及胰岛素稀释液：选用20%葡萄糖溶液；为避免胰岛素吸附于注射器及管路管壁，添加3%小鼠血浆或BSA用于结合稳定胰岛素，提高胰岛素浓度的均一性。

(3)无论是麻醉状态或清醒状态，确认管路完整后将微量泵输液端与静脉导管连接，如有回血及时用含50U/mL肝素的无菌生理盐水冲洗，避免堵管，将连接1mL注射器的延长管与动脉导管连接，使用试管架保证注射器尖端朝下，并预充如有回血及时用含50U/mL肝素的无菌生理盐水。动脉导管端为采血端，每次抽取200 μL液体进入注射器，使得管路中预充的肝素被完全抽取至注射器中，从而保证采样端小鼠血液未被肝素稀释，采样结束后连接回输注射器中的血液，并保证管路肝素化。

(4)实验开始前留取约50 μL全血用于分离血清测定胰岛素水平，同时血糖仪测定基础血糖，此时记录为0min，即刻开始输注胰岛素与葡萄糖溶液。

(5)每5min在动脉导管端测定血糖一次，根据血糖水平调整微量泵设定的葡萄糖输注率，使得血糖达到目标值范围，一般为4.5～5.5mmol/L或对应的空腹血糖水平。因外源性胰岛素的输注，在实验开始阶段葡萄糖输注率有一明显的爬升，又受到全身胰岛素敏感性的影响，坚持适量调整尽早达到稳态的原则，一般整个高胰岛素正糖钳夹进行120min，在80min左右达到稳态期，保证最后平台期稳定时间在30min以上，一般在90min和120min分别留取50 μL全血进行血清胰岛素的测定。

(6)使用实验最后30min即90～120min的平均葡萄糖输注率作为评估胰岛素敏感性的重要指标。

4.2 应急方案

4.2.1 堵管

发生堵管时首先检查小鼠状态，其次检查管路状态，是否存在挤压打折或液体输注故障。对于静脉管路，可尝试在不脱落的前提下适当回退，再次尝试输液是否通畅，有时可能由于导管头端贴紧血管壁而发生输液不长，回退可能有助于再次输液。对于动脉管路，观察管路中是否存在随心搏的血液界面起伏，检验是否因为注射器内部堵塞，如为后者及时更换。如判断静脉和动脉管路存在栓塞可能，小心使用含肝素溶液进行小幅度冲洗，一部分情况可恢复正常输液或采血。对于清醒状态钳夹术后管路维护，推荐使用50U/mL肝素溶液冲管，并以80%丙三醇+300U/mL肝素溶液封管，对于预防堵管(尤其动脉导管)有明显改善。

4.2.2 渗血脱管失血

尤其是清醒状态下的钳夹，如因小鼠过度活动导致局部渗血、导管脱落、甚至小鼠明显失血的，第一时间找到事故点进行止血修复，尝试是否能够重新连接管路恢复实验，若存在明显失血但小鼠尚可进行后续实验的，可尝试输注小鼠异体红细胞血液纠正失血状态。若预计小鼠无法耐受后续实验的，尽早根据动物福利规定终止实验并进行安乐死。

4.2.3 麻醉状态过程中苏醒

置管过程中熟练的手术操作对于增加成功率尤为重要，如小鼠有苏醒征象可酌情进行补给麻醉药品。异氟烷吸入麻醉有诱导时间短、苏醒快的特点，推荐使用，且用量可实时控制。戊巴比妥钠及异氟烷对血糖无明显影响。

5 结语

糖代谢研究中尤其重视胰岛素敏感性或胰岛功能的精准评估，高胰岛素正糖钳夹、高糖钳夹和低糖钳夹分别作为评估胰岛素敏感性、胰岛功能及低血糖反馈的金标准。与此同时，小鼠作为重要的模式动物，在小鼠中构建上述钳夹技术平台对于推动相关代谢基础研究、促成高质量研究成果具有重要意义。然而，这些技术平台的建立对于人员技术水准、仪器设备支撑具有相当高的要求。因此，简述方法建立过程、梳理操作流程、对重点细节内容进行要点提示具有重要意义。本文总结了小鼠葡萄糖钳夹方法的建立与操作，为其他团队移植或更新小鼠葡萄糖钳夹方法提供了参考。本文首先归纳总结了三类常用小鼠葡萄糖钳夹技术，从核心技术原理出发延伸到具体应用，罗列了平台建设所需仪器设备及耗材，随后重点阐述了小鼠动静脉置管的手术方法以及钳夹操作规程。为了提升实验指南的可读性和可操作性，特别增加了注意事项要点和应急方案处置。

综上所述，本文就小鼠葡萄糖钳夹尤其是清醒状态钳夹技术的建立与操作提供了详细的操作流程与注意事项，为小鼠实验研究中胰岛素敏感性及胰岛功能的精准评估提供了一种可操作方案。

感谢美国Vanderbilt-NIDDK小鼠代谢表型中心在小鼠钳夹技能培训方面给予的技术和理论指导。感谢北京军事医学院科学院王莉莉教授团队在小鼠颈动脉置管技术方面的指导。

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Establishment and operation of glucose clamp technique in mice

Yingyun Gong, Zhenzhen Fu, Hongwen Zhou

Glucose metabolism plays a central role in energy supply and metabolism regulation in various tissues and organs. Besides, insulin is the sole hormone lowering blood glucose in the body, and islet function and insulin sensitivity are the key steps modulating glucose metabolism. Since the development of glucose clamp technology, it has been recognized as the gold standard for evaluating insulin metabolism. The main categories include hyperinsulinemia-euglycemia clamp, hyperglycemia clamp, and hyperinsulinemia-hypoglycemia clamp. These can be done on either anesthetized mice or conscious and unrestricted mice. This protocol focuses on the establishment and operation of the mouse glucose clamp technique, including preparation of instrument consumables, surgical operations, clamping procedures, and precautions, serving as reference and guidance.

hyperinsulinemia-euglycemia clamp; hyperglycemia clamp; hyperinsulinemia-hypoglycemia clamp; insulin sensitivity; beta-cell function

2022-07-26;

2022-08-16;

2022-10-03

国家自然科学基金项目(编号：31900832，82170882)，江苏省科技厅基础研究计划(编号：BK20191074)资助[Supported by the National Natural Science Foundation of China (Nos. 31900832, 82170882), the Basic Research Project of Jiangsu Science and Technology Office (No. BK20191074)

龚颖芸，博士，主治医师，研究方向：肝脏的糖脂代谢调控。E-mail: gongyingyun@njmu.edu.cn

付真真，博士，主治医师，研究方向：肥胖与胰岛素敏感性。E-mail: zhenzhen1127@foxmail.com

龚颖芸和付真真并列第一作者。

周红文，博士，主任医师/教授，研究方向：肥胖及糖脂代谢疾病。E-mail: drhongwenzhou@njmu.edu.cn

10.16288/j.yczz.22-252

(责任编委: 陈帅)