miR-1-5p修饰的脐带间充质干细胞对MRL/lpr狼疮小鼠的治疗作用研究①

胡明智 丁丽丽 张晶莹 庞春艳 张 伟 王永福 孙晓林

（包头医学院第一附属医院风湿免疫科，包头 014010）

系统性红斑狼疮（systemic lupus erythematosus，SLE）是一种以血清中出现抗核抗体为代表的多种自身抗体和全身多系统受累为主要临床特征的慢性自身免疫性疾病［1］。目前SLE 的发病机制尚不完全清楚，有研究证实辅助性T 细胞17（T helper cell 17，Th17）和调节性 T 细胞（regulatory T cells，Tregs）以及辅助性T细胞1（T helper cell 1，Th1）和辅助性T细胞2（T helper cell 2，Th2）比例失衡在SLE 的发展中起着至关重要的作用［2-4］。糖皮质激素及免疫抑制剂是SLE 传统治疗手段，虽然能控制多数患者的病情并改善预后，但关于疗效与安全性一直存在争议。近年来，关于MSCs治疗SLE的研究取得很大进展。MSCs 具有多向分化、低免疫原性、促进组织损伤修复、免疫调节等特点［5］。但有研究提示MSCs在宿主内的移植存活率较低，其在宿主内的组织修复和免疫调节功能会受到影响。对MSCs 进行基因修饰，可以提高MSCs 的存活率、增殖率以及促再生能力，有利于MSCs 在宿主内更有效地发挥组织修复和免疫调节作用［6］。miRNA 属于非编码小分子RNA，目前已发现多种miRNA 在自身免疫性疾病中异常表达，其中miR-1 在多发性肌炎中呈低表达［7］。有研究发现miR-1-3p 通过作用于靶基因影响多发性硬化患者 Th17 细胞的分化［8］。TIAN 等［9］在一篇关于急性期哮喘患儿外周血炎症因子表达的研究中指出，miR-1可能通过直接或间接改变Th1/Th2细胞的平衡，从而影响相关细胞因子的表达并在炎症过程中发挥作用。狼疮性肾炎（lupus nephritis，LN）是SLE 的常见并发症，免疫细胞浸润分析显示肾小球内单核细胞增多，肾小管间质巨噬细胞增多，有研究表明miR-1能显著抑制C-C基序趋化因子配体5和C-X-C 基序趋化因子配体10 等细胞因子诱导的单核细胞迁移［10-11］。因此，本研究利用hsa-miR-1-5p mimic转染脐带间充质干细胞（umbilical cord-mesen‑chymal stem cells，UC-MSCs），经尾静脉移植治疗MRL/lpr SLE模型小鼠，探讨miR-1-5p修饰的UC-MSCs对MRL/lpr小鼠的治疗作用机制。

1 材料与方法

1.1 材料

1.1.1 实验材料 新生儿脐带由包头医学院第一附属医院妇产科提供，足月顺产或剖宫产健康产妇，经患者知情同意。选取包头医学院第一附属医院风湿免疫科处于疾病活动期、年龄性别相匹配的20~60岁SLE患者和健康体检者各26例，SLE的诊断均符合美国风湿病学会ACR 1997 年推荐的SLE 分类标准。所有患者经过知情同意后获取外周血标本，该研究经包头医学院第一附属医院医学伦理委员会批准。

1.1.2 实验动物 SPF 级MRL/lpr SLE 模型小鼠15 只，雌性，6~8 周龄，购自江苏集萃药康生物科技有限公司，16~18周龄时用于实验，体质量约20 g。

1.1.3 主要试剂 DMEM/F12 培养基、OPTI 培养基、胎牛血清、双抗、胰蛋白酶、磷酸盐缓冲液购自美国 Gibco 公司；mirVanaTMmiRNA mimic、miR-1 Positive Control、FAM3TMDye-Labeled Pre-miR Nega‑tive Control#1、LipofectamineⓇRNAiMAX Reagent、Trizol Reagent 购自 Themor Fisher 公司；佛波酯/离子霉素混合物［PMA/Ionomycin mixture（250×）］、布雷非德菌素A/莫能霉素混合物［BFA/Monensin Mixture（250×）］购自联科生物；Mouse Th17/Treg Phenotyp‑ing Kit 试剂盒、FITC Rat Anti-Mouse CD4、PE Rat Anti-Mouse IFN-γ、APC Rat Anti-Mouse IL-4 购自 BD公司；细胞内固定和破膜缓冲液组合购自eBioscience公司；miRNA第一链cDNA合成（茎环法）试剂盒购自上海生工；RT-PCR Kit试剂盒、SYBR Green Realtime PCR Master Mix 购自东洋纺生物科技有限公司；定量PCR反应扩增仪（ABI公司）。

1.2 方法

1.2.1 实时荧光定量PCR 检测 用TRIzol 试剂获取细胞总RNA，检测miR-1-5p 在SLE 患者、健康人群PBMCs 中的表达，使用miRNA 第一链cDNA 合成（茎环法）试剂盒将RNA 反转录为cDNA，用特异引物和SYBR Green Realtime PCR Master Mix 试剂盒于定量PCR 反应扩增仪进行定量检测，最后结果以2−ΔΔCt分析 miR-1-5p 的相对表达。miR-1-5p 基因引物序列如下，正向：5'-GCGCGCGACATACTTCTT‑TATAT-3'；反向：5'-GTCGTATCCAGTGCAGGGTCC‑GA-3'。内参U6 基因引物序列如下，正向：5'-AGAGAAGATTAGCATGGCCCCTG-3'；反向：5'-GTCG‑TATCCAGTGCAGGGTCCGA-3'。

1.2.2 UC-MSCs 的分离培养 无菌条件下，取健康足月顺产或剖宫产新生儿脐带组织，在超净台内用含两性霉素B 的PBS 反复洗涤去除残血，并剔除脐动静脉，留下Wharton 胶样组织。用组织剪将其剪碎至1 mm3大小，接种于含有DMEM/F12（含体积分数为10%胎牛血清，1%双抗）培养基的培养皿中，置于37 ℃、体积分数为5%CO2孵箱内培养，每3~4 d 换液1 次，待细胞长至90%融合时，胰蛋白酶消化传代培养，取2代UC-MSCs用于后续实验。

1.2.3 细胞转染 取第2 代UC-MSCs 接种于6 孔板，待细胞融合至60%~80%进行转染，转染前用OPTI 培 养 基 润 洗 2 遍 ，将 9 µl LipofectamineⓇRNAiMAX Reagent 和150 µl OPTI 培养基混合稀释，30 pmol 的 miRNA mimic 和 150 µl OPTI 培养基混合稀释，将稀释后的miRNA 加入稀释后的Lipo‑fectamineⓇRNAiMAX Reagent（1∶1 比例），室温孵育5 min，每孔加入250 µl 的RNA-脂质体混合物，转染48 h进行后续实验。

1.2.4 动物治疗 小鼠随机分为5 组：MRL/lpr 狼疮小鼠未处理组（Control 组）、PBS 治疗组（PBS 组）、UC-MSCs 治疗组（UC-MSCs 组）、miRNA negative control转染UC-MSCs治疗组（UC-MSCs+miR-NC组）、miR-1-5p转染UC-MSCs治疗组（UC-MSCs+miR-1组），每组3 只。16~18 周龄时开始治疗，尾静脉注射UC-MSCs，每次注射的细胞数为1×106个/100 µl，每周1 次，共治疗5 次，PBS 组尾静脉给予等体积的PBS，治疗结束1周后处死所有小鼠进行下一步实验分析。

1.2.5 HE 染色 取小鼠肾脏和肺脏，PBS 清洗，用4%多聚甲醛固定24 h，石蜡包埋切片后进行苏木素-伊红染色，中性树胶封存，光学显微镜下观察肾脏和肺脏的病理变化。

1.2.6 ELISA 检测 用4%水合氯醛麻醉小鼠，0.2 ml/20 g 腹腔注射，麻醉过程中进行心脏采血，4 000 r/min，离心10 min，获取血清，ELISA 试剂盒测定小鼠血清中IL-10 浓度，加样后37 ℃温育30 min，洗涤，加入酶标试剂，再次温育、洗涤，加入显色剂，轻轻振荡混匀，37 ℃避光显色10 min，加入终止液终止反应，酶标仪测定450 nm 波长的吸光度（OD值），绘制标准曲线，根据标准曲线计算各组IL-10的浓度。

1.2.7 流式细胞术检测小鼠胸腺T 淋巴细胞亚群的分化情况 处死小鼠后摘取胸腺组织，用含1%双抗的PBS 清洗，移至超净工作台，置于细胞筛研磨，用 PBS 冲洗过筛，1 600 r/min，离心 5 min，弃上清，用1640 完全培养基重悬细胞置于6 孔板中培养，加入12.5 µg/ml 的PMA 和1 mg/ml 的BFA，置于37 ℃、5%CO2培养箱中培养8~10 h，收集细胞。CD4单抗对细胞表面进行标记染色，4 ℃避光孵育30 min；DPBS 洗涤1 次离心弃上清，加入固定破膜液并涡旋混匀，4 ℃避光孵育30 min，加入透化液，1 300 r/min 离心5 min，弃上清；在剩余体积的透化液中重悬沉淀，分别加入1 µl Foxp3、IL-17A、IFN-γ、IL-4单抗进行胞内标记染色，室温避光孵育30 min；加入透化液，1 300 r/min 离心5 min 弃上清，将细胞重悬于400 µl 流式细胞术染色液中，上机检测T 淋巴细胞亚群的分化情况。

1.3 统计学处理 使用SPSS23.0统计软件进行数据分析，符合正态分布的数据用表示，各组间比较采用单因素方差分析（ANOVA），组间多重比较用LSD-t法和塔姆黑尼法，P<0.05 为差异有统计学意义。

2 结果

2.1 miR-1-5p 在 SLE 患者 PBMCs 中的表达下调收集年龄和性别相匹配的26 例SLE 患者和26 例健康对照人群的PBMCs，采用qRT-PCR 检测miR-1-5p的表达，结果显示：miR-1-5p 在 SLE 患者 PBMCs 中的表达显著低于健康对照人群（P<0.05），见图1。

图1 SLE患者和健康对照人群PBMCs中miR-1-5p的表达Fig.1 Expression of miR-1-5p in PBMCs isolated from SLE and healthy control subjects

2.2 miR-1-5p 修饰的 UC-MSCs 对 MRL/lpr 小鼠肾组织和肺组织病理学变化的影响

2.2.1 HE 染色观察各组小鼠肾脏病理变化 结果如图2 可见，Control 组小鼠有明显的炎症细胞浸润、微血栓出现。与Control组相比，UC-MSCs+miR-1组病理表现得到明显缓解，间质炎症细胞浸润、微血栓明显减少。

图2 miR-1-5p 修饰的 UC-MSCs 对 MRL/lpr 小鼠肾组织病理学变化的影响Fig.2 Effects of miR-1-5p modified UC-MSCs on renal tissue pathology of MRL/lpr mice

2.2.2 HE 染色观察各组小鼠肺脏病理变化 结果如图3 可见，Control 组小鼠肺组织出现典型的间质性肺炎改变，表现为肺间质内血管充血水肿及炎症细胞浸润，部分肺组织发生实变。与Control 组相比，UC-MSCs+miR-1 组炎症反应得到明显缓解，肺间质血管充血水肿、肺实变明显减轻，炎症细胞浸润明显减少。

图3 miR-1-5p 修饰的 UC-MSCs 对 MRL/lpr 小鼠肺组织病理学变化的影响Fig.3 Effects of miR-1-5p modified UC-MSCs on lung tissue pathology of MRL/lpr mice

2.3 miR-1-5p 修饰的 UC-MSCs 对 MRL/lpr 小鼠脾脏的影响 研究miR-1-5p 修饰的UC-MSCs 对MRL/lpr 小鼠脾脏肿大的抑制作用，如图4 所示，与未处理组相比，miR-1-5p 转染UC-MSCs 治疗组脾脏肿大程度显著减轻。

图4 MRL/lpr小鼠脾脏的代表性图片Fig.4 Representative pictures of spleen in MRL/lpr mice

2.4 miR-1-5p 修饰的 UC-MSCs 对 MRL/lpr 小鼠血清中IL-10 表达水平的影响 ELISA 检测各组小鼠血清中IL-10 表达水平，结果如图5 所示，miR-1-5p转染UC-MSCs 治疗组的血清IL-10 水平显著高于未处理组MRL/lpr小鼠，差异有统计学意义（P<0.05）。

图5 各组MRL/lpr小鼠血清中IL-10的水平（，n=3）Fig.5 Levels of IL-10 in serum of MRL/lpr mice in each group（，n=3）

2.5 流式细胞术检测miR-1-5p 修饰UC-MSCs 对MRL/lpr 小鼠T 淋巴细胞亚群分化的影响 通过流式细胞术检测治疗后各组小鼠胸腺Th17、Treg、Th1、Th2 细胞的分化情况及 Th17/Treg、Th1/Th2 细胞比例的变化。

2.5.1 各组小鼠胸腺Th17细胞的分化情况 Th17细胞流式检测结果见图6，Th17 细胞占CD4+T 细胞的百分比见表1。由表1 可见：UC-MSCs+miR-1 组、UC-MSCs+miR-NC 组、UC-MSCs 组、PBS 组分别与Control 组进行组间比较，差异均无统计学意义（P>0.05）。

图6 各组MRL/lpr小鼠胸腺淋巴细胞Th17细胞流式检测图Fig.6 Flow cytometric analysis of Th17 cells in thymus of MRL/lpr mice in each group

2.5.2 各组小鼠胸腺Treg 的分化情况 Treg 流式检测结果见图7，Treg占CD4+T细胞的百分比见表1。由表 1 可见：与 Control 组相比，UC-MSCs+miR-1 组Treg 占CD4+T 细胞的百分比显著升高，差异有统计学意义（P<0.05）。UC-MSCs+miR-1 组 Treg 占 CD4+T 细胞的百分比也显著高于PBS 组、UC-MSCs 组、UC-MSCs+miR-NC 组，差异均有统计学意义（P<0.05）。

图7 各组MRL/lpr小鼠胸腺淋巴细胞Treg流式检测图Fig.7 Flow cytometric analysis of Treg in thymus of MRL/lpr mice in each group

2.5.3 各组Th17/Treg 由表1 可见：UC-MSCs+miR-1 组、UC-MSCs+miR-NC 组、UC-MSCs 组、PBS 组分别与Control组进行组间比较，Th17/Treg差异均无统计学意义（P>0.05）。

表1 各组MRL/lpr小鼠胸腺Th17、Treg的分化情况及细胞比例的变化（，n=3）Tab.1 Differentiation of Th17 and Treg and changes in cell proportions in thymus of MRL/lpr mice in each group（，n=3）

表1 各组MRL/lpr小鼠胸腺Th17、Treg的分化情况及细胞比例的变化（，n=3）Tab.1 Differentiation of Th17 and Treg and changes in cell proportions in thymus of MRL/lpr mice in each group（，n=3）

Note：Compared with control group，1）P<0.05；compared with PBS group，2）P<0.05.

F P 0.753 0.084 0.270 Indexes Th17 Treg Th17/Treg Control 21.27±6.19 2.27±0.55 9.32±0.54 PBS 15.00±2.61 1.97±0.84 9.03±5.08 UC-MSCs 21.37±8.27 3.07±1.59 7.27±0.90 UC-MSCs+miR-NC 23.73±11.40 2.93±2.15 11.22±6.41 UC-MSCs+miR-1 21.23±9.60 6.70±3.341）2）3.96±2.45 0.476 2.821 1.515

2.5.4 各组小鼠胸腺Th1 细胞的分化情况 Th1细胞流式检测结果见图8，Th1 细胞占CD4+T 细胞的百分比见表2。由表2 可见：UC-MSCs+miR-1 组、UC-MSCs+miR-NC 组、UC-MSCs 组、PBS 组分别与Control 组进行组间比较，差异均无统计学意义（P>0.05）。

图8 各组MRL/lpr小鼠胸腺淋巴细胞Th1细胞流式检测图Fig.8 Flow cytometric analysis of Th1 cells in thymus of MRL/lpr mice in each group

2.5.5 各组小鼠胸腺Th2 细胞的分化情况 Th2细胞流式检测图，见图9，Th2 细胞占CD4+T 细胞的百分比，见表2。由表2 可见：与Control 组相比，UCMSCs+miR-1 组Th2 细胞占CD4+T 细胞的百分比显著升高，差异有统计学意义（P<0.05）。

图9 各组MRL/lpr小鼠胸腺淋巴细胞Th2细胞流式检测图Fig.9 Flow cytometric analysis of Th2 cells in thymus of MRL/lpr mice in each group

2.5.6 各组Th1/Th2 细胞比例 由表2 可见：UCMSCs+miR-1 组、UC-MSCs+miR-NC 组、UC-MSCs 组、PBS组分别与Control组进行组间比较，Th1/Th2比例差异均无统计学意义（P>0.05）。

表2 各组MRL/lpr小鼠胸腺Th1、Th2细胞的分化情况及细胞比例的变化（，n=3）Tab.2 Differentiation of Th1 and Th2 cells and changes in cell proportions in thymus of MRL/lpr mice in each group（，n=3）

表2 各组MRL/lpr小鼠胸腺Th1、Th2细胞的分化情况及细胞比例的变化（，n=3）Tab.2 Differentiation of Th1 and Th2 cells and changes in cell proportions in thymus of MRL/lpr mice in each group（，n=3）

Note：Compared with control group，1）P<0.05.

F P 0.878 0.297 0.526 Indexes Th1 Th2 Th1/Th2 Control 8.50±3.46 1.67±1.32 9.98±11.80 PBS 10.57±7.13 4.57±2.03 3.49±4.06 UC-MSCs 15.70±8.37 4.33±2.53 3.86±2.14 UC-MSCs+miR-NC 14.90±15.88 3.57±1.71 3.66±2.91 UC-MSCs+miR-1 11.77±9.06 6.53±4.201）2.00±0.93 0.289 1.417 0.848

3 讨论

MSCs 是来源于发育早期中胚层的一群具有多向分化潜能、高度自我更新的多能干细胞，其来源广泛，正常骨髓、脂肪、胎盘、牙髓和脐带等组织都可分离出MSCs。同时MSCs 还具有低免疫原性、促进组织损伤修复、免疫调节等特性，且相对易于分离培养，因此在治疗移植物抗宿主病、神经系统疾病、心血管疾病以及自身免疫性疾病中有极大的应用前景［12］。MSCs 对多种免疫细胞都具有免疫调节功能，可有效抑制巨噬细胞、自然杀伤细胞、树突状细胞、单核细胞、T细胞、B细胞的活化［13］。UC-MSCs从新生儿废弃脐带组织中获得，因此较其他组织来源干细胞也更具有伦理学优势［14］。近年来关于基因修饰MSCs 治疗疾病的研究越来越多，基因修饰可以使目的基因得到稳定有效表达，分泌针对疾病有益的特定因子，提高移植后细胞在体内的存活率，具有巨大的治疗潜力［6］。本研究发现miR-1-5p在SLE 患者中呈低表达，利用miR-1-5p 修饰UCMSCs 治疗SLE 模型 MRL/lpr 小鼠，探讨其治疗作用机制，为MSCs 在临床治疗上的应用提供实验依据和理论基础。

MRL/lpr 狼疮小鼠是常见的SLE 动物模型之一，与人类SLE 有相似的症状表现，由于Fas 基因突变导致T 细胞增生，发生自身免疫性反应。MRL/lpr小鼠的症状主要表现为自身抗体滴度升高、狼疮性肾炎、间质性肺炎等［15］。本研究HE 染色结果显示，与MRL/lpr 未处理组相比，miR-1-5p 转染的UCMSCs 治疗组和UC-MSCs 治疗组中肾间质炎症细胞浸润明显减少，肺间质血管充血水肿、肺实变、炎症细胞浸润明显得到缓解，其中miR-1-5p 转染的UCMSCs 治疗组的治疗效果更显著，提示UC-MSCs 可能对MRL/lpr 小鼠的肾脏和肺脏的病理改变起到一定缓解作用，而miR-1-5p 通过修饰UC-MSCs 可以更有效地改善MRL/lpr 小鼠狼疮性肾炎和间质性肺炎的病理变化。

IL-10 是一种抗炎细胞因子，也能促进B 细胞反应，一般认为在SLE 中起致病作用［16］。大量研究证明了IL-10 在小鼠狼疮发病机制中的复杂性，IL-10在各小鼠狼疮模型中的作用是不同的［17］。有研究发现，在MRL/lpr 狼疮模型中，IL-10 可以通过抑制致病性Th1 细胞因子反应而对病情起到缓解作用［18］。FU 等［19］在研究血管活性肠肽调节 Th17/Treg平衡改善狼疮小鼠肾损伤中发现，Foxp3 和IL-10 表达水平的降低与泼尼松诱导狼疮小鼠的肾小球肾炎有关。本研究ELISA 结果显示，UC-MSCs 上调MRL/lpr 小鼠血清中IL-10 表达水平的作用不显著，miR-1-5p 修饰的 UC-MSCs 可以显著上调 MRL/lpr 小鼠血清中IL-10 的表达，进而参与改善MRL/lpr 小鼠病情。鉴于SLE是一种高度异质性的自身免疫性疾病，IL-10在SLE 患者中的作用也可能取决于其临床特征，例如不同器官的受累情况［20］。

已有大量研究证实在SLE 中Th1/Th2、Th17/Treg 的比值升高，平衡受到破坏，导致促炎反应增强［2-3，21］。有研究报道，SLE患者外周血Th1/Th2细胞比值可作为反映狼疮性肾炎组织病理学变化的有用指标［22］。Th17/Treg 免疫失衡使促炎细胞因子分泌，刺激B细胞产生大量自身抗体，是促进狼疮性肾炎发生发展的重要因素之一［23］。本研究结果显示，UC-MSCs 治疗组和未处理组相比，Treg 和Th2 细胞比例差异无统计学意义，但均有上调趋势；miR-1-5p修饰的UC-MSCs 治疗组和未处理组相比，Th17/Treg和Th1/Th2 细胞比例显示差异无统计学意义，但均有下调趋势；UC-MSCs 治疗组和未处理组相比，Th17/Treg和Th1/Th2细胞比例显示差异无统计学意义，但同样均有下调趋势。以上结果说明UC-MSCs对 MRL/lpr 小鼠胸腺 Treg、Th2 细胞及 Th17/Treg 比例和Th1/Th2 比例均有一定的调节作用，但作用可能不显著。而miR-1-5p 修饰的UC-MSCs 治疗组和未处理组相比，Treg 和Th2 细胞比例均显著上调，且差异有统计学意义，提示miR-1-5p 可以通过修饰UC-MSCs，上调MRL/lpr小鼠胸腺Treg和Th2细胞的比例，加强UC-MSCs 对MRL/lpr 小鼠胸腺Th17/Treg比例和Th1/Th2 比例失衡的免疫调节作用，从而减轻MRL/lpr小鼠肾损害，改善病情，对UC-MSCs治疗MRL/lpr 狼疮小鼠起到协同作用。研究结果也显示，miR-1-5p 修饰的UC-MSCs 治疗组和未处理组相比，Th17 和Th1 细胞比例差异均无统计学意义（P>0.05），表明miR-1-5p修饰UC-MSCs对MRL/lpr小鼠胸腺Th17和Th1细胞的免疫调节作用不显著。

哺乳动物雷帕霉素靶蛋白（mammalian target of rapamycin，mTOR）是一种丝氨酸/苏氨酸蛋白激酶，在调节细胞生长、增殖、存活、自噬中发挥重要作用。近年来大量研究证实，mTOR 信号通路的激活是 SLE 发病的基础［24-25］。mTOR 高表达是导致 SLE患者T 细胞代谢异常和Th17/Treg 失衡的重要信号机制［26］。HAXHINASTO 等［27］研究证实 AKT/mTOR信号通路可以调控 Treg 分化，AKT 通过 mTORC1 途径显著降低Foxp3 的表达，从而抑制Treg 细胞的分化。SAUER 等［28］也在研究中发现，抑制 PI3K/AKT/mTOR 信号通路可促进CD4+T 细胞中Foxp3 表达。这些研究均表明mTOR信号通路可以调控Treg细胞的分化和Foxp3 的表达［29］。本研究已经证实miR-1-5p修饰的UC-MSCs可以促进MRL/lpr小鼠胸腺Treg细胞的分化和增殖，但其机制尚不明确。LI 等［30］研究发现miR-183 可以通过靶向抑制mTOR 信号通路，减轻小鼠狼疮性肾炎损伤，恢复Treg 和Th17 细胞的免疫失衡。CHEN等［31］研究发现，AKT1是miR-633 的 直 接 靶 点 ，miR-633 过 表 达 可 导 致 AKT1 和mTOR 表达水平降低，miR-633 下调可使AKT/mTOR通路激活，参与SLE 的发病。因此，检测mTOR 信号通路的激活情况可作为下一步深入研究的内容，探讨miR-1-5p 是否通过调控mTOR 信号通路，影响Treg 分化和增殖，从而加强 UC-MSCs 对 MRL/lpr 小鼠胸腺Th17/Treg比例失衡的免疫调节作用。

综上所述，本研究发现在SLE 患者中miR-1-5p的表达下调，miR-1-5p 修饰的UC-MSCs 可以显著上调MRL/lpr 小鼠血清中抗炎因子IL-10 的表达水平，并且抑制MRL/lpr 小鼠脾脏肿大。miR-1-5p 修饰的UC-MSCs 对 MRL/lpr 小鼠胸 腺 Treg 和 Th2 细胞 具有免疫调节作用，可能通过促进MRL/lpr 小鼠胸腺Treg 和 Th2 细胞分化，对 MRL/lpr 小鼠胸腺 Th17/Treg 和Th1/Th2 比例失衡起到免疫调节作用，并减轻MRL/lpr 小鼠肾损害和肺损害，改善病情，为治疗SLE提供了新思路。