苹果纯合基因型新种质的性状鉴定与培养

石江鹏，张春芬，邓舒，侯丽媛，肖蓉，李芙蓉，董艳辉，聂园军，王亦学，曹秋芬,



苹果纯合基因型新种质的性状鉴定与培养

石江鹏1，张春芬2，邓舒2，侯丽媛3，肖蓉2，李芙蓉1，董艳辉3，聂园军4，王亦学3，曹秋芬1,3

（1山西大学生物工程学院，太原 030006；2山西省农业科学院果树研究所，太原 030031；3山西省农业科学院生物技术研究中心，太原 030031；4山西省农业科学院农业资源与经济研究所，太原 030031）

【目的】苹果花药培养获得的纯合基因型株系来自不同的花粉粒，因此不同株系的植物学特征、生物学特性，以及诱导培养、生根的条件等都存在差异。本研究对不同个株系试管苗的倍性、表型特征、生根培养条件进行观察分析，选出苹果纯合基因型株系适宜的生根条件及综合性状较好的株系，加强苹果种质资源创新。【方法】采用花药培养获得的‘嘎啦’‘富士’‘红星’纯合基因型株系，利用流式细胞仪分析每个株系倍性，探索组培苗的生根培养条件，观察每个株系的根系、叶片形态特征。【结果】经苹果花药培养获得32个纯合基因型株系，其中单倍体1株、三倍体1株、四倍体3株、二倍体27株，‘红星’苹果纯合基因型株系的倍性分化率最大，为28.57%。IBA浓度影响再生株系的生根率、根长及根数，苹果纯合基因型株系的最适宜生根浓度为IBA 2—3 mg·L-1。各个株系的叶数、根长、根数、株高、叶形指数（叶长度/叶宽度）、叶柄有一定差异。‘红星’纯合基因型DH0-1、DH0-3、DH0-4、DH0-7株系，‘富士’纯合基因型DH1-3株系，‘嘎啦’纯合基因型DH2-2、DH2-4、DH2-12、DH2-20株系综合性状较好（植株高、根系长、叶数和根数多）。‘红星’纯合基因型株系的移栽成活率最高，为28.57%。【结论】苹果纯合基因型株系的主要倍性为二倍体。与二倍体株系相比，单倍体株系叶基窄、叶柄细、叶色和叶缘锯齿较浅，而多倍体株系表现为叶基更阔、叶柄较粗、叶色和叶缘锯齿变深。

苹果花药培养；倍性分析；纯合基因型；生根激素；性状分析

0 引言

【研究意义】单倍体育种是现代育种的一项重要内容，单倍体植株经诱变后再进行染色体加倍形成双单倍体纯系，可以缩短育种周期，丰富种质资源[1]。花药培养是人工诱导产生单倍体的有效途径，目前已在小麦、辣椒、甜橙等多种植物上广泛应用，并成功与杂交育种、转基因相结合形成一套较为完整的育种技术体系[2-4]。苹果为基因组高度杂合木本植物，童期长，加上自交不亲和，导致通过多代自交获得纯合植株的方法难以实现[5]。苹果花药培养获得具有配子体来源的纯合基因型植株，该植株目标性状稳定，便于遗传分析，提高了选择效率[6]。同时，苹果花药培养获得的每个株系均来自不同的花粉粒，因此具有独一性、唯一性，是进行杂交育种、遗传分析的重要材料[7]。来自不同花粉粒的株系，其植物学特征、生物学特性，以及诱导培养、生根的条件等都有差异，因此对每个株系试管苗的倍性、生长特性、特征、生根培养条件及试管苗生根移植到田间后的性状进行观察分析，对苹果新种质的创新具有重要意义。【前人研究进展】苹果花药培养开始于20世纪70年代末。1990年中国农业科学院果树研究所相继获得10个品种的胚状体，以及‘元帅’‘赤阳’‘祝光’‘国光’‘富士’‘红玉’‘新红星’‘金冠’8个花药培养的再生植株，经染色体观察和同工酶分析证明来源于花粉[8]。Zhang等[9]以‘红星’苹果花药为试材，发现在苹果花药培养诱导胚状体形成的过程中，花药中的小孢子在经过一定时间的低温诱导后才能获得胚性潜能。温鑫等[10]用SSR标记对30个‘嘎啦’苹果花药培养再生株系进行基因型鉴定，经检测全部株系为纯合基因型。HÖFER等[11-13]经多年研究，获得单倍体来源的苹果植株共100多株，并证明通过苹果花药培养获得的再生植株，与供体相比，其结实率低，形态特征发生了变化。【本研究切入点】苹果营养丰富、口感爽脆，是中国果实产量最高的经济树种，中国的苹果主栽品种多数由外国引进[14]。近年来，国内外关于苹果花药培养的研究不断深入，但关于苹果花药培养获得的纯合基因型株系表型方面的鉴定、倍性分析，以及生根条件的筛选尚未得到大量、有效的重复验证，更没有后续相关研究报道。【拟解决的关键问题】本研究对‘嘎啦’‘富士’‘红星’的纯合基因型株系进行倍性分析，筛选其最适的生根条件，并对32个株系进行表型多样性分析，进一步选育优良的苹果新种质。

1 材料与方法

1.1 植物材料

2013—2016年每年4月初，采集山西省农业科学院果树所苹果基地的‘红星’‘富士’‘嘎啦’苹果（Borkh.）的健壮花蕾，经过苹果花药培养获得再生植株。本研究以花药培养再生植株为材料[15-16]，经SSR鉴定均为单倍体来源[10]，其中包括‘红星’7株、‘富士’5株、‘嘎啦’20株（表1中DH0：‘红星’；DH1：‘富士’；DH2：‘嘎啦’）。

1.2 再生植株倍性分析

取2—3片0.5 cm2左右再生植株嫩叶置于预冷的干净培养皿中，加入1 mL WBP细胞裂解液，用刀片快速切碎后静置1—3 min，经直径50 μm滤网过滤于EP管中，滤液中加入核糖核酸酶和荧光染料（propidium iodide，PI），浓度为50 μm∙mL-1，4℃静置20 min。利用流式细胞仪（BD C6）进行倍性分析。以杂合二倍体‘嘎啦’试管苗叶片为对照。

1.3 生根培养基的筛选

取生长旺盛的继代组培苗为材料，当再生植株不定芽长度为3 cm左右时，对其剪切并转移至添加不同IBA浓度的培养基中进行不定根诱导处理，培养基为1/2 MS+2 %蔗糖+0.6 %琼脂，IBA浓度设3个处理，分别为1 mg·L-1（T1）、2 mg·L-1（T2）、3 mg·L-1（T3）。置于25℃温室光照培养（光照强度3 000 lx，光照时间14 h/d）。以上共3个处理，每个处理15株。40 d后开始统计每个处理的生根率（生根株数/总株数），并从每个处理中选取根系较发达的3株测量植株主根数和平均根长，以筛选适宜苹果纯合基因型株系生根的激素浓度。

1.4 生根试管苗的性状观察

将苹果纯合基因型株系接入生根培养基后从生根培养的3个处理中选取叶片充分展开，根系长势较好的3株，在40 d后观察统计试管苗生长状态、长势、叶色、叶片形状等。测量试管苗叶片的叶长度、叶宽度、叶柄长度，计算叶形指数（叶长度/叶宽度）。测量植株主根数、根长度和株高。观察生长情况并拍照，分析不同株系的性状差异。观察记载方法参照《果树种质资源描述符—记载项目及评价标准》[17]。

1.5 生根苗驯化、移栽

生根培养40 d后每个株系选取10株进行驯化移栽。置于室内自然光照下培养5—7 d后，去掉瓶盖加入自来水10 mL左右，炼苗3 d。将组培苗的根部残留培养基用清水冲洗干净，移栽到含有草炭、蛭石、珍珠盐的花盆中（比例为1﹕1﹕1），在花盆上盖一层保鲜膜后放入光照培养箱（光照培养：12 h、25℃，暗培养：12 h、21℃），3周后转移至温室条件进行培养。

1.6 数据统计分析

采用 Microsoft Excel 2010软件进行数据整理和统计；用SPSS 20.0 对数据进行单因素方差分析，并使用Duncan法对不同处理进行多重分析，≤0.05认为具有显著性差异，图表中所有数据均为3个重复的平均数±标准差（Mean±SE）[18]。

2 结果

2.1 苹果纯合基因型株系倍性分析

对‘嘎啦’‘富士’‘红星’的32个苹果纯合基因型株系进行倍性分析。结果表明，有单倍体、二倍体、三倍体和四倍体4种不同的倍性（表1、图1）。其中单倍体（n）1株、二倍体（2n）27株、三倍体（3n）1株、四倍体（4n）3株，二倍体占84.38%，说明苹果纯合基因型株系的主要倍性为二倍体。‘嘎啦’‘富士’‘红星’苹果纯合基因型株系的倍性分化率具有差异性，其中‘红星’苹果纯合基因型株系的倍性分化率最大，为28.57%，‘富士’‘嘎拉’苹果纯合基因型株系的倍性分化率分别为20%和10%。

表1 ‘红星’‘富士’‘嘎啦’苹果纯合基因型株系倍性

H0：‘红星’苹果纯合基因型株系；DH1：‘富士’苹果纯合基因型株系；DH2：‘嘎啦’苹果纯合基因型株系。下同

DH0: ‘Red Star’homozygous lines; DH1: ‘Fuji’homozygous lines; DH2: ‘Gala’homozygous lines. The same as below

2.2 苹果纯合基因型株系生根培养

2.2.1‘红星’苹果纯合基因型株系生根培养 由表2可知，与T1培养基相比，T2、T3培养基的生根率较高，T1培养基生根率为6.67%—70%，而T2、T3培养基生根率均为53.33%—100%。从根长来看，IBA浓度对大多数‘红星’纯合基因型株系的根长影响不明显，DH0-3株系在T2培养基根长最长，为20.83 cm，在T3和T1培养基的最大根长分别为20.13 cm和18.13 cm（图2-A）。分析7个株系的生根数，生根数最多的培养基主要为T2或T3培养基，DH0-7株系在T3培养基中生根数为22.33条，而在T1培养基中仅为1条。说明IBA浓度不足显著降低了生根率和根数，根长也有所减小，但影响不显著。综上所述，从生根率、生根数、根的长度来看，‘红星’苹果纯合基因型株系以1/2 MS培养基中添加2—3 mg L-1IBA（T2、T3培养基）为宜。其中，T2培养基中生根率达到最高的有4个株系，略好于T3培养基。

图1 流式细胞仪对再生植株倍性分析

表2 不同IBA浓度对‘红星’苹果纯合基因型株系根系形态的影响

同列不同小写字母表示处理间差异显著（＜0.05），‘-’表示该浓度下的植株不生根。T1—T3分别表示IBA浓度1、2和3 mg L-1的处理。下同

Different lowercases in a column indicate significant differences at 0.05 level. ‘-’ indicating that the plant does not root at this concentration. T1, T2 and T3 mean the root mediums with concentrations of IBA 1, 2 and 3 mg L-1, respectively. The same as below

2.2.2 ‘富士’苹果纯合基因型株系生根培养 如表3所示，从生根率来看，‘富士’纯合基因型株系在T2培养基生根率最高，T1培养基生根率为0—53.33%，T2培养基生根率为26.67%—100%，T3培养基生根率为6.67%—86.67%。分析所有株系的根长和根数，在T2、T3培养基的根长和根数显著高于T1培养基（＜0.05），DH1-3株系在T2、T3培养基的根长分别为21.00 cm和18.37 cm，而在T1培养基的根长仅为14.00 cm；DH1-1株系在T1、T2、T3培养基的根数分别为3.00、18.33、17.00条（图2-B）。表明激素浓度明显影响‘富士’纯合基因型株系的生根率、根长和根数，‘富士’纯合基因型株系在添加2—3 mg L-1IBA的培养基中（T2、T3培养基），根的长势最好，其中，T2培养基好于T3培养基。

表3 不同IBA浓度对‘富士’苹果纯合基因型株系根系形态的影响

2.2.3 ‘嘎啦’苹果纯合基因型株系生根培养基分析 表4表明，‘嘎啦’纯合基因型株系的生根率高达100%，其中DH2-7株系在3个培养基均为100%（图2-C），DH2-5、DH2-13、DH2-18在T2、T3培养基中生根率一样，为100%；DH2-2株系在T1、T2培养基中的生根率最高，为100%。除此之外，其余‘嘎啦’纯合基因型株系在T1培养基的生根率低于T2、T3培养基，T2培养基的生根率略好于T3培养基。DH2-1、DH2-8、DH2-9、DH2-15、DH2-19、DH2-20株系在T1、T2、T3培养基的根长无显著差别（＞0.05），而其他株系在T1培养基的根长显著低于T2或T3培养基（＜0.05），且T2、T3培养基的根长基本无差别，其中，DH2-11株系在T2、T3培养基的根长为20.70 cm，而在T1培养基中仅为14.50 cm。分析20个株系在3个培养基中的生根数，生根数最多的培养基主要为T2或T3培养基，T2培养基的生根数略好于T3培养基。DH2-20株系在T2培养基中生根数为86.67条，而在T1培养基中仅为27条（图2-D）。综上所述，激素浓度是‘嘎啦’纯合基因型株系生根率、生根数及生根长度的限制因子之一，在生根诱导培养基中添加2—3 mg·L-1的生根激素（T2、T3培养基），生根状态最好。

2.3 苹果纯合基因型株系性状分析

2.3.1‘红星’苹果纯合基因型株系性状分析 如表5所示，‘红星’纯合基因型株系DH0-2、DH0-5株系叶数较少，分别为12.33和15.00，DH0-1株系的叶数最多，为27.00；DH0-1、DH0-4、DH0-7株系的根数显著较高（＜0.05），为17.67—22.33条，而其余株系根数仅为4.33—11.00条。从根长来看，DH0-3株系根长最大，为18.17 cm（图3-A），其他株系根长最长为5.73 cm（DH0-2株系，图3-B）；‘红星’纯合基因型株系的株高差异不明显；DH0-1、DH0-3、DH0-4、DH0-7株系的叶柄较长，为0.77—0.87 cm。表明‘红星’纯合基因型的大部分株系性状较好，其中DH0-1、DH0-3、DH0-4、DH0-7株系的综合性状明显好于其他株系，且4个株系的叶形指数差异不显著，说明它们的叶片形状无显著差别。

2.3.2‘富士’苹果纯合基因型株系性状分析 从表6可以看出，‘富士’苹果纯合基因型株系叶数差异较小，为15.33—22.67片；比较所有株系的根数，DH1-3株系根数显著最多（＜0.05），为26.00条；从根长来看，DH1-2、DH1-3株系根长为19.00—22.27 cm，而其他株系仅为4.43—7.93 cm；‘富士’苹果纯合基因型DH1-5株系的株高最高，为3.33 cm（图3-C），DH1-1株系的株高仅为1.97 cm（图3-D）；分析叶柄长度，DH1-2、DH1-3株系的叶柄较长，分别为1.53和1.17 cm。表明‘富士’纯合基因型DH1-3株系的综合性状好，叶形指数较小，叶片形状呈阔圆形。

表4 不同IBA浓度对‘嘎啦’苹果纯合基因型株系根系形态的影响

表5 ‘红星’苹果纯合基因型株系性状

2.3.3‘嘎啦’苹果纯合基因型株系性状分析 表7表明，‘嘎啦’苹果纯合基因型DH2-5株系叶数最少，为11.33片，DH2-4株系叶数最多，为36.67片；就根数而言，DH2-20株系根数多达85.67条（图3-E），DH2-2、DH2-7株系根数少于DH2-20株系，但显著多于其他株系（＜0.05），分别为41.67和43.67条；从根长来看，DH2-7株系根长最大，为35.27 cm（图3-F），而其他株系的根长最大仅为22.10 cm（DH2-10株系）；比较株高，DH2-2株系株高显著最高，为5.57 cm（图3-G），DH2-8株系株高显著最矮，为1.67 cm（图3-H）；‘嘎啦’苹果纯合基因型株系叶柄长度无明显差别。综上所述，‘嘎啦’纯合基因型DH2-2、DH2-4、DH2-7、DH2-20株系的综合性状好（图3-E—G），相较DH2-4、DH2-7株系，DH2-2、DH2-20株系的叶形指数较大，所以叶片形状呈窄长形。

A：‘红星’纯合基因型DH0-3株系在T1、T2、T3培养基生根；B：‘富士’纯合基因型DH1-1株系在T1、T2、T3培养基生根；C：‘嘎啦’纯合基因型DH2-7株系在T1、T2、T3培养基生根；D：‘嘎啦’纯合基因型DH2-20株系在T1、T2、T3培养基生根

A：‘红星’苹果纯合基因型DH0-3株系；B：‘红星’苹果纯合基因型DH0-2株系；C：‘富士’苹果纯合基因型DH1-5株系；D：‘富士’苹果纯合基因型DH1-1株系；E：‘嘎啦’苹果纯合基因型DH2-20株系；F：‘嘎啦’苹果纯合基因型DH2-7株系；G：‘嘎啦’苹果纯合基因型DH2-2株系；H：‘嘎啦’苹果纯合基因型DH2-8株系

2.4 苹果不同倍性纯合基因型株系叶片形态特征

叶片形态特征可被用作鉴定植物倍性水平的指示标记（如茎的粗度、叶色、叶缘、叶片形状和叶形指数等）[19-20]。本研究中，苹果纯合基因型株系的单倍体、多倍体变异株系和二倍体株系在叶片形态特征上表现出明显差异。

苹果纯合基因型单倍体、多倍体株系叶片形态特征表现出了表型变异的多样性。叶形指数在单倍体、二倍体和多倍体之间表现差异显著（表5—7），单倍体DH2-3株系的叶形指数（3.07）显著大于其他倍性株系，二倍体的叶形指数为1.40—2.29，三倍体DH0-7株系、四倍体DH0-5株系的叶形指数分别为1.88和1.71。二倍体为椭圆形（图4-A），单倍体的叶片形状为狭椭圆形（图4-B），多倍体为广椭圆形（图4-C—F）。单倍体DH2-3株系叶片呈窄长形（图4-B），而三倍体、四倍体叶片呈阔圆形（图4-C—F）。与二倍体DH2-20株系相比，单倍体叶基更窄，叶柄较细（图4-B）；而多倍体株系的叶基变得更阔，叶柄较粗（图4-C—F）。不同倍性株系叶色、叶缘锯齿的变异也表现出多样性，单倍体的叶色、叶缘锯齿较浅（图4-B），多倍体的叶色、叶缘锯齿一般变深（图4-C—F）。这一结果表明叶色、叶片形状、叶形指数、叶缘变异及叶柄长度都可用做苹果纯合基因型株系不同倍体变异早期选择的有效指示标记。

表6 ‘富士’苹果纯合基因型株系性状

表7 ‘嘎啦’苹果纯合基因型株系性状

2.5 生根苗驯化、移栽

经移栽后，‘红星’纯合基因型DH0-3、DH0-4株系，‘富士’纯合基因型DH1-3株系，‘嘎啦’纯合基因型DH2-2、DH2-4、DH2-6、DH2-7、DH2-11株系成活（图5）。

A：‘嘎啦’苹果纯合基因型二倍体株系（DH2-20）；B：‘嘎啦’苹果纯合基因型单倍体株系（DH2-3）；C：‘红星’苹果纯合基因型三倍体株系（DH0-7）；D：‘红星’苹果纯合基因型四倍体株系（DH0-5）；E：‘嘎啦’苹果纯合基因型四倍体株系（DH2-15）；F：‘富士’苹果纯合基因型四倍体株系（DH1-2）

A：‘红星’纯合基因型DH0-3株系；B：‘红星’纯合基因型DH0-4株系；C：‘富士’纯合基因型DH1-3株系；D：‘嘎啦’纯合基因型DH2-2株系；E：‘嘎啦’纯合基因型DH2-4株系；F：‘嘎啦’纯合基因型DH2-7株系

3 讨论

本研究中的32个纯合基因型株系有4种不同的倍性（单倍体、二倍体、三倍体、四倍体），其中主要倍性为二倍体。HÖFER等[21]研究发现花药培养获得的再生植株染色体倍数变化多样，在通过花药培养诱导的植株中，87.5%是二倍体，而单倍体、三倍体和四倍体胚胎的发生率非常低。TESTILLANO[22]、GRIGGS[23]等研究表明，再生植株染色体自然加倍现象是由于单倍体细胞发生了核融合或核内加倍。笔者课题组使用SSR标记对花药来源植株鉴定揭示了再生植株100%的纯合性，32个株系均为单倍体来源的再生植株，可以排除二倍体由体细胞发育而来[10,15]。

组培过程中，不同的品种、外植体在培养基中添加不同浓度、种类的生长调节物质（如BA、IBA、KT等）对生根率、根长、根数有一定的影响[24-25]。在诱导试管苗生根时，以MS或1/2 MS为基本培养基[26]。DOBRÁNSZKI等[27]报道‘皇家嘎啦’苹果在培养基中添加2 mg∙L-1IBA时，生根状况良好；‘旭’苹果在添加1 mg∙L-1IBA的培养基中生根良好；‘Prima’苹果在3 mg∙L-1IBA水平上生根状态良好。谢璇等[28]研究表明，‘红富士’苹果组培苗在添加IBA 1 mg∙L-1、蔗糖20 mg L-1的1/2 MS培养基适宜不定根诱导。有关苹果纯合基因型株系生根培养条件的报道较少，本试验表明IBA浓度对‘红星’‘富士’‘嘎啦’苹果纯合基因型株系的生根有影响，以1/2 MS培养基中添加2—3 mg∙L-1生根诱导激素（IBA）为宜。

陈银全等[29]研究表明，由于花粉来源的株系配子体丰富，因此不同的植株性状表现多样化。苹果花药来源不同株系的树种习性和叶片形态有很大差异[13]。与供体叶相比，苹果花药来源植株的叶长、宽度、果实显著变小，花的形态也发生了改变[30-31]。通过对叶片大小和生长习性的测定，苹果花药培养株系比杂合母本植株的活力更低[32-33]。LI等[34]描述了×再生系的不同倍性间叶片形态和植物大小的差异。本研究中‘红星’苹果纯合基因型DH0-1、DH0-3、DH0-4、DH0-7株系，‘富士’苹果纯合基因型DH1-3株系，‘嘎啦’苹果纯合基因型DH2-2、DH2-4、DH2-12、DH2-20株系的性状较好。

苹果纯合基因型单倍体、二倍体、多倍体株系的生长形态具有差异性，本研究中单倍体、二倍体、多倍体株系的叶基、叶片形状、叶柄、叶色、叶缘锯齿具有明显差异。除此之外，还有其他性状的变异，如单倍体的叶形变得更窄长，表现为叶形指数增大。从分子机制方面分析，不同倍性株系生长形态多样性可能是由于染色体加倍后引起染色体结构的改变或表观遗传的修饰[35]，也可能是因为基因的变化增加了基因表达的多样性而导致表型变异[36-37]。由于材料有限，本研究只对不同倍性的植株表型变异进行了观察分析，但RIDDLE等[38]表明不同种或不同基因型的单倍体、多倍体其表型变异也不同，所以还有待进一步探究。

4 结论

苹果花药培养获得的32个纯合基因型株系中，‘红星’苹果有1个三倍体、1个四倍体；‘富士’苹果有1个四倍体；‘嘎啦’苹果有1个单倍体、1个四倍体，苹果纯合基因型株系的主要倍性为二倍体，且‘红星’苹果纯合基因型株系的倍性分化率最大，为28.57%。单倍体株系叶基窄、叶柄细、叶色和叶缘锯齿较浅，而多倍体株系与之相反。除此之外，还有其他性状的变异，如单倍体的叶形变得更窄长，表现为叶形指数增大。IBA浓度2—3 mg∙L-1为苹果纯合基因型株系组培的最适浓度。‘红星’纯合基因型DH0-1、DH0-3、DH0-4、DH0-7株系，‘富士’纯合基因型DH1-3株系，‘嘎啦’纯合基因型DH2-2、DH2-4、DH2-7、DH2-20株系优于同一品种其他株系。‘红星’纯合基因型株系的移栽成活率最高，为28.57%。

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（责任编辑 赵伶俐）

Morphological Identification and Cultivation of New Germplasm of Apple Homozygous Genotypes

SHI JiangPeng1, ZHANG ChunFen2, DENG Shu2, HOU LiYuan3, XIAO Rong2, LI FuRong1, DONG YanHui3, NIE YuanJun4, WANG YiXue3, CAO QiuFen1,3

(1College of Biological Engineering, Shanxi University, Taiyuan 030006;2Pomology Institute, Shanxi Academy of Agricultural Sciences, Taiyuan 030031;3Biotechnology Research Center, Shanxi Academy of Agriculture Sciences, Taiyuan 030031;4Agricultural resource and Economic Research Institute, Shanxi Academy of Agriculture Sciences, Taiyuan 030031)

【Objective】Homozygous genotype lines were obtained by anther culture of different apple pollen grains, so their botanical characteristics, biological characteristics, and their induced culture, root conditions were different. In this study, the ploidy, characteristics and root conditions of each line were observed and analyzed. Appropriate rooting conditions and good combinations of lines for selecting apple homozygous genotypes are of great significance to the innovation of apple germplasm resources.【Method】The homozygous genotype lines of ‘Gala’, ‘Fuji’ and ‘Red Star’ were obtained by apple anther culture. The ploidy level of homozygous genotype lines was studied using flow cytometry, root and leaf morphology and root conditions of each line were observed and recorded. 【Result】 A total of 32 homozygous lines were obtained by apple anther culture. The results of flow cytometry showed that there were 1 haploid, 1 triploids, 3 tetraploids and 27 diploids. The ploidy rate of 'Red Star' homozygous genotype was the highest, about 28.57%. The root rate, root length and root number of homozygous lines were affected by IBA concentration of rooting medium. When the concentration of IBA was 2-3 mg·L-1, the root features of apple homozygous lines were the best. The leaf number, root length, root number, plant height, leaf length/width and petiole length of each line were different. ‘Red Star’ homozygous genotype lines (DH2-1, DH0-3, DH0-4, DH0-7), ‘Fuji’ homozygous genotype line (DH1-3) and ‘Gala’ homozygous genotype lines (DH2-2, DH2-4, DH2- 12, DH2-20) have a good traits (plants are taller, roots are longer, and the number of roots and leaves are more). The survival rate of ‘Red Star’ homozygous genotype was the highest, about 28.57%. 【Conclusion】The main ploidy of apple homozygous genotype was diploid. Compared with the diploid lines, the haploid lines had a narrow leaf base, finer petiole, the leaf color and the leaf margin were shallow, while the polyploid lines showed wider leaf base, thicker petioles, leaf color and leaf edge serrated deep.

apple anther culture; ploidy analysis; homogeneous genotype; root hormone; trait analysis

10.3864/j.issn.0578-1752.2018.10.015

2017-10-11；

2017-12-10

国家自然科学基金（31372033）、山西省国际合作项目（201603D421001）、山西省青年科技研究基金（201502115，201601D202068）、山西省农业科学院种业发展专项（2016zyzx35）

石江鹏，E-mail：425323239@163.com。通信作者曹秋芬，E-mail：qiufengcao@163.com