张振 禚小琪 孙钰 李小磊 张武 颜连启
1大连医科大学(辽宁大连 116044);2苏北人民医院骨科,扬州大学临床医学院(江苏扬州225000);3北京大学医学院第三临床学院(北京 100191)
关节置换术已成为治疗晚期骨性关节炎、老年性股骨颈骨折等疾病的不二选择,但术后并发症却一直制约着它的发展[1]。无菌性假体松动是导致翻修手术的主要并发症之一,据统计,翻修手术病例数已达同期全髋关节置换手术的20%左右[2]。目前认为假体周围产生磨屑,如聚乙烯颗粒和钛颗粒,招募免疫细胞,淋巴细胞等附着假体周围[3],释放TNF⁃α 及 IL⁃1β等促炎性因子,促进树突状细胞、成骨细胞高表达RANKL[4]。 当 RANKL 与 RANK 结 合 时 ,激 活MAPK等信号通路促使破骨细胞生成,研究发现MAPK通路在破骨细胞的生成及骨吸收中起关键作用[5]。
然而不论是通过改进假体还是采用药物如二磷酸盐、激素替代等治疗,但由于种种不足,至今仍未能找出一个相对完美的解决措施。
穗花杉双黄酮(AMF)主要是来源于卷柏的多酚类化合物,具有促骨生成、抗炎等药效[6-7]。研究发现AMF能促进干细胞成骨及骨矿化[6],因此猜测AMF可能能够抑制磨损颗粒诱导的骨溶解,研究发现AMF通过阻断MAPK通路起到抗炎作用[7],MAPK是破骨细胞的生成及成熟的关键信号通路之一[5,8]。然而关于AMF对破骨细胞的作用未及报道,因此通过本实验验证AMF是否对破骨细胞介导的骨溶解起作用,为将来进步研究提供部分依据。
1.1 细胞、动物、试剂健康4周龄雄性C57BL/J6小鼠24只、BABLC小鼠2只(扬州大学动物实验中心);AMF(CAS:1617⁃53⁃4);胎牛血清(Gaithers⁃burg,USA),0.1 U/L盘尼西林,50 μg/mL链霉素(Gibco,USA),细胞计数 Kit⁃8(碧云天,中国),RANKL和M⁃CSF(Peprotech,USA)等。
1.2 实验方法
1.2.1 模型建立24只C57BL/J6小鼠随机分为4组:对照组、钛颗粒组、低、高浓度组各6只;根据前文[9],小鼠依次切开小鼠头皮,颅骨骨膜,除空白对照组外,其余小鼠颅骨骨膜下包埋去除内毒素的钛颗粒 30 mg[10],依层缝合,第 2 天起对照组,钛颗粒组,低、高浓度组分别腹腔注射阿拉伯树胶(GUM),GUM,AMF⁃GUM溶液[20、40 mg/(kg·d)],连续注射,2周后取出颅骨,行Micro⁃CT扫描。
1.2.2 Micro⁃CT扫描矢状缝与冠状缝交界区域进行放大,分析骨组织与软组织的体积比。
1.2.3 组织学分析扫描后,流动的双蒸水冲洗2 h,10%EDTA脱钙,3周后取出颅骨,包埋,切片,HE和TRAP染色。
1.2.4 BMMs分离与培养分离BABLC小鼠胫骨及股骨,剪断骨两端,冲洗骨髓细胞,红细胞裂解液裂解红细胞,收集细胞,培养箱中培养24 h后,悬浮细胞即BMMs。
1.2.5 CCK⁃8实验BMMs以1×104cells/well接种于96孔板,完全培养基(含有30 ng/mL M⁃CSF,60 ng/mL RANKL的α⁃MEM培养基)培养,24 h后不同浓度的 AMF(0、2.5、5.0、10、20、40、80、160 μmol/L)干预,72 h后加入CCK⁃8试剂,4 h后测量吸光度值。
1.2.6 TRAP染色BMMs以6×103cells/well接种于含完全培养基的96孔板,加入AMF(0、2.5、5.0、10 μmol/L),每2天换液,直至出现融合的多核破骨细胞,行TRAP染色(全程避光,保持恒温,避光染色约30 min)。
1.2.7 骨片吸收实验BMMs细胞以2.5×104cells/cm2接种于牛骨爬片上,48 h后更换完全培养基,每2天换液至第7天。超声去除骨片表面的破骨细胞,扫描电子显微镜进行扫描。
1.2.8 Western blotting实验BMMs以4×105cells/well接种于6孔板,AMF(0和10 μmol/L)预处理4 h,加入RANKL(60 ng/mL)分别刺激0、5、15、30 min和1、3、5 d,收集细胞;提取蛋白。Bradford检测蛋白浓度,恒流电泳,恒压转膜1.5 h,脱脂牛奶封闭2 h,一抗4℃隔夜孵育,二抗孵育2 h,ECL(GE,UK)检测蛋白条带。
1.3 统计学方法SPSS软件(版本16.0)分析,结果从平均值±标准差表示。P<0.05为差异具有统计学意义,所有数据重复3次实验获得。
2.1 AMF抑制钛颗粒诱导的小鼠颅骨骨溶解Micro⁃CT示:骨溶解经腹腔注射AMF而被抑制。钛颗粒组(Vehicle)与对照组(Sham)比较颅骨矢状缝,冠状缝间距明显增宽,可见大量的骨陷窝。而用药组骨表面可见骨愈合现象,BV/TV比值随着AMF用药浓度的增加逐渐增加(图1)。
2.2 AMF抑制体内破骨细胞的产生组织学分析示:HE染色,对照组小鼠颅骨光滑,颅骨矢状缝合紧密,而钛颗粒组颅骨表面看到显著的骨破坏,AMF组颅骨表面骨破坏得到了抑制。TRAP染色,钛颗粒组见到大量的破骨细胞,随着AMF浓度的增加,破骨细胞减少明显,高浓度组只见到少量的破骨细胞(图2)。
图1 AMF抑制钛颗粒诱导的颅骨骨溶解Fig.1 Amentoflavone can suppress titanium particles induced⁃osteolysis of mouse calvaria
注:Vehicle组,明显的钛颗粒诱导的颅骨骨溶解现象,HE结合TRAP染色,大量骨溶解导致的孔洞,周围大量的破骨细胞聚集;而随着AMF作用,骨溶解得到抑制,破骨细胞数量逐渐减少并呈现剂量依赖性
2.3 AMF所用浓度对BMMs无明显的毒性作用CCK⁃8实验示:高浓度的AMF对BMMs细胞确有毒性作用,但0~10 μmol/L的AMF对BMMs不产生明显的毒性(图3)。
图3 AMF对BMMs细胞活性的研究Fig.3 Study of amentoflavone on cell activity
2.4 AMF抑制体外破骨细胞的生成TRAP染色,0 μmol/L组可见大量的破骨细胞生成,随着AMF浓度的增加,破骨细胞的数量及体积逐渐减少,10 μmol/L组几乎看不到多核的破骨细胞(图4)。
图4 AMF抑制体外破骨细胞生成Fig.4 Amentoflavone restrain osteoclastogenesis in vitro
2.5 AMF抑制破骨细胞的功能骨片吸收实验示:0 μmol/L组骨片可见大量的深且大的骨陷窝,但随着AMF浓度的增加,骨陷窝数量逐渐减少,10 μmol/L组只看到少量的骨陷窝(图5)。
图5 AMF抑制破骨细胞功能Fig.5 Amentoflavone restrain the function of osteolcast
2.6AMF阻断MAPK通路ERK,JNK,p38蛋白磷酸化随着RANKL诱导时间的延长出现不同程度增加,而当AMF干预后,p⁃ERK、p⁃JNK、p⁃p38的表达受到了不同程度的抑制(图6 A)。NFATc1和c⁃fos随RANKL诱导时间逐渐增加,但经AMF干预后,第3、5天蛋白表达被抑制(图6)。
医学者一直在寻求方法来减少磨损颗粒的产生,如改良手术入路来增加术后假体稳定性,优化假体设计如三级假体,陶瓷假体等大大减少了磨损颗粒的产生[11]。然而先进的假体不但费用高昂,而且不能完全阻止磨损颗粒产生[12]。虽然抑制破骨细胞骨吸收药物,如双膦酸盐类能收到一定效果,但是肾衰竭、下颌骨坏死等严重副作用限制了此类药物的使用[13]。因此,寻找一种既能抑制破骨细胞的生成,又能减少药物不良反应的新药是很有必要的。
图6 AMF抑制MAPK信号通路及关键转录因子的表达Fig.6 Amentoflavone inhibit MAPKs and key transcription factors
研究表明AMF具有成骨作用,但是关于AMF对破骨细胞生成及骨溶解的作用是第一次研究。颅骨扫描示腹腔注射AMF能够抑制骨溶解并呈现剂量依赖性。假体周围骨溶解是破骨细胞破坏所造成的[14],颅骨切片示AMF能够抑制破骨细胞的生成,进一步观察破骨细胞数量与颅骨骨质破坏呈现一致性。因此我们猜想AMF是通过抑制破骨细胞生成而抑制了钛颗粒诱导的骨溶解。
TRAP是破骨细胞的标记蛋白[15],随着AMF干预剂量的增加,破骨细胞体外生成明显受到抑制。骨溶解破骨细胞是导致骨破坏的根源[14],因此设计骨片吸收实验来验证破骨细胞的功能。实验中发现经AMF干预后骨陷窝数量及深度逐渐减少,因此推断AMF能够抑制破骨细胞的生成及功能。CCK⁃8实验示采用的AMF浓度对BMMs无明显的毒性作用,证明AMF不是通过对BMMs的毒性作用抑制了破骨细胞的生成及功能,而是通过其他作用。
研究表明MAPK信号通路在RANKL诱导破骨细胞的生成及骨吸收功能起关键作用[6,8,16]。而JNK、ERK、p38分别对破骨细胞的分化、功能及存活起着关键作用[17]。因此,猜测AMF是否通过阻断MAPK信号通路来抑制破骨细胞生成呢?研究发现RANKL介导的ERK、JNK、p38的磷酸化是短暂的[18],实验选择AMF干预后RANKL 30 min内进行诱导。实验发现AMF能抑制RANKL介导的MAPKs相关蛋白的磷酸化。NFATc1和 c⁃fos是MAPK通路介导破骨细胞生成重要的转录因子[19-20]。经AMF干预后,NFATc1和c⁃fos蛋白的表达受到了不同程度的抑制,说明AMF可能通过抑制NFATc1和c⁃fos的表达阻断MAPK信号通路。以上结果说明AMF能够阻断MAPK信号通路。综上,笔者认为AMF可能是通过阻断MAPK通路抑制破骨细胞的生成及钛颗粒诱导的小鼠颅骨骨溶解。
本研究不足。未设立阳性对照组来验证AMF的确切功效;实验采用的是工业颗粒,与人体内的颗粒大小及数量很难模拟。
[1]SCHNASER E A,BROWNE J A,PADGETT D E,et al.Peri⁃operative Complications in Patients With Inflammatory Arthropa⁃thy Undergoing Total Hip Arthroplasty[J].J Arthroplasty,2016,31(10):2286⁃2290.
[2]DEL BUONO A,DENARO V,MAFFULLI N,et al.Genetic susceptibility to aseptic loosening following total hip arthroplasty:a systematic review[J].Br Med Bull,2012,101:39⁃55.
[3]UDAGAWA N,TAKAHASHI N,AKATSU T,et al.Origin of osteoclasts:mature monocytes and macrophages are capable of differentiating into osteoclasts under a suitable microenviron⁃ment prepared by bone marrow⁃derived stromal cells,Proc[J].Natl Acad Sci,1990,87(18):7260⁃7264.
[4]WANG C T,LIN Y T,CHIANG B L,et al.Over⁃expression of receptor activator of nuclear factor⁃kappaB ligand(RANKL),inflammatory cytokines,and chemokines in periprosthetic oste⁃olysis of loosened total hip arthroplasty [J].Biomaterials,2010,31(1):77⁃82.
[5]DENG Z,WANG Z,JIN J,et al.SIRT1 protects osteoblasts against particle⁃induced inflammatory responses and apoptosis in aseptic prosthesis loosening[J].Acta Biomater,2017,49:541⁃554.
[6]ZHA X,XU Z,LIU Y,et al.Amentoflavone enhances osteo⁃genesis of human mesenchymal stem cells through JNK and p38 MAPK pathways[J].J Nat Med,2016,70(3):634⁃644.
[7]LEE E,SHIN S,KIM J K,et al.Anti⁃inflammatory effect of amentoflavone on modulation of signal pathways in LPS stimulat⁃ed RAW264.7 cells[J].Bul Kore Chem Socie,2012,33(9):2878⁃2882.
[8]FU Y,GU J,WANG Y,et al.Involvement of the mitogenacti⁃vated protein kinase signaling pathway in osteoprotegerinin⁃duced inhibition of osteoclast differentiation and maturation[J],Mol Med Rep,2015,12(5):6939⁃6945.
[9]PEARL J I,MA T,AFRAAZ R,et al.Role of the Toll⁃like receptor pathway in the recognition of orthopedic implant wear⁃debris particles[J].Biomaterials,2011,32(24):5535⁃5542.
[10]KUDO O,FUJIKAWA Y,ITONAGA I,et al.Proinflammatory cytokine(TNFalpha/IL⁃1alpha)induction of human osteoclast formation[J].J Pathol,2002,198(2):220⁃227.
[11]CHRISTIAN F,MICHAEL K B,SVEN H,et al.Dynamic behavior of tripolar hip endoprostheses under physiological con⁃ditions and their effect on stability[J].Med Engineering Phys⁃ics,2014,36(1):65⁃71.
[12]MATHARU G S,DANIEL J,ZIAEE H,et al.Failure of a novel ceramic⁃on⁃ceramic hip resurfacing prosthesis[J].J Arthroplasty,2015,30(3):416⁃418.
[13]FADDA V,MARATEA D,TRIPPOLI S,et al.Gastrointestinal and renal side effects of bisphosphonates:differentiating be⁃tween no proof of difference and proof of no difference[J].J Endocrinol Invest,2015,38(2):189⁃192.
[14]MINKIN C.Bone acid phosphatase:tartrate⁃resistant acid phos⁃phatase as a marker of osteoclast function[J].Calcif Tissue Int,1982,34(3):285⁃290.
[15]YANG Q,MCHUGH K P,PATNTIRAPONG S,et al.VEGF enhancement of osteoclast survival and bone resorption involves VEGF receptor⁃2 signaling and beta3⁃integrin[J].Matrix Biol,2008,27(7):589⁃599.
[16]张志强,王强,陈勇,等.p38MAPK抑制剂对钛颗粒刺激巨噬细胞分泌炎症因子的影响[J].实用医学杂志,2015,31(4):533⁃536.
[17]FENG X.RAN King intracellular signaling in osteoclasts[J].IUBMB Life,2005,57(6):389⁃395.
[18]WU C,WANG W,TIAN B,et al.Myricetin prevents titanium particl⁃induced osteolysis in vivo and inhibits RANKL⁃induced osteoclastogenesis in vitro[J].Biochem Pharmacol,2015,93(1):59⁃71.
[19]GOHDA J,AKIYAMA T,KOGA T,et al.RANK⁃mediated amplification of TRAF6 signaling leads to NFATc1 induction during osteoclastogenesis[J].EMBO J,2005,24(4):790⁃799.
[20]ALFAQEEH S,ORALOVA V,FOXWORTHY M,et al.Root and Eruption Defects in c⁃Fos Mice Are Driven by Loss of Os⁃teoclasts[J].J Dent Res,2015,94(12):1724⁃1731.