胶原在动脉粥样硬化斑块中的作用研究进展

刘娜 资晓宏⋆

胶原在动脉粥样硬化斑块中的作用研究进展

刘娜 资晓宏⋆

动脉粥样硬化（atherosclerosis，AS）是一种脂质堆积、炎症细胞浸润、细胞外基质增生为病理特征的慢性炎症过程［1］。AS导致心脑血管意外在人类死亡原因中占重要地位，随着动脉粥样硬化研究的深入，动脉斑块的稳定性在心脑血管疾病的致病机制的作用逐渐清晰，不稳定斑块的突然破裂可直接栓塞下游的血管，裸露的含高凝物质的核心接触血液能迅速形成血栓导致缺血事件发生［2］。研究表明颈内动脉存在粥样斑块者发生脑梗死的危险是不伴粥样斑块者的3倍，存在非钙化斑块及斑块表面不规则者发生脑梗死的危险性增加［3］。在AS病变的不同阶段斑块展现出不同的结构和化学组成，斑块的稳定性与覆盖在脂核管腔面的斑块纤维帽的组成与厚度及分布情况密切相关［4］。纤维帽的抗机械强度的能力越强，斑块就越稳定，而在纤维帽的细胞外基质中，胶原是重要的构成成分，所以胶原的产生增多形成硬化斑块是维持斑块稳定性的重要因素［5］。目前胶原在动脉粥样硬化斑块形成中起的作用值得探讨，本文结合国内外最新进展做一综述。

1 胶原

胶原是最主要的细胞外基质成分，胶原蛋白是由三条肽链（α1、α2、α3）呈螺旋形缠绕而成的绳索状分子。根据这三条肽链结构的不同，迄今已经发现了27种胶原，在动脉壁中其由内皮细胞、平滑肌细胞及成纤维细胞共同合成。I、III型胶原蛋白是粥样斑块的主要成分，其与AS的相关性研究已经有较多报道［6］。早在1987年Shekhonin及其同事［7］即提出各种类型胶原成分在动脉壁中的分布情况与AS的进展程度密切相关。有研究发现I型胶原占动脉壁胶原总量的2/3，是动脉内膜和外膜最主要的成分，且在动脉中膜明显沉积，III型胶原占动脉壁胶原总量的比例随I型胶原不断蓄积与粥样硬化的发展而有轻度下降［8］。近年有动物实验进一步证实动脉粥样硬化组家兔主动脉壁内I型胶原比正常对照组明显增高［6］。但是Purushothaman等［9］发现糖尿病患者动脉粥样硬化斑块内III型胶原沉积量较非糖尿病患者的动脉斑块内多。

胶原在动脉粥样硬化中的作用包括构成粥样斑块的主要成分堵塞血管，参与斑块的钙化，促进血管内皮细胞迁移、增殖，促进脂质沉积、潴留，与血小板相互作用促进血小板聚集、血栓形成，此外胶原糖化可能促进动脉硬化的发

生发展。胶原纤维的结合受体主要有细胞膜表面的整合素（α1β1、α2β1）及盘状结构域受体酪氨酸激酶受体（DDR1、DDR2）。

2 胶原与平滑肌细胞的增生和迁移

在AS的病变过程中，血管平滑肌细胞经历从静态收缩表型到增生合成表型的过渡，在这一过程中胶原起了关键作用。在斑块的形成过程中，血管平滑肌细胞产生的胶原蛋白显著增加，约占斑块内总蛋白的60%。反过来由平滑肌细胞合成的胶原又通过受体介导的信息反馈来影响平滑肌细胞的表型及行为。血管平滑肌细胞的增生是影响动脉粥样斑块发生发展的重要成分，而I型胶原是血管平滑肌细胞增生的关键调节因素。Koyama及其同事在多聚体型I型胶原平板上接种平滑肌细胞发现，I型胶原通过上调细胞周期蛋白依赖性激酶抑制体p27Kip1和p21Cip1使得平滑肌细胞保持静态［10-11］。在多聚体型I型胶原凝胶中悬浮培养的平滑肌细胞亦表现为生长抑制。还有体内试验研究证实多聚体型I型胶原纤维具有抗细胞增生的作用［12］。相反，在单聚体型I型胶原平板或可溶性I型胶原悬液中培养接种平滑肌细胞，I型胶原能通过激活磷脂酶C与P12K途径刺激细胞的增生。此外，可溶性I型胶原与血小板源生长因子通过PDGFRβ受体和整合素α2β1受体的相互交联协同刺激细胞增生。VIII型胶原，胶原中的一种短链分子。在血管损伤或动脉粥样硬化病变中，平滑肌细胞与巨噬细胞大量分泌VIII型胶原。平滑肌细胞通过DDR和整合素受体（α1β1、α2β1）与VIII型胶原粘附在一起。有人从野生型小鼠与VIII型胶原基因敲除小鼠分别获得平滑肌细胞并培养发现，野生型细胞合成VIII型胶原并能掩盖I型胶原，即使在多聚I型胶原环境中，平滑肌细胞亦能大量增生［13］。因此，不同类型的胶原或不同物理构象的胶原都能对平滑肌细胞的增生产生不同的影响。通过DDR1基因敲除小鼠模型，研究人员发现，DDR1在动脉损伤后的动脉内膜增生过程中起重要作用［14］。DDR1基因敲除细胞在I型胶原和Ⅷ型胶原环境中表现为细胞增生受到抑制、迁移速度减慢，同时MMPs活性下降。此外，DDR1基因敲除与DDR1基因正常小鼠相比，其动脉粥样斑块中平滑肌细胞聚集数量无明显差别，但斑块大小、巨噬细胞聚集数量较后者减少，而细胞外基质却有显著增加。因此，DDR1不是斑块内平滑肌细胞浸润的关键，但确实影响了细胞外基质的合成与积累。

血管平滑肌细胞从动脉中膜迁移至动脉内膜是动脉粥样斑块扩大形成斑块核心的重要组成部分。其迁移过程包含粘附、播散、移位等多个步骤，每一个步骤均受到细胞外基质分子的调节作用。体外实验发现平滑肌细胞能在I型胶原平板上移动，胶原的聚合状态影响平滑肌细胞的迁移速度，细胞在单聚体型胶原纤维上的迁移速度比在多聚体型胶原纤维上细胞迁移速度更快。更深入的研究发现，多聚体型I型胶原能抑制平滑肌细胞多个基因的表达，其中包括在细胞粘附、调节细胞形状及细胞运动中发挥重要作用的α-辅肌动蛋白［15］。与此类似，在多聚体型I型胶原悬液中培养的平滑肌细胞也表现为肌动蛋白结合蛋白合成、局部粘附受抑制，局部粘附点激酶磷酸化程度下降。因此，多聚体型I型胶原能抑制血管平滑肌细胞的迁移。

研究表明平滑肌细胞必须降解I型胶原才能跨越或侵入胶原凝胶［16］。胶原纤维的蛋白水解产物能影响平滑肌细胞的行为。细菌胶原酶降解产生的胶原片段能快速分散粘附聚集的平滑肌细胞集合体，促进细胞迁移与基质的释放。I型胶原降解通过上调腱糖蛋白C间接促进平滑肌细胞的迁移与增生。胶原降解片段通过整合素受体（αⅤβ3）促进ERK1/2依赖性腱糖蛋白C的合成，腱糖蛋白C又刺激平滑肌细胞的增生与迁移。

3 胶原干预炎症反应

从血流中招募单核细胞并累积至血管壁中是动脉粥样硬化的早期事件。在血管内皮细胞下，单核细胞被激活成为巨噬细胞，然后吞噬脂质，分泌炎症因子，同时还分泌蛋白酶，其中蛋白酶包括金属基质蛋白酶（MMPs）、组织蛋白酶、血纤维蛋白溶酶。巨噬细胞逐渐分化从圆形漂浮细胞变成极化细胞，其能与斑块内的细胞外基质相互作用，并在细胞基质中迁移。胶原在巨噬细胞的分化、迁移、炎症细胞因子的产生及基质蛋白酶分泌等多方面调节了巨噬细胞的功能。细胞培养表明，I型胶原基质可诱导单核细胞行为及表型的显著变化，附着于I型胶原使得单核细胞分化为巨噬细胞，促进其细胞播散及吞噬能力［17］。在胶原基质环境中，巨噬细胞产生和分泌更多的佛波醇肉豆蔻酸乙酸酯超氧化产物和前列腺素E2。前列腺素E2通过EP2和EP4受体激活蛋白激酶A（PKA）和PKB/Akt途径，反过来促进前列腺素A2的分泌。而前列腺素A2在动脉粥样硬化早期对低密度脂蛋白堆积起关键性作用。巨噬细胞主要通过整合素受体、DDR、清道夫受体A三种胶原受体与胶原作用。一般情况下，整合素α2β1在巨噬细胞一般维持在低表达水平，但是在吞噬活动中整合素受体α1β1的表达上调，整合素α1β1的关键作用在一个载脂蛋白基因敲除小鼠动脉粥样硬化模型中有所体现，有α1整合素缺陷的载脂蛋白基因敲除小鼠形成较小的动脉硬化斑块，斑块内巨噬细胞、T细胞含量较α1整合素正常的载脂蛋白基因敲除小鼠明显减少。研究表明α1整合素有致动脉粥样硬化和炎症的作用。清道夫受体介导巨噬细胞与I型、III型胶原、糖化IV型胶原的粘附［18］，胶原通过清道夫受体调节巨噬细胞吞噬低密度脂蛋白的能力。DDRs还在单核细胞的活化及其分化的过程中起重要作用。过度表达DDR1α可促进巨噬细胞对胶原基质侵袭，而过度表达DDR1β可通过激活p38丝裂原活化蛋白激酶和NF-κB途径促进单核细胞分化和分泌细胞因子。有人通过DDR1基因及低密度脂蛋白受体基因敲除小鼠建立的动脉粥样硬化模型发现，DDR1基因敲除组小鼠形成的动脉硬化斑块比DDR1基因正常组小鼠的动脉硬化斑块小60%，且斑块大小的减少与其斑块内巨噬细胞堆积减少呈正相关，而且DDR1基因敲除组小鼠的MMP-2，9，14的表达减少，使得其不能产生足够的蛋白裂解酶侵袭斑块。Franco及其同事［19］进一步研究发现来自有DDR1基因缺陷小鼠的巨噬细胞对Ⅳ型胶原的粘附能力下降，同时，单核细胞趋化蛋白-1减少导致巨噬细胞对Ⅳ型胶原的侵袭力减弱。因此，胶原通过DDR1对吸引炎症细胞至斑块内起重要的作用。

4 胶原的分解

动脉硬化斑块由富含胶原纤维的纤维帽覆盖，纤维帽的坚固程度是斑块稳定性的重要决定因素。斑块破裂可导致下游血管栓塞，是急性心肌梗塞、脑梗死的重要病因，且其致残率与病死率较高。导致斑块破裂的重要因素是基质金属蛋白酶对胶原纤维的裂解作用。MMP通过降解细胞外基质为平滑肌细胞及炎症细胞的迁移排除障碍，并调节细胞外基质的累积影响斑块的大小。不少研究已经发现不同MMP在动脉粥样硬化斑块形成过程中起不同的作用。有人通过MMP-2基因敲除动脉硬化小鼠模型发现其动脉粥样斑块大小减小，同时斑块内平滑肌细胞及炎症细胞浸润减少［20］。MMP-9基因敲除小鼠模型亦得到类似结果，而且MMP-9过度表达使斑块内出血增多，纤维帽变薄。因此，MMP-2、MMP-9在AS斑块形成过程中起促进作用，并使得斑块不稳定。相反，MMP-3基因敲除小鼠较MMP-3基因正常小鼠却形成了更大的含胶原纤维更多的斑块。Lemaitre及其同事发现过度表达MMP-1使得动脉斑块减少，胶原沉积减少［21］。因此MMP-1、MMP-3通过抑制细胞外基质的堆积对动脉及粥样斑块的稳定性起保护作用。还有人研究MMP-12与MMP-13基因敲除动脉粥样硬化小鼠模型发现，MMP-12与MMP-13并不影响斑块大小或斑块内细胞的堆积［22-23］。但是MMP-13基因敲除小鼠的斑块表现为纤维帽内胶原含量增多，胶原纤维增粗［23］。

5 总结

综上所述，胶原纤维促进血管平滑肌细胞增生迁移，反过来合成产生更多的胶原纤维。另一方面，胶原纤维刺激单核细胞转化为巨噬细胞，并增强其吞噬低密度脂蛋白的能力与蛋白酶分泌能力。蛋白酶再促进胶原的降解，胶原的降解又有助于上述细胞的迁移增生，如此循环，胶原在动脉粥样硬化斑块的形成过程中起着重要的作用。

［1］ Libby P. Inflammation in atherosclerosis. Arterioscler Thromb Vasc Biol, 2012, 32(9):2045-2051.

［2］ Stansby G, Macdonald S, Allison R, et al. Asymptomatic carotid disease and cardiac surgery consensus. Angiology, 2011, 62(6):457-460.

［3］ Kitamura A, Iso H, Imano H, et al. Carotid intima-media thickness and plaque characteristics as a risk factor for stroke in Japanese elderly men. Stroke, 2004, 35(12):2788-2794.

［4］ Yla-Herttuala S, Bentzon JF, Daemen M, et al. Stabilisation of atherosclerotic plaques. Position paper of the European Society of Cardiology (ESC) Working Group on atherosclerosis and vascular biology. Thromb Haemost, 2011, 106(1):1-19.

［5］ Wang KY, Tanimoto A, Sasaguri Y. Extracellular matrix and atherosclerosis. J UOEH, 2010, 32(2):195-203.

［6］ Hongyan Wang JZ, Aiqun Ma, Xinjun Lei, et al. The experimental study of relation between type I collagen, NF- KB, VCAM-1 and atherosclerosis. Journal of US-China medical science, 2006, 3(5):15-19.

［7］ Shekhonin BV, Domogatsky SP, Idelson GL, et al. Relative distribution of fibronectin and type I, III, IV, V collagens in normal and atherosclerotic intima of human arteries. Atherosclerosis, 1987, 67(1):9-16.

［8］ Murata K, Motayama T, Kotake C. Collagen types in various layers of the human aorta and their changes with the atherosclerotic process. Atherosclerosis, 1986, 60(3):251-262.

［9］ Purushothaman KR, Purushothaman M, Muntner P, et al. Inflammation, neovascularization and intra-plaque hemorrhage are associated with increased reparative collagen content: implication for plaque progression in diabetic atherosclerosis. Vasc Med, 2011, 16(2):103-108.

［10］ Koyama H, Raines EW, Bornfeldt KE, et al. Fibrillar collagen inhibits arterial smooth muscle proliferation through regulation of Cdk2 inhibitors. Cell, 1996, 87(6):1069-1078.

［11］ Tanner FC, Boehm M, Akyurek LM, et al. Differential effects of the cyclin-dependent kinase inhibitors p27(Kip1), p21(Cip1), and p16(Ink4) on vascular smooth muscle cell proliferation. Circulation, 2000, 101(17):2022-2025.

［12］ Tanner FC, Yang ZY, Duckers E, et al. Expression of cyclindependent kinase inhibitors in vascular disease. Circ Res, 1998, 82(3):396-403.

［13］ Adiguzel E, Hou G, Mulholland D, et al. Migration and growth are attenuated in vascular smooth muscle cells with type VIII collagen-null alleles. Arterioscler Thromb Vasc Biol, 2006, 26(1):56-61.

［14］ Hou G, Vogel W, Bendeck MP. The discoidin domain receptor tyrosine kinase DDR1 in arterial wound repair. J Clin Invest, 2001, 107(6):727-735.

［15］ Ichii T, Koyama H, Tanaka S, et al. Fibrillar collagen specifically regulates human vascular smooth muscle cell genes involved in cellular responses and the pericellular matrix environment. Circ Res, 2001, 88(5):460-467.

［16］ Kanda S, Kuzuya M, Ramos MA, et al. Matrix met alloproteinase and alphavbeta3 integrin-dependent vascular smooth muscle cell invasion through a type I collagen lattice. Arterioscler Thromb Vasc Biol, 2000, 20(4):998-1005.

［17］ Wesley RB, Meng X, Godin D, et al. Extracellular matrix modulates macrophage functions characteristic to atheroma: collagen type I enhances acquisition of resident macrophage traits by human peripheral blood monocytes in vitro. Arterioscler Thromb Vasc Biol, 1998, 18(3):432-440.

［18］ Gowen BB, Borg TK, Ghaffar A, et al. The collagenous domain of class A scavenger receptors is involved in macrophage adhesion to collagens. J Leukoc Biol, 2001, 69(4):575-582.

［19］ Franco C, Britto K, Wong E, et al. Discoidin domain receptor 1 on bone marrow-derived cells promotes macrophage accumulation during atherogenesis. Circ Res, 2009, 105(11):1141-1148.

［20］ Kuzuya M, Nakamura K, Sasaki T, et al. Effect of MMP-2 deficiency on atherosclerotic lesion formation in apoE-deficient mice. Arterioscler Thromb Vasc Biol, 2006, 26(5):1120-1125.

［21］ Lemaitre V, O'Byrne TK, Borczuk AC, et al. ApoE knockout mice expressing human matrix met alloproteinase-1 in macrophages have less advanced atherosclerosis. J Clin Invest, 2001, 107(10):1227-1234.

［22］ Luttun A, Lutgens E, Manderveld A, et al. Loss of matrix met alloproteinase-9 or matrix met alloproteinase-12 protects apolipoprotein E-deficient mice against atherosclerotic media destruction but differentially affects plaque growth. Circulation, 2004, 109(11):1408-1414.

［23］ Deguchi JO, Aikawa E, Libby P, et al. Matrix met alloproteinase-13/collagenase-3 deletion promotes collagen accumulation and organization in mouse atherosclerotic plaques. Circulation, 2005, 112(17):2708-2715.

310016 浙江大学医学院附属邵逸夫医院下沙院区（刘娜）410000 中南大学附属湘雅三医院（资晓宏）*通信作者