BDNF基因转染神经干细胞移植脑损伤大鼠移植细胞存活率和Trkβ、Erk1/2、Ras及Trx的表达

尹良伟 ，王禹兹，陈　涛，张舒珊，初海鹰，孔　力，马海英

(1.大连市中心医院 综合六病房，辽宁 大连 116033；2.大连医科大学 组织胚胎学教研室，辽宁 大连 116044)



BDNF基因转染神经干细胞移植脑损伤大鼠移植细胞存活率和Trkβ、Erk1/2、Ras及Trx的表达

尹良伟1，王禹兹2，陈涛2，张舒珊2，初海鹰2，孔力2，马海英2

(1.大连市中心医院 综合六病房，辽宁 大连 116033；2.大连医科大学 组织胚胎学教研室，辽宁 大连 116044)

目的探讨脑源性神经营养因子基因修饰神经干细胞(BDNF/NSCs)移植大鼠创伤性脑损伤(TBI)模型后，对移植细胞存活数量的影响及其机制。方法采用Feeney法制备TBI模型，于造模后72 h，随机分为两组：BDNF/NSCs移植组及 NSCs移植组，将3 μL(1×108/mL)BDNF/NSCs或 NSCs直接移植于脑损伤区。分别于移植后1、2、3和4周取脑组织，冻存或制备冰冻切片。在荧光显微镜下计数移植细胞存活数量，并采用免疫组织化学技术检测p-Erk1/2、Ras蛋白的表达；通过RT-PCR技术检测脑损伤区及周围组织中Trx、Trkβ基因的表达。结果BDNF/NSCs 组和NSCs 组细胞存活数随移植时间延长而减少，在移植后的不同时间点，BDNF/NSCs 组移植细胞存活率均明显高于NSCs 组(P<0.05)；BDNF/NSCs组在移植后不同时间点移植细胞的p-Erk1/2、Ras蛋白表达强度均明显高于NSCs组(P<0.05)；与NSCs组比较，BDNF/NSCs组损伤灶及周围脑组织中Trx、Trkβ基因的表达水平均明显增强(P<0.05)。结论BDNF基因转染NSCs移植大鼠TBI后，能够明显提高移植细胞的存活率，上调Trkβ、p-Erk1/2、Ras及Trx的表达。BDNF与其受体Trkβ结合后，可能通过Ras/Raf/Erk途径激活其下游的Trx基因从而激活细胞的抗氧化作用，进而减少移植细胞的氧化损伤，提高移植细胞在脑组织损伤区的存活率。

脑源性神经营养因子；神经干细胞；创伤性脑损伤；Ras/Raf/Erk

[引用本文]尹良伟，王禹兹，陈涛，等.BDNF基因转染神经干细胞移植脑损伤大鼠移植细胞存活率和Trkβ、Erk1/2、Ras及Trx的表达[J].大连医科大学学报，2016,38(5)：422-427.

创伤性脑损伤(traumatic brain injury，TBI)是指由外伤引起的脑组织损伤，是损伤致死的主要原因之一，也是儿童和青少年致残的主要原因之一[1]。随着现代医疗技术的不断发展，对TBI的治疗已经取得了很大的进展，但对TBI患者恢复脑功能仍缺乏有效的治疗手段。神经干细胞(neural stem cells，NSCs)或神经前体细胞(neural progenitor cells，NPCs)的特征及其成功地体外分离培养使直接移植这些细胞治疗中枢神经系统损伤成为可能。本课题组之前的研究表明， NSCs移植治疗TBI大鼠后1周，即发挥了促进感觉运动功能恢复的作用[2]。但是，随着移植时间的不断推移，移植的NSCs存活数量不断减少，移植后第4周的存活率为(6.3±1.0)%[3]，而这种移植细胞的损失可能主要由脑组织损伤后引发的继发损伤引起，包括血脑屏障破坏、炎性因子、氧化应激损伤等[4-5]。因此，如何提高移植NSCs的存活数量成为了保障其治疗效果的关键因素之一。

脑源性神经营养因子(brain derived neurophic factor，BDNF)，是BDNF基因编码的一种生物活性蛋白，是神经源性营养因子家族中的一种，广泛分布于中枢神经系统及周围神经系统，且视网膜、肾脏等脏器均有不同程度的分布。近年来因其广泛的生理活性功能成为研究焦点。在中枢神经系统内，对新神经元及突触的生长发育、分化起重要作用，并具有能防止神经元受损伤死亡、改善神经元的病理状态、促进受损伤神经元再生及分化等生物效应，在中枢及周围神经系统中对成熟神经元的维持，对长时程记忆的保护、正常生理营养因子的刺激及控制等都有重要作用。BDNF对下游作用通路方式及产生的级联作用非常广泛，如Trkβ，LNGFR等，但尤以BDNF-Trkβ通路最为重要，产生的生理功能也最为广泛。 Trkβ是酪氨酸激酶受体蛋白家族的一种，具有广泛的生理功能，作为BDNF下游的一种的受体蛋白，被BDNF蛋白激活产生级联效应，从而激活下游的蛋白受体，使得BDNF在细胞中调节各种生理功能的作用得以实现[6-7]。本课题组以前的研究也表明，BDNF基因转染NSCs(BDNF/NSCs)后，与NSCs相比，BDNF呈现为过表达，将二者同等条件下分别移植治疗TBI大鼠后，BDNF/NSCs组感觉运动功能恢复均明显好于NSCs组[3]，但其作用过程的机制尚不完全明确。

本研究采用荧光示踪剂PKH26标记BDNF/NSCs与NSCs，移植于TBI模型大鼠脑内，观察移植细胞的存活率，并进一步探讨了BDNF过表达对Trkβ、Ras/Raf/Erk1/2途径、其下游抗氧化通路上的硫氧还蛋白(thioredoxin，Trx)等相关蛋白表达的影响，以明确BDNF对移植细胞存活率的影响及机制。

1　材料和方法

1.1主要材料与仪器

成年Wister大鼠48只，150～200 g，雌雄各半(大连医科大学实验动物中心提供)。兔抗鼠p-Erk1/2多克隆抗体(上海Upstate)；羊抗兔多克隆二抗(上海碧云天)；抗大鼠Ras单克隆抗体(美国Cell Signaling)；马抗小鼠多克隆二抗(美国Vector)；RNA PCR KIT VER 3.0(大连宝生物)；PKH26(美国Sigma)。脑立体定向仪(美国Stoelting)。

1.2方法

1.2.1 创伤性脑损伤模型制备

采用改良的Feeney法制备创伤性脑损伤模型[2]。以10%水合氯醛腹腔注射麻醉大鼠(40 mg/kg), 麻醉后固定于立体定向仪上，切开头皮，分离皮下组织及骨膜。在前囟后3 mm、矢状缝左3 mm处钻取直径约为3 mm 的骨窗，保持硬脑膜的完整。采用改良的打击装置，以10 g 砝码从30 cm 高处自由坠落，撞击该处硬脑膜，造成颅脑挫裂伤。

1.2.2BDNF/NSCs与NSCs的培养

采用本课题组已获得的BDNF/NSCs或NSCs传代培养[2]。培养基为DMEM/F12 培养基(含B27、EGF、bFGF)，接种密度为(1～2)×105个/mL，接种于T型瓶中，于37 ℃、饱和湿度、含5% CO2的细胞培养箱中。

1.2.3PKH26示踪剂标记BDNF/NSCs与NSCs

于移植前收集细胞，加入AccutaseTM酶，制备成单细胞悬液。PKH26染色方法按说明书进行。染色体系中PKH26和细胞的浓度分别为4×10-6mol/L和1×107/mL。用生理盐水重悬BDNF/NSCs或NSCs，终浓度为1×108/mL，置于冰上备用。

1.2.4动物分组与NSCs移植

于造模后72 h，将动物随机分为BDNF/NSCs移植组和NSCs移植组(各24只)。动物麻醉后固定于立体定位仪上，暴露创伤灶。在创伤灶中心，用微量注射泵将3 μL PKH26标记的BDNF/NSCs或NSCs悬液注入硬脑膜下1.1 mm处，注射10 min，停留5 min后拔出注射器，以后动物常规饲养。每组动物分别于移植后1、2、3、4周取全脑，用于移植细胞计数、免疫组化染色和RT-PCR检测。

1.2.5细胞存活计数

对大鼠进行4%多聚甲醛灌流固定，经固定行全脑冰冻切片。于荧光显微镜下观察NSCs的存活数。200倍镜下，每10张切片计数1张PKH26标记的NSCs(自前囟前1 mm至前囟后4 mm)，每只动物计数细胞数×10作为该动物存活细胞数，存活率为存活细胞数与移植细胞总数的比值。

1.2.6免疫组化分析

冰冻切片室温静置30 min，PBS缓冲液冲洗3次，每次5 min；滴加山羊血清封闭20 min；滴加一抗(Ras 1∶200，p-Erk1/2 1∶100)，置于4 ℃过夜；PBS缓冲液冲洗3次，每次5 min，分别滴加二抗(马抗小鼠多克隆二抗 1∶2000，羊抗兔多克隆二抗 1∶100)，室温静置1 h；PBS缓冲液冲洗3次，每次5 min；DAPI封片置于荧光显微镜下观察。

1.2.7RT-PCR分析

分别于移植后不同时间点，取脑损伤灶及其周围组织, 采用异硫氰酸胍-酚-氯仿(TRIzol)两步法提取总RNA，逆转录为cDNA，常规进行RT-PCR。

以下引物委托宝生物有限公司合成：

Trx上游引物5'-CAAATGCATGCCGACCTTCCAGTT-3'

下游引物5'-TGGCAGTTGGGTATAGACTCTCCA-3'

Trkβ上游引物5'-AGCCAGCACTTCAGTGGTTCTA-3'

下游引物5'-TTGGTTTGGTCAGCAACATCCG-3'GAPDH上游引物5'-TGTGATGGGTGTGAACCACGAGAA-3'

下游引物5'-GAGCCCTTCCACAATGCCAAAGTT-3'

PCR 反应条件：94 ℃ 3 min预变性；98 ℃ 10 s，50 ℃ 15 s，72 ℃ 1 min，共30个循环；72 ℃ 延伸10 min。取2 μL PCR产物在1%琼脂糖凝胶中进行电泳，在凝胶成像系统下成像，用Image Master ED软件计算各电泳条带的强度值，以目的基因条带和内参照基因条带的强度之比(Trx/GAPDH；Trkβ/GAPDH)为目的基因mRNA表达的相对值，据此相对值，判断各样品中各基因 mRNA表达程度的差异。

1.3统计学方法

采用SPSS 11.0统计软件分析，计量数据以均数±标准差表示，同一时间点内组间比较采用t检验。P<0.05为差异有统计学意义。

2　结　果

2.1BDNF/NSCs与NSCs移植后在脑内的存活情况

对移植细胞进行计数结果显示，BDNF/NSCs 组和NSCs 组细胞存活率均随移植时间延长而减少，在移植后的不同时间点，BDNF/NSCs 组移植细胞存活率均明显多于NSCs组(P<0.05)，见图1。BDNF/NSCs组移植细胞的突起丰富且较长。

图1BDNF/NSCs组与NSCs组移植后不同时间点移植细胞的存活情况

Fig 1 The survival cells of BDNF/NSCs-transplated group and NSCs-transplated group in different time of post-transplantation

A：移植后不同时间点，BDNF/NSCs组与NSCs组细胞存活率比较，BDNF/NSCs组存活细胞率明显高于NSCs组；B(NSCs组)和C(BDNF/NSCs组)为移植后第4周 PKH26标记的移植细胞存活情况。*与NSCs组比较，P<0.05

2.2免疫组化结果

免疫组化观察p-Erk1/2、Ras蛋白表达情况，图2、3显示PKH26标记的BDNF/NSCs或NSCs移植后第2周 p-Erk1/2、Ras蛋白阳性表达结果。可见BDNF/NSCs组脑组织中移植细胞的p-Erk1/2和Ras蛋白的荧光染色强度较强。经统计学分析，BDNF/NSCs组Ras、p-Erk1/2蛋白表达水平均明显高于NSCs组(图4)，差异有显著性意义(P<0.01)。

图2　损伤鼠脑皮质移植NSCs存活及p-Erk1/2蛋白表达(bar=50 μm)Fig 2 The expression of p-Erk1/2 protein and survivals of neural stem cells in rat cortical injury(scale bars=50 μm)

图3　损伤鼠脑皮质移植NSCs存活及Ras蛋白表达(bar=50 μm)Fig 3 The expression of Ras protein and survivals of neural stem cells in rat cortical injury (scale bars=50 μm)

图4　p-Erk1/2与Ras蛋白表达光密度值分析Fig 4 The optical density value analysis of expression of p-Erk1/2 and Ras proteins*与NSCs组相比，P<0.05

2.3 RT-PCR结果

RT-PCR测定TBI大鼠损伤灶与周围脑组织中Trkβ与Trx 的mRNA表达。分析结果显示，于移植后的1，2，3和4周，BDNF/NSCs组Trkβ与Trx的基因表达水平均明显高于NSCs组(P<0.05)。见图5、6。

图5　移植后不同时间点Trx、Trkβ基因产物RT-PCR电泳图Fig 5 The Trx and Trkβ gene product RT-PCR electrophoregram in different time of post-transplantation1，3，5，7为NSCs组；2，4，6，8为BDNF/NSCs组。1和2，3和4，5和6，7和8分别为移植后第1，2，3，4周

图6　Trx、Trkβ基因表达产物RT-PCR电泳图分析Fig 6 The annlysis of the Trx and Trkβ gene product RT-PCR electrophoregramA：Trx基因表达结果；B：Trkβ基因表达结果。*与NSCs组相比P<0.05

3　讨　论

NSCs是一种具有多向分化潜能和自我更新能力的细胞。源于胚胎中枢神经系统不同区域的NSCs在不同的微环境中可分化为神经元、少突胶质细胞、星形胶质细胞[8]。成年哺乳动物脑内的NSCs主要位于海马齿状回颗粒下层(subgranular zone，SGZ)与脑室下区(subventracular zone，SVZ)。近年来，NSCs移植治疗中枢及周围神经系统的损伤及神经退行性疾病的研究得到广泛关注。影响NSCs移植后存活、增殖和分化的因素很多，包括细胞因子、创伤灶周围的微环境改变以及内源性基因调控等。研究表明，在移植早期，急性炎症所产生的毒性因子可诱导细胞凋亡，减少细胞存活，导致活细胞的明显减少。另外，由原发损伤引起的继发损伤、血脑屏障的破坏和氧化应激反应介导了细胞死亡，并且负面的影响了移植细胞的存活[4-5,9]。

许多研究表明，BDNF在中枢神经系统中具有促进神经元的发育、存活、分化等生理作用，而且在神经元损伤后的修复及突触重建过程中发挥着重要作用[7]。研究表明，BDNF直接注入脊索损伤红核附近能够防止和逆转神经细胞萎缩，促进轴突再生，但这种给药途径限制了给药量，并且反复给药容易引起炎症和局部组织损伤[10-11]。基因治疗为优化NSCs移植策略提供了潜在的可能。因此，本研究采用BDNF基因转染NSCs移植于TBI，结果发现，移植后4周内，BDNF/NSCs移植组的存活率均明显高于NSCs移植组，BDNF基因转染NSCs后移植于脑损伤区，明显提高了移植细胞的存活率。

本文进一步探讨了BDNF过表达促进移植细胞的存活率的分子机制。其机制可能是多方面的，包括BDNF介导的神经保护作用、抗氧化损伤、细胞与细胞间的信号传导等[12-13]。Trkβ是由酪氨酸激酶原癌基因编码的酪氨酸激酶蛋白受体，BDNF与下游的Trkβ特异性结合发挥广泛的生物学效应，促进神经元的生长、繁殖、分化，维持成熟神经元生存、加快神经突的生长、释放特异神经递质、介导神经元的可塑性。当神经元在受到损伤或发生退行性变等情况下，BDNF可起到保护作用，延长其生存时间、恢复其受损功能[14-16]。

Ras/Raf/Erk是MAPK下游通路中的一种重要通路，是细胞最重要的信号转导途径之一，涉及到调节多种生理过程，调节细胞的生长、发育，也是多种基因产物实现其生理功能的重要通路[17-19]。Ras/Raf/Erk激活水平的增高与细胞增殖及分化密切相关。这一信号通路可以激活其下游抗氧化通路上的核因子E2相关因子2(nuclear factor erythroid-2 related factor 2，Nrf2)和硫氧还蛋白(thioredoxin，Trx)等相关蛋白的表达，使其抗氧化功能得以表现。Nrf2是一种抗氧化应激的重要调节因子，在神经元抗氧化应激及谷氨酸诱导的神经兴奋性毒性等生理过程中发挥着重要作用。其在体内体外的神经保护作用被广泛认同，但作用机制尚不十分明确。Nrf2通过上调下游靶基因，促进Trx和热休克蛋白70，从而作为一种保护神经元的重要途径[18]。Trx是一种小分子多功能蛋白质家族，通过调节细胞内信号通路的关键蛋白及细胞内第二信使过氧化氢，从而发挥重要的生理作用[20]。Trx在氧化还原中起到重要的作用，且在细胞存活及生长过程中发挥重要的生理作用，目前机制尚不十分明确， Trx可能通过它的抗氧化效应直接抑制氧化应激，或通过与关键信号转导分子的蛋白质-蛋白质相互作用而间接抑制氧化应激。内因或外因所致的Trx过表达能抑制细胞氧化损伤[21]。由此可见，激活Ras/Raf/Erk1/2途径进而激活其下游的Nrf2、Trx基因及其相关蛋白表达，是对抗氧化应激损伤的重要途径。

本研究发现，与NSCs移植组比较，在移植后4周内，BDNF/NSCs组BDNF的过表达使其受体Trkβ、Ras/Raf/Erk通路中相关因子Ras、p-Erk1/2及其下游与细胞抗氧化损伤相关的Trx的表达明显增强。这些结果表明，BDNF促进移植细胞的存活，可能与激活其受体介导的细胞抗氧化损伤途径相关。

本研究结果提示，BDNF基因转染NSCs移植大鼠TBI后，能够明显提高移植细胞的存活率，上调Trkβ、Ras、p-Erk1/2和Trx的表达。推测其提高移植细胞存活率的机制之一可能是BDNF作用于其受体Trkβ，通过Ras/Raf/Erk途径激活其下游的Trx基因，从而激活细胞的抗氧化机制，减少了移植细胞的氧化损伤，促进了损伤区及周围移植细胞的存活。BDNF促进NSCs移植TBI后存活的机制尚需要进一步的研究，为临床上优化NSCs移植的策略提供实验依据。

[1] Colantonio A, Croxford R, Farooq S, et al. Trends in hospitalization associated with traumatic brain injury in a publicly insured population, 1992-2002[J].Trauma, 2009, 66(1):179-183.

[2] 马海英,喻博,关水，等.在大鼠创伤性脑损伤模型中神经干细胞移植对突触素表达的影响[J].中国组织化学与细胞化学杂志，2011，20(6)：627-633.

[3] Haiying Ma, Bo Yu, Li Kong, et al. Neural Stem Cells Over-Expressing Brain-Derived Neurotrophic Factor (BDNF) Stimulate Synaptic Protein Expression and Promote Functional Recovery Following Transplantation in Rat Model of Traumatic Brain Injury[J].Neurochem Res,2012，37(1)：69-83.

[4] André Mendes Arent,Luiz Felipe de Souza,Roger Walz, et al.Perspectives on Molecular Biomarkers of Oxidative Stress and Antioxidant Strategies in Traumatic Brain Injury[J]. Biomed Res Int, 2014, 723060.

[5] Adam Chodobski, Brian J Zink, Joanna Szmydynger-Chodobska. Blood-brain barrier pathophysiology in traumatic brain injury[J]. Transl Stroke Res, 2011, 2(4): 492-516.

[6] Park H,Poo MM. Neurotrophin regulation of neural circuit development and function[J]. Nat Rev Neurosci, 2013, 14(1):7-23.

[7] Jiao Y,Palmgren B, Novozhilova E,et al. BDNF increases survival and neuronal differentiation of human neural precursor cells cotransplanted with a nanofiber gel to the auditory nerve in a rat model of neuronal damage[J]. Biomed Res Int, 2014, 356415.

[8] Darsalia V, Kallur T,Kokaia Z. Survival, migration and neuronal differentiation of human fetal striatal and cortical neural stem cells grafted in stroke-damaged rat striatum[J]. Eur J Neurosci， 2007,26(3): 605-614.

[9] Lenzlinger PM, Morganti-Kossmann MC, Laurer HL, et al. The duality of the inflammatory response to traumatic brain injury[J]. Mol Neurobiol， 2001, 24(1-3):169-181.

[10] Kwon Bk, Liu J, Messerer C, et al. Survival and regeneration of rubrospinal neuron 1 year after spinal cord injury[J]. Proc Natl Acad Sci， 2002,99(5): 3246-3251.

[11] Jones LL, Tuszynski MH. Chronic intrathecal infusions after spinal cord injury cause scarring and compression[J]. Microsc Res Tecb, 2001,54(5): 317-324.

[12] Bathina S,Das UN. Brain-derived neurotrophic factor and its clinical implications [J]. Arch Med Sci, 2015, 11(6):1164-1178.

[13] Harting MT, Sloan LE, Jimenez F, et al. Subacute neural stem cell therapy for traumatic brain injury[J]. J Surg Res, 2009,153(2): 188-194.

[14] Yano H, Chao MV. Neurotrophin receptor structure and interactions [J].Pharm Acta Helv, 2000,74(2-3): 253-260.

[15] Modo M, Stroemer RP, Tang E, et al. Effects of implantation site of stem cell grafts on behavioral recovery from stroke damage [J]. Stroke, 2002, 33(9): 2270-2278.

[16] Marini AM，Jiang X，Wu X，et al. Role of brain-derived neuro-trophic factor and NF-kaPPaB in neuronal Plastieity and survival: From genes to PhenotyPe [J].Restor Neurol Neurosci, 2004, 22(2):121-130.

[17] 刘丽,徐格林,樊新颖.脑源性神经营养因子功能及细胞内信号传导通路[J].脑与神经疾病杂志，2011，19(2)：158-160.

[18] Hatic H, Kane MJ, Saykally JN, et al. Modulation of transcription factor Nrf2 in an in vitro model of traumatic brain injury[J]. Neurotrauma, 2012,29(6):1188-1196.

[19] Harrisingh MC,Perez-Nadales,Parkinson on DB,et al.The RAS/Raf/ERK signaling pathway drives Schwann cell defifferentiation[J].EMBO J,2004,23(15):3061-3071.

[20] Romero JI, Hanschmann EM, Gellert M, et al. Thioredoxin 1 and glutaredoxin 2 contribute to maintain the phenotype and integrity of neurons following perinatal asphyxia[J]. Biochim Biophys Acta, 2015,1850(6):1274-1285.

[21] Mochizuki M, Kwon YW, Yodoi J,et al. Thioredoxin regulates cell cycle via the Erk1/2-cyclin D1 pathway[J]. Antioxid Redox Signal, 2009,11(12):2957-2971.

Neural stem cells overexpressing brain-derived neurotrophic factor improve cell survival and elevate the expression of Trkβ, Erk1/2, Ras and Trx following transplantation in a rat model of traumatic brain injury

YIN Liang-wei1, WANG Yu-zi2，CHEN Tao2, ZHANG Shu-shan2, CHU Hai-ying2, KONG Li2, MA Hai-ying2

(1.ComprehensiveWards6,DalianCentralHospital,Dalian116033,China; 2.DepartmentofHistologyandEmbryology,DalianMedicalUniversity,Dalian116044,China)

Objective To investigate the survival of engrafted cells after transplantation of NSCs modified by BDNF gene(BDNF/NSCs) into rat models of traumatic brain injury(TBI)and underlying mechnisms. Methods TBI models built as described by Feeney were divided into two groups after 72 hours, BDNF/NSCs-transplanted group and NCSs-transplanted group, both directly transplanted with 3 μL(1×108/mL)BDNF/NSCs or NSCs, respectively. Brain samples were freezed or made into freezed slices at 1, 2, 3, and 4 weeks after transplantation. The survival of engrafted cells was accounted with fluroescent microscope. Immunohistochemical staining and RT-PCR were conducted to evaluted the expression of Erk and Ras protein and the expression of the Trx and Trkβ gene. Results The survival numbers in both BDNF/NSCs-transplanted group and NSCs-transplanted group were decreased with the passage of time. However, the survival in BDNF/NSCs-transplantated group was significantly more than that in NSCs-transplantate group during the experimental period(P<0.05). Immunohistochemical staining showed the expressions of p-Erk1/2 and Ras proteins in BDNF/NSCs-transplanted group were higher than those in NCSs-transplanted group(P<0.05), and RT-PCR showed the expressions of Trx and Trkβ genes around the injured areas in BDNF/NSCs-transplanted group were increased significantly compared to those in NCSs-transplanted group(P<0.05). Conclusions BDNF gene transfection improves the survival of engrafted NSCs in rat models of TBI, and upregulates the levels of Trkβ, p-Erk1/2, Ras and Trx. The underlying mechanisms may be that BDNF gene combining with its receptor Trkβ activates its downstream Trx gene through the anti-oxidate pathway Ras/Raf/Erk1/2, subsequently reduces the oxidative damage of engrafted cells and improves the survival rate in TBI.

brain-derived neurotrophic factor(BDNF); neural stem cells (NSCs); traumatic brain injury (TBI); Ras/Raf/Erk1/2

国家自然科学基金项目(31300812)

尹良伟(1975-)，男，辽宁大连人，主任医师。E-mail：lwyin2008@163.com

马海英，副教授。E-mail：mahaiying@dlmedu.edu.cn

��著

10.11724/jdmu.2016.05.02

R742.3

A

1671-7295(2016)05-0422-06

2016-06-27；

2016-09-19)