壁层上皮细胞活化与肾小球疾病

张 炯 综述 王金泉 审校

·基础医学·

壁层上皮细胞活化与肾小球疾病

张 炯 综述 王金泉 审校

针对肾小球固有细胞的研究，促进了肾小球疾病发病机制的了解。近年来，肾小球壁层上皮细胞(PECs)越来越受重视，PECs的正常生理功能和病理过程中的异常活化，与新月体、球性硬化等病变形成和转归有密切关系。本文将讨论PECs在维持肾小球正常结构功能中的作用，分析目前已知可能参与PECs活化过程中的信号通路及其在肾小球疾病中潜在机制。

肾小球壁层上皮细胞 增殖 再生 新月体 肾小球硬化

肾小球壁层上皮细胞(parietal epithelial cells,PECs)是肾小球内四种固有细胞之一。因其独特的解剖学位置，可增殖、分化的特点，在肾脏疾病中的作用备受重视。近年来，研究发现无论生理或病理状态下，肾脏存在不同表型的PECs及PECs的活化现象。PECs与肾脏疾病关系的研究主要集中在两方面，一是PECs参与肾脏病理改变形成；二是PECs参与肾脏损伤的再生修复。目前有关PECs的研究主要见于新月体肾炎(CGN)、局灶节段性肾小球硬化(FSGS)、糖尿病肾病(DN)和膜性肾病(MN)等。本文拟对PECs功能及PECs活化在肾脏病理、再生修复中的作用及相关信号通路作一综述。

PECs构成

PECs类似鳞状上皮细胞，细胞形态扁平，厚度仅为0.1～0.3 μm，细胞核部位增厚可达2.0～3.5 μm。正常大鼠PECs约占其肾小球固有细胞的14.8%。电镜观察，平均每个PEC有1～2个初级鞭毛；PECs细胞间有紧密连接[1-2]。

PECs活化过程通常伴细胞体积增大、细胞迁移和增殖现象增多、表达一些新的蛋白成分等，学者将其命名为活化的PECs(activated PECs,aPECs)(图1)[3-4]。随着研究的进展，PECs的构成和命名也主要基于两方面特征，一是就细胞形态进行描述定义；二是就其功能进行祖细胞相关定义(图1)。在描述定义中，此类PECs表达固有蛋白如PAX2、claudin-1，这些标志蛋白有助区分于其他肾小球固有细胞。在再生研究领域，学者就功能定义认为，有一类PECs在表达固有蛋白同时还表达足细胞标志蛋白，被称为壁层足细胞“parietal podocyte”[6-7]。因为PECs和足细胞发育具有同源性，成熟的足细胞再生增殖能力非常有限，而PECs在一定的条件下可出现增殖[3]。因此，这部分PECs活化后被认为参与足细胞的修复。所以，有关PECs活化机制研究也集中在病变形成和组织损伤后修复两方面[8]。

图1 活化的肾小球壁层上皮细胞的命名PECs：肾小球壁层上皮细胞；描述性表述(左侧)：包囊壁上附着的绿色细胞是PECs；在血管极附近，PECs连续性地与足细胞(蓝色)相连。有一类细胞介于上述两种上皮细胞的中间状态，称为转分化PECs；壁层足细胞通常位于血管极。在病理状态下，PECs出现新的表型，此时的细胞被称为活化的PECs(红色)；祖细胞一类表述(右侧)：PECs具有祖细胞的功能，能够参与细胞损伤后再生修复；此类细胞表达祖细胞标志物(CD133或CD24)，称为壁层上皮多能祖细胞(APEMP，绿色)，具有分别向足细胞(蓝色)和肾小管上皮细胞(黄色)分化潜能；APEMP异常增殖也属于PECs活化表现

PECs正常生理功能

生理环境下，PECs起到维持包囊壁完整性的功能[2,9]；此外，PECs通过其初级纤毛具有机械传感性和收缩性，参与尿囊腔内尿流动力学的形成[2]。PECs维持包囊壁的完整依赖于细胞间特殊的紧密连接结构，其中存在多种细胞间紧密连接蛋白(如claudin-1)[2]。PECs数目进行性减少可能导致包囊壁不完整。在抗肾小球基膜(GBM)肾炎中[2]，由于PECs间紧密连接破坏，囊壁破裂多见，导致原尿由囊壁漏出，进而引起肾小球囊外炎性细胞聚集和囊外纤维化[10]。在蛋白尿情况下，原尿中蛋白含量增加；当PECs周围环境中蛋白含量增加时，PECs对白蛋白内吞作用显著增强[9]。

PECs活化与肾小球病变

肾小球固有细胞病变可能直接导致了某些慢性肾小球疾病的发生。 PECs是否是某些肾小球疾病形成的始动因素，过去研究并不多。活化的PECs除了发生增殖和形态学的改变外，Ki-67、CD44、磷酸化的细胞外信号调节激酶(p-ERK)及其他一些特殊的分子标志物也开始表达，这提示PECs活化可能参与了肾小球病变的发生发展[4,8]。

PECs活化与CGN 近年，通过小鼠细胞示踪研究证实细胞性新月体细胞成分主要来自增殖的PECs，细胞性新月体中大量细胞除表达PECs标志物(如PAX2，claudin-1)[11]。在大鼠模型中细胞性新月体细胞还可表达CD44、UCH-L1和细胞角蛋白(cytokeratin)[4]。由于细胞外基质蛋白的作用，aPECs发生上皮-间充质转分化，进而导致细胞性新月体向纤维细胞性新月体的转变[4,11]。

虽然PECs是构成新月体病变的主要成分细胞，但是PECs并不是新月体发生的始动因素，相反，CGN的始动病变因素是血管内皮损伤。当肾小球毛细血管袢坏死、破裂时，包囊内血浆含量上升，血浆成分的暴露可能是PECs活化、增殖的始动因素。体外研究发现，加入血浆成分可促进PECs活化，出现异常增殖现象[12]；然而，具体由血浆中哪种成分诱发PECs的活化尚不清楚[12]。

非血管炎症性疾病中PECs的活化 Sicking等[10]发现，当部分PECs病变、消亡，剩下的PECs也能出现活化、增殖，并且新生PECs覆盖包囊壁。这项研究提示，PECs增殖不仅仅是来自炎症因子的刺激。也许正是源于这种机制，在一些非血管炎症性疾病，比如FSGS、DN和MN中也可观察到aPECs。

FSGS 塌陷型FSGS(cFSGS)表现为肾小球毛细血管袢的塌陷和上皮细胞增殖。长期以来，关于这类增殖细胞的类型一直存在争议。传统观点认为，增殖细胞来源于足细胞，在增殖过程中因为细胞去分化而丢失了足细胞表型，重新进入有丝分裂[13]。然而，在cFSGS模型研究中发现，增殖的细胞广泛表达PECs标志物[13-14]。此外，通过敲除p21构建cFSGS模型，细胞示踪发现增殖的上皮细胞来自aPECs，广泛表达PECs标志物，而不是足细胞去分化[15]。在FSGS病变早期，表现为足细胞损伤、脱落，裸露的GBM与PECs黏连。目前认为足细胞损伤、脱落是造成GBM裸露的直接原因，PECs的确切作用并不清楚。在FSGS患者和动物模型中，Moeller等[16]却发现，发生FSGS的始动因素可能是PECs的活化造成上皮细胞之间的黏连，aPECs产生大量细胞外基质，进而引起足细胞损伤、脱落，硬化病变形成。

DN 部分DN患者，尤其是DN晚期可见aPECs。在DN模型中，伴随着足细胞损伤、蛋白尿增加， PECs活化增加[17]。DN中PECs活化的机制尚不清楚，目前认为DN晚期内皮细胞严重受损导致血浆成分渗出，可能是激活PECs的主要因素。近来还有研究发现，DN中伴随足细胞数目减少，血管袢区域有一组细胞同时表达PECs和足细胞相关蛋白，这项研究则提示了DN中PECs活化可能还参与到足细胞损伤后的修复过程[18]。

其他肾小球疾病 在MN、肾小球硬化病变、血栓性微血管病中偶尔也能看见PECs活化现象[19]，发生机制不明，主要作用可能还是与病变形成和足细胞损伤修复有关。

PECs活化参与肾脏再生修复

近年来，关于PECs作为肾脏潜在祖细胞的功能研究最受关注。Lasagni等[7]首先在人类肾脏发现一组PECs亚群表达祖细胞蛋白如糖基化CD133(glycCD133)和CD24，认为此类细胞类似干细胞功能，具有多向分化能力。比如，在包囊壁近血管极附近的细胞在表达祖细胞标志物同时也逐渐表达足细胞细胞标志物(图1)[5]。PECs活化后的这种自我复制、转分化能力，在肾脏生理和肾脏再生学研究中有重要意义。

PECs活化后的自我复制更新 首先，研究发现，aPECs可完成自我修复。当PECs局灶性地损伤、脱落后，可见周边PECs活化、增殖现象，超微结构可见新生的PECs能够再次与周围细胞形成紧密连接，覆盖包囊壁[10]。

PECs活化后的足细胞再生修复 其次，近来关于PECs活化在足细胞损伤后的再生修复研究报道日益增多。Lasagni等[8]指出，具有祖细胞功能的PECs在不同条件下可发挥适度增殖参与疤痕修复或向足细胞分化，参与足细胞损伤后的再生修复。目前虽然缺乏足够的证据证实PECs转分化成为成熟足细胞，但一系列细胞示踪实验提示，aPECs与足细胞数目、功能恢复密切相关。

PECs和足细胞均来源于间充质细胞，在S形小体形成后期，PECs和足细胞开始逐渐分化成熟，表现出各自独特的细胞特征。Ronconi等[5]发现glyCD133和CD24双阳性的细胞散在分部于包囊壁，近球门部上述两种蛋白表达逐渐减弱，并开始表达足细胞标志蛋白。多项细胞示踪实验显示，位于球门部的PECs活化后向肾小球毛细血管袢区迁移，并同时表达足细胞和PECs标志蛋白[20-22]。我们前期研究报道[23]，在FSGS动物模型中，当足细胞损伤后，PECs活化、增殖明显增强，足细胞相关蛋白如synaptopotin、WT-1等表达量增加。在BTBR ob/ob糖尿病小鼠模型中，伴随PECs的增殖，足细胞密度也增加，提示DN模型中PECs活化后可能新生为足细胞[24]。

PECs活化过程中的信号通路

随着PECs活化研究的深入，有关PECs活化过程中相关信号通路研究也日益增多。对PECs活化机制的研究有助于寻找新的干预靶点。

Notch通路 Notch通路在细胞分化、迁移方面起到重要作用[25]。当肾小球发育完全后，Notch通路活性下降；但是，不论在HIV相关肾病、FSGS、系统性红斑狼疮和DN，亦或相似的动物疾病模型中均可见该通路异常活化[25]。研究认为，该通路在PECs活化，参与足细胞修复过程中起重要作用。在cFSGS小鼠模型中，Notch1表达上调主要发生在PECs[26]。抑制Notch通路活化可抑制模型动物中PECs增殖；在体外实验中，抑制PECs的Notch通路的结果是细胞迁移受到抑制，并开始表达间充质细胞表型。由此推测，抑制Ntoch通路可能诱导了PECs向间充质细胞的转分化。Lasagni等[27]报道，CD24+CD133+细胞中Notch3明显高表达。给SCID小鼠注射阿霉素建立FSGS模型，阻断Notch通路，抑制了CD24+CD133+增殖，蛋白尿增多，足细胞损伤加重[27]。

Wnt/β-catenin通路 Wnt/β-catenin通路在肾单位形成过程中起重要作用[20]。近来Kato等[28]研究显示，当足细胞出现损伤后，Wnt通路可能再度活化。Wnt/β-catenin调节足细胞和PECs标志物的表达；强化Wnt/β-catenin信号，足细胞将失去分化成熟标志物表达，PECs特异标志物的表达上调；相反，抑制β-catenin信号将促进足细胞表达其特有蛋白podocin和WT-1。

人肝素结合性表皮生长因子(HB-EGF)/EGFR通路 正常PECs不表达HB-EGF；在CGN和部分cFSGS及FSGS黏连部位，PECs和足细胞表达HB-EGF和 HB-EGF的受体(EGFR)[29]。在CGN模型中，不论HB-EGF缺陷或敲除HB-EGFR基因，均可减轻CGN病变的进展。该结果提示HB-EGF/EGFR通路在PEC活化、新月体形成过程中起重要作用[29]。

CXCR4/SDF-1通路 生理情况下，CD24+CD133+PECs偶有表达CXCR4。在CGN中，尤其是PECs增生部位CXCR4表达量显著升高。PECs中CXCR4过表达，伴随足细胞中相应的配体基质细胞因子1(SDF-1)上调。文献报道CXCR4/SDF-1轴介导了PECs和足细胞之间的相互作用，CXCR4/SDF-1通路可能介导了PECs活化和细胞外基质产生[30]。

血管紧张素Ⅱ(AngⅡ)/AT1受体通路 一些炎性细胞可以通过生物酶，比如单核-巨噬细胞释放的血管紧张素转换酶(ACE)产生Ang Ⅱ。Ang Ⅱ激活Ang Ⅱ 1型(AT1)受体。活化的Ang Ⅱ/AT1受体信号通路在细胞增殖、迁移中起重要作用。研究显示，ACE抑制剂能减轻模型动物新月体和硬化病变；AT1受体阻断剂(ARB)可明显减轻由Ang Ⅱ引起的PECs增殖和细胞外胶原成分增加[31]。

ERK通路 多项研究显示，PECs活化及向足细胞转分化的过程中phospho-ERK (pERK)表达增加。我们前期两项FSGS动物模型研究示，糖皮质激素和ACE抑制剂治疗会伴随着PECs活化足细胞相关蛋白表达量的上升及pERK表达增多；抑制ERK信号通路，严重影响PECs的分化和增殖[23,32]。

其他信号通路 近来研究发现miR-193a可能是PECs和足细胞分化调节的重要环节。抑制PECs中miR-193a可促进足细胞相关蛋白的表达，并能缓解模型动物新月体病变和蛋白尿程度[3]。Kurayama等[33]发现氨基酸转运体2(LAT2)通过刺激PECs中的mTORC1信号通路在CGN的发病机制中起重要作用。采用依维莫司(everolimus)抑制mTORC1，可缓解PECs增殖。正常肾小球中Src抑制蛋白激酶C底物(SSeCKS)在PECs中高表达。SSeCKS可通过抑制细胞质中的cyclin D1蛋白，使细胞处于非活化状态。一旦SSeCKS被磷酸化，介导cyclin D1从胞质向胞核转移。SSeCKS敲除小鼠模型中，可见PECs的增殖及细胞核cyclin D1表达增加。这项研究发现提示SSeCKS/cyclin D1通路在PECs有丝分裂和细胞增殖中的作用[34]。

小结：在CGN和非炎症肾小球疾病中均可见PECs活化，但是活化诱因和具体的作用机制不尽相同。最近越来越多的研究内容展现了PECs活化过程中可能参与的信号通路，未来的研究方向将更多关注一些经典的动物试验，尤其是条件基因敲除模型、体内细胞示踪模型研究，探寻可能有临床干预意义的分子调控靶点。

1 Bertram JF,Soosaipillai MC,Ricardo SD,et al.total numbers of glomeruli and individual glomerular cell types in the normal rat kidney.Cell Tissue Res,1992,270:37-45.

2 Ohse T,Chang AM,Pippin JW,et al.A new function for parietal epithelial cells:a second glomerular barrier.Am J Physiol Renal Physiol,2009,297:F1566-F1574.

3 Kietzmann L,Guhr SS,Meyer TN,et al.MicrRNA-193a regulates the transdifferentiation of human parietal epithelial cells toward a podocyte phenotype.J Am Soc Nephrol,2015,26(6):1389-1401.

4 Shankland SJ,Smeets B,Pippin JW,et al.The emergence of the glomerular parietal epithelial cell.Nat Nephrol,2014,10(3):158-173.

5 Ronconi E,Sagrinati C,Angelotti ML,et al.Regeneration of glomerular podocytes by human renal progenitors.J Am Soc Nephrol,2009,20:322-332.

6 Schulte K,Berger K,Boor P,et al.Origin of parietal podocytes in tubular glomeruli mapped by lineage tracing.J Am Soc Nephrol,2014,25(1):129-141.

7 Lasagni L,Romagnani P.Basic research:podocyte progenitors and ectopic podocytes.Nat Rev Nephrol,2013,9:715-716.

8 Lasagni L,Romagnani P.Glomerular epithelial stem cells:the good,the bad and the ugly.J Am Soc Nephrol,2010,21:1621-1619.

9 Chang AM,Ohse T,Krofft RD,et al.Albumin-induced apoptosis of glomerular parietal epithelial cells is modulated by extracellular signal-regulated kinase 1/2.Nephron Dial Transplant,2012,27(4):1330-1343.

10 Sicking EM,Fuss A,Uhlig S,et al.Subtotal ablation of parietal epithelial cells induces crescent formation.J Am Soc Nephrol,2012,23(4):629-640.

11 Singh SK,Jeansson M,Quaggin SE.New insights into the pathogenesis of cellular crescents.Curr Opin Nephrol Hypertens,2011,20(3):258-262.

12 Ryu M,Migliorini A,Miosge N,et al.Plasma leakage through glomerular basement membrane ruptures triggers the proliferation of parietal epithelial cells and crescent formation in non-inflammatory glomerular injury.J Pathol,2012,228(4):482-494.

13 Conaldi PG,Bottelli A,Baj A,et al.Human immunodeficiency virus-1 Tat induces hyper proliferation and dysregulation of renal glomerular epithelial cells.Am J of Pathol,2002,161(1):53-61.

14 Dijkman HBPM,Weening JJ,Smeets B,et al.Proliferating cells in HIV and pamidronate-associated collapsing focal segmental g￣l￣o￣m￣e￣r￣u￣l￣o￣s￣c￣l￣e￣r￣o￣s￣i￣s are parietal epithelial cells.Kidney Int,2006,70(2):338-344.

15 Suzuki T,Matsusaka T,Nakayama M,et al.Genetic podocyte lineage reveals progressive podocytepenia with parietal cell hyperplasia in a murine model of cellular/collapsing focal segmental g￣l￣o￣m￣e￣r￣u￣l￣o￣s￣c￣l￣e￣r￣o￣s￣i￣s.Am J Pathol,2009,174(5):1675-1682.

16 Moeller MJ,Soofi A,Hartmann I,et al.Podocytes populate cellular crescents in a murine model of inflammatory glomerulonephritis.J Am Soc Nephrol,2004,15(1):61-67.

17 Gaut JP,Hoshi M,Jain S,et al.Claudin 1 and nephrin labe cellular crescents in diabetic glomerulosclerosis.Hum Pathol,2014,45(3):628-635.

18 Andeen NK,Nguyen TQ,Steegh F,et al.The phenotypes of podocytes and parietal epithelial cells may overlap in diabetic nephropathy.Kidney Int,2015,88(5):1099-1107.

19 Ohse T,Vaughan MR,Kopp JB,et al.De novo expression of podocyte proteins in parietal epithelial cells during experimental glomerular disease.Am J Physiol Renal Physiol,2010,298(3):F702-F711.

20 Kawakami T,Ren S,Duffield JS.Wnt signaling in kidney diseases:dual roles in renal injury and repair.J Pathol,2013,229(2):221-231.

21 Appel D,Kershaw DB,Smeets B,et al.Recruitment of podocytes from glomerular parietal epithelial cells.J Am Soc Nephrol,2009,20:333-343.

22 Eng DG,Sunseri MW,Kaverina NV,et al.Glomerular parietal epithelial cells contribute to adult podocyte regeneration in experimental focal segmental glomerulosclerosis.Kidney Int,2015,88(5):999-1012.

23 Zhang J,Pippin JW,Krofft RD,et al.Podocyte repopulation by renal progenitor cells following glucocorticoids treatment in experimental FSGS.Am J Physiol Renal Physiol,2013,304:F1375-1389.

24 Pichaiwong W,Hudkins KL,Wietecha T,et al.Reversibility of structural and functional damage in a model of advanced diabetic nephropathy.J Am Soc Nephrol,2013,24(7):1088-1102.

25 Sharma S,Sirin Y,Susztak K.The story of Notch and chronic kidney disease.Curr Opin Nephrol Hypertens,2011,20(1):56-61.

26 Ueno T,Kobayashi N,Nakayama M,et al.Aberrant Notch1-dependent effects on glomerular parietal epithelial cells promotes collapsing focal segmental glomerulosclerosis with progressive podocyte loss.Kidney Int,2013,83(6):1065-1075.

27 Lasagni L,Ballerini L,Angelotti ML,et al.Notch activation differentially regulates renal progenitors proliferation and d￣i￣f￣f￣e￣r￣e￣n￣t￣i￣a￣t￣i￣o￣n toward the podocyte lineage in glomerular disorders.Stem Cells,2010,28(9):1674-1685.

28 Kato H,Susztak K.Repair problems in podocytes:wnt,notch and glomerulosclerosis.Semin Nephrol,2012,32(4):350-356.

29 Bollée G,Flamant M,Schordan S,et al.epidermal growth factor receptor promotes glomerular injury and renal failure in rapidly progressive crescentic glomerulonephritis.Nat Med,2011,17(10):1242-1250.

30 Mazzinghi B,Ronconi E,Azzeri E,et al.Essential but differential role for CXCR4 and CXCR7 in the therapeutic homing of human renal progenitor cells.J Exp Med,2008,205(2):479-490.

31 Benigni A,Morigi M,Rizzo P,et al.Inhibiting angiotensin-converting enzyme promotes renal repair by limiting progenitor cell proliferation and restoring the glomerular architecture.Am J Pathol,2011,179(2):628-638.

32 Zhang J,Yanez D,Floege A,et al.ACE-inhibition increases podocyte number in experimental glomerular disease independent of p￣r￣o￣l￣i￣f￣e￣r￣a￣t￣i￣o￣n.J Renin Angiotensin Aldosterone Syst,2015,16(2):234-248.

33 Kurayama R,Ito N,Nishikori Y,et al.Role of amino acid transporter LAT2 in the activation of mTORC1 pathway and the pathogenesis of crescentic glomerulonephritis.Lab Invest,2011,91(7):992-1006.

34 Burnworth B,Pippin J,Karna P,et al.SSeCKS sequesters cyclin D1 in glomerular parietal epithelial cells and influences proliferative injury in the glomerulus.Lab Invest,2012,92(4):499-510.

(本文编辑 青 松)

Activation of parietal epithelial cells and glomerular diseases

ZHANG Jiong，WANG Jinquan

National Clinical Research Center of Kidney Diseases,Jinling Hospital,Nanjing Clinical School of the second Military Medical University,Nanjing 210016,China

In last decades, the attention was focused on the biology and role of glomerular resident cells in health and disease. More recently, the glomerular parietal epithelial cell (PEC) has been under active study, leading to a better understanding and definition of how these cells behave normally, and their potential roles in glomerular diseases. In current review, we will discuss latest observations and model systems to study PECs.

glomerular parietal epithelial cells proliferation regeneration crescent glomerulosclerosis

10.3969/cndt.j.issn.1006-298X.2016.06.009

国家自然科学基金(81400722)，国家科技支撑计划课题(2015BAI12B05)，南京总医院课题项目(2014002)

第二军医大学附属金陵医院(南京军区南京总医院)肾脏科 博士研究生(张 炯)国家肾脏疾病临床医学研究中心 全军肾脏病研究所(南京，210016)

2016-05-30