030001 太原,山西医科大学1030001 太原,山西医科大学第一临床医学院重症医学科2
·综述·
内皮祖细胞治疗急性呼吸窘迫综合征的研究进展
王敏1刘虹2程威1
030001 太原,山西医科大学1030001 太原,山西医科大学第一临床医学院重症医学科2
【关键词】急性呼吸窘迫综合征;内皮祖细胞;细胞移植
急性呼吸窘迫综合征(acute respiratory distress syndrome, ARDS)起病急,病情凶险,预后差,其病死率约在30%~40%,是现代急危重症医学中的一大难题[1-2]。ARDS是由非心源性的各种肺内外致病因素导致的以急性呼吸窘迫、顽固性低氧血症为主要临床特征的急性进行性低氧性呼吸功能不全或呼吸衰竭[3]。ARDS病理特征是肺泡上皮细胞及肺血管内皮细胞受损,肺微血管通透性增加,毛细血管渗漏,肺泡腔出现富含蛋白质的渗出液,导致肺水肿和肺透明膜形成[4]。基于ARDS的病理生理改变,各种临床治疗策略的研究从未停止,近年来国内外研究表明内皮祖细胞(endothelial progenitor cells, EPCs)是理想的外源性修复种子细胞,其可以修复受损的肺泡上皮及肺血管内皮细胞,调控肺局部炎症反应、提高肺组织的抗氧化能力、改善肺动脉的舒缩功能,然而EPCs的动员、迁移、归巢、分化等生物学特性受多种细胞因子及信号通路的调控[5]。现就其近几年的研究与进展作一综述。
一、内皮祖细胞的生物学特性
内皮祖细胞作为血管内皮细胞的前体细胞,存在于骨髓、脐血、胚胎组织和外周血中(四者之比约为15︰10︰2︰1),其参与了胚胎时期的血管生发及出生后的血管新生,并且在机体、器官受损伤后负责血管的再生与修复[6]。近年来随着EPCs移植在心脑血管疾病及缺血性疾病等中被广泛研究和应用,取得了确切的疗效与成功,开始逐渐引入到肺部疾病的研究与治疗中[7-8]。Suratt等[9]研究发现在接受了男性造血干细胞移植的女性患者肺组织中可检测到含有Y染色体的内皮细胞,为外源性EPCs参与肺组织血管内皮的修复提供了强有力的证据。目前研究证实EPCs通过动员、迁移、归巢、分化等步骤在受损的肺血管处参与内皮细胞的修复,调控炎症反应,增强抗氧化能力,调节细胞凋亡。
1. EPCs的动员:指EPCs受某些病理生理刺激从骨髓释放入外周血的过程。正常情况下,外周血中EPCs的数量很少,当组织在缺血、缺氧、烧伤、炎症、应激等内源性刺激及药物等外源性刺激介导下,释放血管内皮生长因子(vascular endothelial growth factor, VEGF)、血小板源性生长因子(platelet derived growth factor, PDGF)、基质细胞衍生因子-1(stromalceil derived factor-1, SDF-1)、粒细胞集落刺激因子(granulocyte -colony stimulating factor, G-CSF)等各种细胞因子,趋化EPCs从骨髓进入外周血循环中[10],这个过程受多种配体、受体及酶的调节。研究发现VEGF可通过AKT/eNOs/NO通路激活骨髓基质中基质金属蛋白酶-9(matrix metalloproteinase-9, MMP-9),活化的MMP-9可促进骨髓间质细胞膜结合配体转变为可溶性配体,其与EPCs上相应的受体结合使骨髓中EPCs发生移位,使EPCs由静止状态转变为增殖状态,并将它们动员至外周血循环中[11]。Burnham等[12]研究表明ALI/ARDS患者与健康志愿者相比,外周血中EPCs的数量显著增加,可见骨髓中EPCs在炎症情况下可动员入血;且循环中EPCs的数量增加与ALI患者存活率的改善具有相关性,可作为评价ALI患者预后的一项指标[12-13]。
2. EPCs的迁移:指EPCs在相关因子的趋化作用下通过外周血循环向受损的血管内皮处移动的过程。研究表明影响EPCs迁移的趋化因子有VEGF、SDF-1/CXCL-12、淋巴细胞功能相关抗原1等,它们趋化诱导EPCs迁移到缺血组织及受损血管部位,参与组织修复与血管重生。当肺组织发生病变时,SDF-1表达上升,在骨髓和受损组织之间形成由低到高的浓度梯度,而SDF-1作为CXC趋化因子受体4(chemotaxis cytokine receptor-4, CXCR-4)的唯一配体,能特异性地对造血干/祖细胞表面的CXCR-4产生趋化作用,二者相互结合,使EPCs逆着SDF-1浓度梯度,到达受损组织部位[14]。在动物试验中,给予不同剂量的CXCL-12,EPCs的迁移、黏附能力具有明显的剂量依赖性,而预先给予CXCR-4阻断剂AMD3100则无此现象,表明SDF-1/CXCL-12对EPCs的趋化作用通过CXCR-4途径[8]。而Li等[15]研究发现VEGF可通过作用于EPCs表面的两种受体VEGFR1、VEGFR2,诱导EPCs的迁移。此外,Zuo等[16]研究发现MicroRNA-26a/EphA2基因轴的特异表达可通过p38 MAPK/VEGF通路损害EPCs的功能。
3. EPCs的归巢:指EPCs黏附并嵌合在损伤血管内皮的过程。外周血中的EPCs随着血液循环到达缺血或损伤部位,通过滚动、减速、嵌入,并最终黏附在受损的血管内皮处[17]。此过程需要:①血管内皮的完整性受损,导致基质成分—纤维连接蛋白、层黏连蛋白和胶原的暴露;②某些因子诱导选择素、整合素及免疫球蛋白超家族等的表达。EPCs表面的CD34与相应的选择素结合使循环中的EPCs滚动、减速,进而在单核细胞趋化蛋白-1(monocyte chemoattractant protein -1, MCP-1)的诱导下EPCs表达整合素,这些整合素与暴露的相应基质成分紧密结合,实现EPCs在损伤血管内皮的归巢。研究表明肺部炎症反应所分泌的炎症因子TNF-α、IL-1、IFN可以促进激活的内皮细胞表达免疫球蛋白超家族—细胞间黏附分子-1(intercellular adhesion molecule-1, ICAM-1)、血小板内皮细胞黏附分子-1(platelet endothelial cell adhesion molecule-1, PECAM-1)等,且ICAM-1是整合素的配体,PECAM-1可以上调整合素的表达。此外,研究发现PPARα通过HIF-1α/SDF-1通路可以抑制EPCs的归巢[18]。Kähler等[19]将源于骨髓EPCs体外扩增,通过静脉移植给ALI大鼠模型(该鼠模型左肺严重受损),结果发现外源性EPCs归巢到损伤的左肺组织,而正常的右肺组织及其他器官则未发现外源性EPCs,说明EPCs可以归巢到损伤部位并参与修复,毛梅等[20]利用Y 染色体探针示踪技术证实了上述观点。
4. EPCs的分化:指定植在损伤血管内皮处的EPCs增殖分化为成熟内皮细胞的过程。Chen等[4]利用密度梯度离心法分离并收集外周血中的EPCs,体外培养1周后,将绿色荧光标记的EPCs经静脉移植入油酸诱导的ALI家兔模型,48 h后在受损的肺组织中监测到绿色荧光标记的的肺泡上皮及肺血管内皮细胞。表明归巢的EPCs增殖分化为肺泡上皮细胞及肺血管内皮细胞。此外,归巢的EPCs还可分泌多种促血管生成物质[21-23],如VEGF、G-CSF、成纤维细胞生长因子(fibroblast growth factor, FGF)、胰岛素样生长因子-1(insulin like growth factor-1, IGF-1)、肝细胞生长因子(hepatocyte growth factor, HGF)等,促进相邻内皮细胞的增殖分化。Yu等[24]研究证实HGF能增强EPCs的增殖和管形成能力,此过程可能受低氧诱导分子-1α(hypoxia-inducible factor-1α, HIF-1α)的调节。另有国内外学者发现黏附分子在EPCs的分化中也发挥重要的作用。
二、EPCs对ARDS的可能作用机制
1. EPCs修复受损肺泡毛细血管膜: ARDS早期的病理生理改变表现在肺泡毛细血管膜的损伤,气血屏障结构破坏,使其通透性增加,肺水肿及肺透明膜形成。而骨髓EPCs迁移归巢至肺受损的组织参与肺泡毛细血管膜的修复,Mei等[25]在LPS诱导的ALI小鼠模型研究中证实了此点。此外,研究发现EPCs还具有替代紊乱的肺微血管内皮,防止其重构,降低肺动脉压的能力。Lam等[26]在LPS诱导的ALI兔模型研究中,发现移植的EPCs可分化形成内皮细胞,修复肺泡毛细血管屏障,减轻肺水肿,并且能增强肺动脉对乙酰胆碱的舒张反应。EPCs修复损伤的血管可能通过以下两种方式:①EPCs通过嵌合并分化为成熟的血管内皮细胞来直接修复损伤的血管,②EPCs通过自分泌和旁分泌[21-23]机制分泌促血管生成物质和细胞因子,促进血管新生。
2. EPCs调控肺局部炎症反应及细胞凋亡: ARDS的根本原因是SIRS与CARS失衡的肺部体现。研究发现EPCs移植治疗中可下调致炎介质、上调抗炎介质的表达。Xu等[27]在内毒素诱导的ARDS小鼠模型研究中发现EPCs能降低TNF-α、IL-1β等炎症介质的浓度达到减轻肺损伤的作用。Mao等[28]在LPS诱导的动物模型研究中发现EPCs移植治疗组比肺损伤组TNF-α表达下调,IL-10表达显著增加,IL-10是抗炎介质,可以通过抑制巨噬细胞和多形核白细胞(polymorphonuclear, PMN)产生细胞因子来发挥抗炎作用。Chen等[4]研究证实在油酸诱导的ALI家兔模型中EPCs移植治疗可减少肺泡内PMN浸润的数量。此外,TNF与TNF受体结合可启动肺泡上皮细胞及内皮细胞凋亡,而EPCs可以降低肺组织中TNF的含量。Mei等[25]在LPS诱导的ALI小鼠模型中检测到Caspase3、Caspase7的活性在肺组织匀浆中明显增高,EPCs移植治疗后可明显降低Caspase3、Caspase7的活性。
3. EPCs的抗氧化能力: ARDS中氧自由基的产生与灭活失衡,导致肺组织抗氧化能力下降,肺组织损伤。EPCs移植治疗可增强受损肺组织的抗氧化能力,灭活氧自由基。Lam等[26]在LPS诱导的ALI动物模型研究发现移植的EPCs比成熟的内皮细胞表达更高的锰超氧化物歧化酶(manganese superoxide dismutase, MnSOD),而MnSOD是生物体内的氧自由基清除剂,可催化过氧化物和过氧化氢反应生成水,减轻肺组织的损伤。Sambuceti等[29]研究发现,高糖诱导的糖尿病大鼠血管功能受损时,给予血红素加氧酶-1(heme oxygenase-1, HO-1)诱导剂后,可促进EPCs动员、增殖、分化成内皮细胞,修复受损的血管内皮,且HO-1基因是重要的内源性抗氧化保护因子之一,可增加EPCs的抗氧化能力。Chen等[4]研究发现外周血分离得到的EPCs进行体外培养,在氧化剂-氯化高铁血红素刺激下,EPCs表达HO-1及MnSOD水平明显升高,而HO-1与MnSOD均是强效抗氧化剂。同时发现EPCs移植治疗可使iNOs表达水平降低,进而NO生成减少,而过量的NO证实在炎症反应中可与超氧阴离子发生氧自由基反应。此外,Peng等[30]研究表明,氮氧化物介导的氧化应激可以导致EPCs的功能障碍,而抑制氮氧化物可以提高EPCs功能。在ARDS中EPCs的抗氧化能力维持内皮细胞的功能稳定,从而改善、减轻肺损伤。
随着再生医学的发展,EPCs移植具有取材方便、免疫反应轻微、可控性好等优点,使其成为近年来研究的热点,并且在心脑血管疾病、肢体缺血、血管损伤、抗肿瘤血管生成等方面的应用与疗效被肯定后,逐渐引入到ARDS的研究中。动物实验研究已证实EPCs能修复损伤的肺血管内皮细胞并促进血管的新生,EPCs移植治疗有助于提高ARDS动物模型的生存率,因此以细胞为基础、肺微血管内皮为靶点的EPCs移植治疗策略在ARDS治疗中具有重要的潜在应用价值。目前EPCs在ARDS疾病过程中的数量及功能形态变化尚不清楚,有待进一步研究观察,以便更好的把握EPCs移植的最佳用量及最佳时间点,并且EPCs移植治疗人类ARDS的安全性及有效性有待进一步证实。
参考文献
1Lee JW, Gupta N , Serikov V, et al. Potential application of mesenchymal stem cells in acute lung injury[J]. Expert Opin Biol Tiler, 2009, 9(10): 1259-1270.
2Radbel J, Mehta K, Shah N, et al. The sharp decline in ARDS mortality: analysis of 856,293 national inpatient sample admissions[J]. Chest, 2014, 146(4): 210A.
3马李杰, 李王平, 金发光. 急性肺损伤/急性呼吸窘迫综合征发病机制的研究进展[J/CD]. 中华肺部疾病杂志: 电子版, 2013, 6(1): 65-68.
4Lam CF, Liu YC, Hsu JK, et al. Autologous transplantation of endothelial progenitor cells attenuates acute lung injury in rabbits[J]. Anesthesiology, 2008, 108(3): 392-401.
5Sueblinvong V, Weiss DJ. Stem cells and cell therapy approaches in lung biology and diseases[J]. Transl Res, 2010, 156(3):188-205.
6Critser PJ, Yoder MC. Endothelial colony-forming cell role in neoangiogenesis and tissue repair[J]. Curr Opin Organ Transplant, 2010, 15(1): 68-72.
7Yamahara K, Itoh H. Potential use of endothelial progenitor cells for regeneration of the vasculature [J]. Ther Adv Cardiovasc Dis, 2009, 3(1): 17-27.
8Li B, Bai W, Sun P, et al. The Effect of CXCL12 on Endothelial progenitor cells:potential target for angiogenesis in intracerebral hemorrhage[J]. J Interferon Cytokine Res, 2015, 35(1): 23-31.
9Suratt BT, Cool CD, Serls AE, et al. Human pulmonary chimerism after hematopoietic stem cell transplantation [J]. Am J Respir Crit Care Med, 2003, 168(3): 318-322.
10Hagensen MK, Shim J, Thim T, et al. Circulating endothelial progenitor cells do not contribute to plaque endothelium in murine atherosclerosis[J]. Circulation, 2010, 121(7):898-905.
11张晓蕾, 王佐. 内皮祖细胞信号通路调控[J]. 中国动脉硬化杂志, 2010, 18(10): 837-840.
12Burnham EL, Taylor WR, Quyyumi AA. et al. Increased circulating endothelial progenitor cells are associated with survival in acute lung injury[J].Am J Respi Crit Care Med, 2005, 172(7): 854-860.
13Bartoloni E, Alunno A, Bistoni O, et al. Characterization of circulating endothelial microparticles and endothelial progenitor cells in primary Sjögren′s syndrome: new markers of chronic endothelial damage?[J]. Rheumatology(Oxford), 2015, 54(3): 536-544.
14Ma N, Pang H, Shen W, et al. Downregulation of CXCR4 by SDF-KDEL in SBC-5 cells inhibits their migration in vitro and organ metastasis in vivo[J]. Int J Mol Med, 2015, 35(2): 425-432.
15Li B, Sharpe EE, Maupin AB,et al.VEGF and PDGF promote adult vasculogenesis by enhancing EPC recruitment and vessel formation at the site of tumor neovascularization[J]. FASEB J, 2006, 20(9): 1495-1497.
16Zuo KQ, Zhi KK, Zhang X, et al. A Dysregulated microRNA-26a/EphA2 axis impairs endothelial progenitor cell function via the p38 MAPK/VEGF pathway[J]. Cell Physiol Biochem, 2015, 35(2):477-488.
17Wan C, Li J, Yang C, et al. Dynamics of endogenous endothelial progenitor cells homing modulated by physiological ischaemia training[J]. J Rehabil Med, 2015, 47(1): 87-93.
18Wang Z, Moran E, Ding L, et al. PPARα regulates mobilization and homing of endothelial progenitor cells through the HIF-1α/SDF-1 pathway[J]. Invest Ophthalmol Vis Sci, 2014, 55(6): 3820-3832.
19Kähler CM, Wechselberger J, Hilbe W, et al. Peripheral infusion of rat bone marrow derived endothelial progenitor cells leads to homing in acute lung injury[J]. Respir Res, 2007, 8: 50.
20毛梅, 王博, 王艺, 等. Y染色体探针示踪内皮祖细胞移植在损伤肺组织中的表达[J]. 中华急诊医学杂志, 2011, 20 (11):1162-1166.
21de la Puente, Muz B, Azab F, et al. Cell trafficking of endothelial progenitor cells in tumor progression[J]. Clin Cancer Res, 2013, 19(13): 3360-3368.
22Bleiziffer O, Horch RE, Hammon M, et al. T17b murine embryonal endothelial progenitor cells can be induced towards both proliferation and differentiation in a fibrin matrix[J]. J Cell Mol Med, 2009, 13(5): 926-935.
23Bouchentonf M, Forner K, Cuerquis J, et al. A novel and simplified method of culture of human blood-derived early endothelial progenitor cells for the treatment of ischemic vascular disease[J]. Cell Transplant, 2011, 20(9): 1431-1443.
24Yu F, Lin YH, Zhan T, et al. HGF expression induced by HIF-1α promote the proliferation and tube formation of endothelial progenitor cells[J]. Cell Biol Int, 2015, 39(3): 310-317.
25Mei SH, McCarter SD, Deng Y, et al. Prevention of LPS-induced acute lung injury in mice by mesenchymal stem cells overexpressing angiopoietin[J]. PloS Med, 2007, 4(9) : e269.
26Lam CF, Roan JN, Lee CH, et al. Transplantation of endothelial progenitor cells improves pulmonary endothelial function and gas exchange in rabbits with endotoxin-induced acute lung injury[J]. Anesth Analg, 2011, 112(3): 620-627.
27Xu J, Woods CR, Mora AL, et al. Prevention of endotoxininduced systemic response by bone marrow-derived mesenchymal stem cells in mice[J]. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol, 2007, 293(1): L131-L141.
28Mao M, Wang SN, Lv XJ, et al. Intravenous delivery of bone marrowderived endothelial progenitor cells improves surrival and attenuates Lipopolysaccharide- induced lung injury in rats[J]. Shock, 2010, 34(2): 196-204.
29Sambuceti G, Morbelli S, Vanella L, et al. Diabetes impairs the vascular recruitment of normal stem cells by oxidant damage,reversed by increases in pAMPK, heme oxygenase-1, and adiponectin[J]. Stem Cells, 2009, 27(2): 399-407.
30Peng J, Liu B, Ma QL, et al. Dysfunctional endothelial progenitor cells in cardiovascular diseases: role of NADPH oxidase[J]. J Cardiovasc Pharmacol, 2015, 65(1): 80-87.
(本文编辑:黄红稷)
王敏,刘虹,程威. 内皮祖细胞治疗急性呼吸窘迫综合征的研究进展[J/CD]. 中华肺部疾病杂志: 电子版, 2015, 9(1): 89-91.
(收稿日期:2015-07-14)
中图法分类号:R563
文献标识码:A
通讯作者:刘虹,Email: lh9098@aliyun.com
DOI:10.3877/cma.j.issn.1674-6902.2016.01.025