运动神经元损伤致肌萎缩的相关机制研究进展



专家论坛

运动神经元损伤致肌萎缩的相关机制研究进展

杨胜波

(遵义医学院 解剖学教研室，贵州 遵义563099)

[摘要]神经系统控制骨骼肌依赖于运动神经元的电活动和神经末梢释放可溶性因子。一旦神经元受损，则发生快速肌萎缩。近年来研究发现，失神经支配的肌纤维萎缩前，肌细胞膜通透性增加、电活动减少，与连接蛋白形成的半通道重新表达有关；一些抑制连接蛋白表达的细胞外信号分子参与了抑制肌萎缩的信号通路；肌微循环和多种神经营养因子参与肌营养作用。为此，本文围绕近来相关文献报道作一综述，以期更好地理解神经损伤致肌萎缩的机制，为防治运动神经元损伤后肌萎缩设计合理方案提供资料。

[关键词]运动神经元损伤；肌萎缩；电活动；神经营养因子

100多年来，人们从机械负荷到特定分子信号功能方面的研究发现，神经系统控制骨骼肌的机制有2种：①神经肌肉活动控制，大脑皮层、脑干和脊髓产生的神经冲动引发肌膜去极化和电机耦联，导致肌肉收缩；②神经营养因子控制，不依赖运动神经元的电活动，而借助于运动神经元在神经肌接头处神经末梢释放可溶性因子[1]。因此，神经支配对维持骨骼肌正常活动和张力的重要性是可想而知的。每当神经元任何部位损伤时，则发生快速和严重的肌肉萎缩，其萎缩速度比来自其他病因如恶病质、固定、老龄化，以及重症肌无力等的快得多[2-5]。肌肉萎缩中，很大程度上通过肌萎缩关键因子(肌环指蛋白1和肌萎缩F盒蛋白)的表达上调，激活泛素蛋白酶体途径，导致蛋白质分解加速，往往伴随蛋白质合成率降低[2,6]。信号分子肌肉生长抑制素、核因子κB、叉头型转录因子1和3A起着关键作用[7]。

近年来研究发现，失神经支配的快肌纤维出现萎缩之前，肌细胞膜通透性增加，膜电位降低，细胞膜兴奋性增加，与骨骼肌表达一价阳离子和钙离子的通道连接蛋白、嘌呤能亲离子P2X7受体(P2X7receptors，P2X7Rs)、瞬时受体电位亚家族V成员2(transient receptor potential, sub-family V, member 2，TRPV2)并形成半通道有关。在缺乏连接蛋白43和45的失神经支配肌肉中，失神经诱导的肌萎缩急剧减少[8]。尽管如此，神经支配抑制上述非选择性通道表达的传导机制仍然未知。抑制连接蛋白表达的细胞外信号分子，包括ATP、集聚蛋白、低密度脂蛋白受体相关蛋白4(Low-density lipoprotein receptor-related protein 4，LRP4)、肌肉特异性受体激酶(muscle-specific kinase，MuSK)和乙酰胆碱等的旁分泌作用可能参与抑制肌萎缩的信号之中[9]。除此之外，肌微循环和许多神经营养因子也参与肌营养作用[5,10]。为此，本文围绕近年来报道的关于神经元损伤诱导的电活动减少和肌营养缺乏导致肌萎缩的相关研究作一综述。

1神经肌肉运动控制失调致肌萎缩

1.1神经元损伤后肌膜通透性改变致肌萎缩连接蛋白是膜蛋白，在细胞膜上形成低选择性通道，也被称为半通道或连接子。通常，一个半通道与位于相邻另一细胞膜上的半通道形成一个轴向排列的复合物，形成细胞间的孔隙，使相邻细胞的细胞质直接连接[11]。最近，已发现半通道连接细胞内、外间隙，允许离子Na+、K+、Ca2+转移[12]，营养物质如葡萄糖进入，代谢产物如谷胱甘肽释放，以及自分泌和旁分泌信号如ATP、NAD+、环腺苷二磷酸核糖、磷脂酰肌醇3、谷氨酸和前列腺素E2[13-14]。成肌细胞表达连接蛋白和形成缝隙连接，在肌生成早期和晚期阶段都是肌肉发育必不可少的，这些缝隙连接在成肌细胞分化中很可能协调基因表达和代谢反应，在分化末期存在连接蛋白表达下调，肌纤维之间的电耦合逐步下降[15]。缝隙连接蛋白在正常骨骼肌纤维是缺乏的，但在损伤后再生的成人肌纤维和失神经后7 d或脊髓损伤后56 d的肌膜中被发现[8,15]。在小鼠缺乏连接蛋白43和45失神经萎缩的骨骼肌研究中也证实了这些半通道在萎缩信号途径中的重要作用。这双重基因敲除，失神经7 d时，快肌萎缩降低70%，与核因子κB的p65亚单位的活性完全抑制相关，这证明p65亚单位是去神经肌萎缩的关键调节基因[7]。总的来说，连接蛋白在肌生成期间，当肌细胞无神经支配时表达，一旦肌细胞受神经支配，生后几天消失；当失神经支配或上运动神经元损伤导致肌瘫痪后，迅速出现，负责介导失神经性肌萎缩的关键信号。当连接蛋白表达上调时，半通道开放，Na+、Ca2+内流，肌膜静息膜电位减少，出现纤颤电位。

这些研究强烈地表明，神经支配和/或神经肌肉活动抑制连接蛋白在成人肌膜的表达。然而，在骨骼肌中调控连接蛋白表达的机制是未知的，唯一存在的证据是肌生成过程中涉及miRNAs。有研究表明，出生后miRNA-206下调连接蛋白43，反过来，该miRNA被肌生成转录因子肌细胞生成素(myogenin)和促进肌分化的成肌分化抗原(MyoD)上调[16]。 在成年期，miRNA-206在侧索硬化症小鼠模型中被显著地诱导，延迟疾病进展和促进神经肌肉突触再生[17]。然而，失神经和脊髓损伤后的第1周内，负责上调miRNA-206的转录因子Myogenin和MyoD表达增加是已知的[18]。又因上述提及的，在神经连续性受损情况下，连接蛋白表达上调，因而提出关于成年期miRNA重要性的科学问题，把它作为连接蛋白表达的调节因子。这种情况表明，连接蛋白在成年骨骼肌的上调表达存在其它机制。上述结果发现，神经支配已久的生后的骨骼肌，当神经肌肉活动需要显著增加时，连接蛋白表达被抑制，表明连接蛋白的表达水平很可能受到神经肌肉活动相关机制的影响。

1.2脊髓损伤后电机偶联和肌膜通透性改变致肌萎缩运动神经元水平以上的神经系统连续性破坏，可发生在神经系统疾病，如中风、多发性硬化或脊髓损伤的情况下，导致急性肌肉瘫痪和萎缩。在脊髓损伤中，受累的肌是那些脊髓损伤平面节段以下的运动神经元支配的肌[19]。这些疾病导致不同的异常，包括痉挛性麻痹，肌无力和足底伸肌反应。即使在脊髓损伤中下运动神经元保持完好，但运动神经元树突和运动终板发生退变[20]。随着大量神经末梢发芽，可见非常庞杂的神经肌接头亚群，聚集的乙酰胆碱受体簇离散，神经肌肉传递受损[21]。然而，去神经支配迅速导致弛缓性麻痹和后期的颤动，脊髓损伤最初表现为脊髓休克，弛缓性麻痹，随后持续一段几周甚至更长时间的反射亢进和痉挛[22]。随脊髓损伤，小鼠、大鼠和人随之发生快速和广泛的肌萎缩。在啮齿类动物，脊髓横断后，解剖学水平以下运动神经元意识性活动完全丧失，后肢肌高达40%～60%的萎缩[23]。同样，人肌的活检研究表明，脊髓损伤后6～18个月内，肌萎缩达27%～56%。这些变化与肌收缩力和耐疲劳明显下降、慢缩和快缩氧化纤维的损失以及氧化磷酸化的酶水平降低有关[19]。已有研究表明，脊髓损伤大鼠瘫痪发生后的56 d，肌膜上连接蛋白39、43、45和泛连接蛋白1(Panx1)的水平升高，可以刺激NF-κB的P65亚基激活，驱动神经切断后瘫痪肌的萎缩[7]。这些结果表明，肌膜的半通道表达升高可能参与脊髓损伤后肌萎缩的启动。

1.3失神经诱导的电机偶联和肌膜通透性改变致肌萎缩当肌肉由于下运动神经元损伤失神经支配时，随之发生弛缓性麻痹而迅速萎缩，肌肉质量，力量和肌纤维直径减少，发生肌细胞凋亡，肌纤维损耗[24]。失神经7 d后，小鼠、大鼠和荷兰猪的肌纤维直径显著下降[8]。神经损伤后，剩下的轴突残端发生退行性变的过程称为Wallerian变性。然而，轴突残端对肌肉保持一些生理活性长达1 d。失神经支配中，轴突残端的长度和残端发送冲动到肌肉失败的时间过程之间有直接关系[25]。有研究表明，轴突残端保留产生自发微终板电位(miniature end-plate potentials，MEPPs)和终板电位(end-plate potentials，EPPs)引起肌肉收缩的能力达8～10 h。轴突残端产生微终板电位失败是在它们的频率逐渐减少之前，而终板电位却是突然失败[26]。此外，轴突残端每增加1 cm，传递冲动的能力延长约45 min，提示轴突残端的长度和冲动传导到肌肉有直接关系[26]。同样，轴突残端的长度也影响肌肉疾病，如肌纤颤和乙酰胆碱过敏。这一发现表明，轴突残端运输和释放的因子，最终由于肌纤维消耗而耗尽轴突储备。这种想法随着长春新碱意外过量后阻碍轴突运输，临床观察到肌无力和肌萎缩而更加强烈[27]。总之，这些观察表明，负责微终板电位和终板电位的神经末梢突触装置需要更新。

失神经支配的肌纤颤电位，通常与静息膜电位减少同时发生；肌纤颤被认为是膜去极化的结果。然而，关于这些改变或其相互关系的起因，没有确凿的证据。失神经后的膜去极化与离子电流、渗透性和浓度变化有关。失神经后第1周，细胞内钠离子浓度增加，钾离子浓度降低，钙含量增加，以及Na+通透性和Na+电导增加，K+通透性降低，这可以部分地在下列离子通道大量表达中得到解释，如心脏型电压门控Na+通道[28]，胎儿型乙酰胆碱受体亚单位[29]，河豚毒素Na+抗通道[30]，缝隙连接蛋白39、43和45形成的半通道，泛连接蛋白(Panx1)通道，P2X7Rs，TRPV2，所有这些通道，在失神经支配后的第1周内，细胞膜内呈现高水平[8]。失神经后7 d，连接蛋白43和45的缺失显著降低肌纤维大小的损失，阻断核因子κB的p65亚单位激活和促炎性细胞因子(肿瘤坏死因子-α和白细胞介素-1β)上调[7]。这一发现提出了如下问题，连接蛋白的重新表达，是否为一种对失神经支配后肌纤维中诸多变化的上游反应？如果是这样，它们的表达和活化是怎样被神经支配状态或肌纤维活动调节的呢？

另外，失神经后集聚蛋白功能受损。集聚蛋白是由运动神经元胞体合成后经运动神经末梢释放的一种蛋白多糖。这种蛋白质结合MuSK及其关键共受体LRP4和淀粉样前体蛋白(amyloid precursor protein，APP)，通过诱导和维持乙酰胆碱受体聚集，在离体和在体的突触后分化中起着积极的作用[9]。失神经后，轴突运输障碍，神经肌接头处集聚蛋白表达下调，MuSK/ LRP4/ APP/船坞蛋白-7绑定结合障碍，成熟型AChR聚集障碍而离散，胚胎型AChR重新出现表达，神经肌肉传递障碍，电机偶联失败；同时，连接蛋白43和45表达上调，肌膜半通道通透性升高，胞内钙含量增加，Na+通透性和Na+电导增加，游离的胞浆Ca2+活化细胞内代谢反应，包括蛋白质的降解增加，合成减少，导致肌萎缩[31]。

1.4乙酰胆碱可作为负性信号导致肌萎缩关于乙酰胆碱的功能研究最多的是它在神经肌接头处将神经元电信号转化为化学信号，产生肌肉机械反应的作用。然而，它还有另一个功能即神经肌肉接头的发育和维持，人们对此了解不多，但同样重要。在突触后分化期间，乙酰胆碱受体(acetylcholine receptors，AChR)聚集由一个不依赖于神经的机制启动[32]。肌肉特异性受体酪氨酸激酶(MuSK)与Wnt配体一起参与乙酰胆碱受体前模式，组织他们进入到集中的簇[33]。运动神经元支配肌纤维的时期，乙酰胆碱通过细胞周期蛋白依赖性激酶5(Cdk5)通路离散乙酰胆碱受体簇，致使乙酰胆碱受体簇不能与神经末梢定位，并且在成年后仍然是乙酰胆碱受体簇形成的负性信号[34]。Cdk5介导的乙酰胆碱受体定位的调控知之甚少；然而我们知道，中间丝神经巢蛋白与Cdk5相互作用，对乙酰胆碱诱导的p35(Cdk5的共激活剂)与肌膜结合是关键[35]。

在突触水平，肉毒杆菌神经毒素阻断突触囊泡的释放[36]，或α-银环蛇毒素阻断乙酰胆碱受体[37]，也会发生快速的肌萎缩。此外，重症肌无力，以产生抗乙酰胆碱受体抗体为特征的病理状态，骨骼肌内也显示类似于失神经引起的变化[38]。另一方面，制动和失神经诱导肌纤维上神经元烟碱型α7AChRs重新表达(α7AChRs)，Ca2+通透性增加[7]。因此，失神经后α7AChRs连同前述的非选择性通道可以增加细胞内Ca2+，导致肌萎缩。

1.5ATP参与神经元损伤的肌萎缩ATP是公认的一个重要信号分子，介导不同的生物过程。在骨骼肌，ATP在神经肌接头处通过突触囊泡和肌纤维释放，在肌细胞增殖、分化和收缩等各种调控过程中有一定作用。从脊椎动物分离的突触小泡含有约10∶1的乙酰胆碱和ATP[39]。ADP/ATP转移酶能使突触小泡积累ATP，然而，囊泡内的ATP是不与乙酰胆碱络合的[40]。ATP与乙酰胆碱在神经肌接头随神经冲动以脉冲的方式释放。这种脉冲方式释放的意义是不明确的。在发育中，结合到嘌呤受体P2X的ATP与在钙动员中通过烟碱受体起作用的Ach有同等效力[41]。在成人，ATP的共同递质作用不如在发育过程中突出。ATP水解生成的腺苷作为突触前神经肌肉抑制的生理介质，在突触后位点，通过激活P2Y1受体，细胞外ATP促进乙酰胆碱的作用，增加乙酰胆碱受体的活性，K+通道激活，并抑制氯离子通道。总的来说，在成人骨骼肌，ATP增强神经肌肉信号，肌收缩时，ATP从肌纤维释放。ATP可通过ATP通透性通道释放(包括连接蛋白通道和Panx通道)[42]。连接蛋白在成人骨骼肌中不表达，然而，Panx1是表达的，在T管中形成Panx1 半通道。因此，成人骨骼肌中Panx1通道可能是负责释放ATP。病理条件下，ATP在肌细胞膜外的积累，增加细胞膜对离子和小分子通透性是必要的，它激活连接蛋白半通道和Panx1通道以及P2X7Rs，导致膜通透性增加[43]；骨骼肌失神经支配或脊髓损伤后，P2X7Rs和连接蛋白39、43和45重新表达，Panx1上调，可能促进这种细胞外ATP的积累。如前所述，一旦细胞膜这些通透性增加，Ca2+、Na+内流，膜去极化失调，蛋白分解增加与合成下降途径启动，肌萎缩。

2神经损伤后骨骼肌失营养致肌萎缩

2.1肌纤维血供障碍正常骨骼肌每根纤维受3～5条毛细血管供应。坐骨神经切断和注射性坐骨神经损伤后，肌纤维毛细血管逐渐减少至1条，胶原纤维增生，烟酰胺腺嘌呤二核苷酸四唑氧化还原酶(nicotinamide adenine dinucleotide four tetrazolium oxidoreductase，NADH-TR)活性增强，毛细血管密度与NADH-TR阳性纤维成反比关系，肌纤维型发生转变。密集的胶原纤维阻隔肌纤维，血管床重塑导致骨骼肌微循环减退和相对缺氧的代谢环境，造成肌纤维血供不足。微血管形成不足和大量胶原纤维聚集也可阻碍失神经肌肉的神经再支配[5,44]。

2.2神经营养因子神经营养因子是神经系统发育的关键因素，成年后，神经胶质细胞和运动神经元之间有良好的相互依存关系[45]。然而，关于神经元和神经营养因子与肌纤维营养作用之间的关系知道很少。在培养的肌细胞中，神经调节蛋白1(Neuregulin 1，NRG1)可诱导乙酰胆碱受体转录，因此认为，NRG1作为一种细胞外信号诱导突触特异性转录[46]。NRG1/ErbB(epidermal growth factor receptor，EGFR; ErbB)通过α-肌营养蛋白磷酸化稳定NMJs，维持突触传递效率[47]。然而，在运动神经元和骨骼肌缺乏NRG1，或骨骼肌内缺乏NRG1受体ErbB2和ErbB4的小鼠，尽管突触形态正常，但突触处AChRs数量和mRNA略有减少[48]。睫状神经营养因子(Ciliary neurotrophic factor，CNTF)，是一个白细胞介素-6超家族成员，诱导神经支配骨骼肌的萎缩效应和一些炎性反应，包括诱导发热、肝急性期蛋白反应[49]。在失神经的成年大鼠和鸡骨骼肌，睫状神经营养因子作为一种神经营养因子，调节它的受体α(CNTFR-α)和乙酰胆碱受体α亚单位的表达[50]。脑源性神经营养因子(Brain-derived neurotrophic factor，BDNF)在肌发育期间以相对较高的水平表达，出生后下调，当新生儿神经损伤后，BDNF可使肌球蛋白重链IIB型纤维免遭损失[51]。成年大鼠肌中BDNF的组成型表达局限于肌纤维、卫星细胞、雪旺氏细胞和内皮细胞，当急性或反复运动时，肌肉中表达上调，但它对肌纤维可能造成的影响是未知的[52]。在经皮损伤脊髓的大鼠，损伤部位移植人脐血间充质干细胞或注射三七总皂苷后，BDNF、神经生长因子和神经营养因子-3表达增加，运动功能改善[10,53]。层粘连蛋白结合BDNF通过miR-222激活mTOR信号通路可诱导大鼠喉返神经再生[54]。尽管一个因子不能评估它怎样改变神经肌肉功能，但是，把分离的背根节神经元与神经生长因子和神经营养因子-3共培养，发现前速激肽原、降钙素基因相关肽、神经丝蛋白-200和微管相关蛋白2的mRNA水平增加[55]，这提示了它们的营养效果。

3展望

连接蛋白为基础的间隙连接介导电化学偶联是平滑肌和心肌的特征，必须实现大群肌细胞的协调收缩。骨骼肌是以共同的神经纤维支配的单根或多根肌纤维(运动单位)的精确和快速的收缩反应为特征，其他运动单位的肌纤维必须独立地被激活。此功能是通过神经系统的直接命令实现的，神经系统通过有相似传导速度的神经纤维支配有相似电阈值的单个运动单位。因此，骨骼肌纤维快速和协调的收缩，间隙连接介导的肌纤维电耦联似乎是不必要的。值得注意的是，在发育期，神经肌肉激活抑制骨骼肌纤维中一些非选择性离子通道包括连接蛋白39、43、45，以及P2X7R、TRPV2通道和α-7烟碱受体形成的半通道表达或翻译。然而，这些蛋白质亚基的细胞膜结合导致细胞表面非选择性离子通道的表达，它们对一价阳离子和Ca2+都可通透，它们都可以在不同程度上降低失神经支配的肌纤维的静息膜电位以及通过游离的胞浆Ca2+活化细胞内代谢反应，包括蛋白质的降解。因此，未来需要阐明的关键问题是，如何识别NMJs处激活的抑制所有这些非选择性离子通道表达的信号转导机制。神经末梢和运动终板之间取得联系，允许神经末梢、神经胶质细胞及其在肌纤维上的受体释放一系列分子相互作用，主要的分子及其作用有：乙酰胆碱负责终板电位和乙酰胆碱受体簇的弥散，ATP参与增强肌肉运动，集聚蛋白诱导AChRs簇聚集，神经营养因子对成人肌纤维的影响却知之甚少，需要更多的研究来阐明神经营养因子在维持肌肉特性、抑制非选择性通道与肌膜结合中的作用。在失神经肌肉，如果发现一种能阻止形成非选择性离子通道的蛋白亚基表达的体液因子，作为一个有价值的分子靶点，以此设计一个合理的治疗方案，防止失神经支配肌纤维变性，对治疗因NMJs受损的各种肌病极为重要。

[参考文献]

[1] Baldwin K M, Haddad F, Pandorf C E, et al. Alterations in muscle mass and contractile phenotype in response to unloading models: role of transcriptional/pretranslational mechanisms[J]. Front Physiol, 2013, 4: 284.

[2] Yang S B, Yue N, Tang Q, et al. Expression and Regulation of MuRF-1 and Atrogin-1 are Required for Skeletal Muscle Atrophy[J]. Austin J Anat, 2015, 2(1): id1028.

[3] Zeman R J, Zhao J, Zhang Y, et al. Differential skeletal muscle gene expression after upper or lower motor neuron transection[J]. Pflugers Arch, 2009, 458(3): 525-535.

[4] Yang S, Yue N, Zeng X. Expression of MuRF1 and MAFbx in donor and recipient muscles after musculocutaneous nerve transection and partial pectoralis major muscle transfer for reconstruction of elbow flexion in rats[J]. Int J Morphol, 2015, 33(3): 975-982.

[5] 杨胜波，龙胜，易晓东，等. 注射性坐骨神经损伤后针刺对家兔腓肠肌内NADH-TR和胶原纤维的影响[J]. 遵义医学院学报, 2014, 37(1): 62-66.

[6] Wang Y, Pessin J E. Mechanisms for fiber-type specificity of skeletal muscle atrophy[J]. Curr Opin Clin Nutr Metab Care, 2013, 16(3): 243-250.

[7] Jackman R W, Cornwell E W, Wu C L, et al. Nuclear factor-kappaB signalling and transcriptional regulation in skeletal muscle atrophy[J]. Exp Physiol, 2013, 98(1): 19-24.

[8] Cea L A, Cisterna B A, Puebla C, et al. De novo expression of connexin hemichannels in denervated fast skeletal muscles leads to atrophy[J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2013, 110(40): 16229-16234.

[9] 于建奇，杨胜波. Agrin-LRP4-MuSK和Wnt 信号对肌肉型AChR发育、聚集及稳定的调控[J].解剖学杂志, 2015, 38(4): 229-231.

[10] Chung H J, Chung W H, Lee J H, et al. Expression of neurotrophic factors in injured spinal cord after transplantation of human-umbilical cord blood stem cells in rats[J]. J Vet Sci, 2015, PMID: 26435538.

[11] Sáez J C, Retamal M A, Basilio D, et al. Connexin-based gap junction hemichannels: gating mechanisms[J]. Biochim Biophys Acta, 2005, 1711(2): 215-224.

[12] Fiori M C, Figueroa V, Zoghbi M E, et al. Permeation of calcium through purified connexin 26 hemichannels[J]. J Biol Chem, 2012, 287(48): 40826-40834.

[13] Song E K, Rah S Y, Lee Y R, et al. Connexin-43 hemichannels mediate cyclic ADP-ribose generation and its Ca2+-mobilizing activity by NAD+/cyclicADP-ribose transport[J]. J Biol Chem, 2011, 286(52): 44480-44490.

[14] Gossman D G, Zhao H B. Hemichannel-mediated inositol 1,4,5-trisphosphate (IP3) release in the cochlea: a novel mechanism of IP3 intercellular signaling[J]. Cell Commun Adhes, 2008, 15(4): 305-315.

[15] Belluardo N, Trovato-Salinaro A, Mudò G, et al. Expression of the rat connexin 39 (rCx39) gene in myoblasts and myotubes in developing and regenerating skeletal muscles: an in situ hybridization study[J]. Cell Tissue Res, 2005, 320(2): 299-310.

[16] Rao P K, Kumar R M, Farkhondeh M, et al. Myogenic factors that regulate expression of muscle-specific microRNAs[J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2006, 103(23): 8721-8726.

[17] Williams A H, Valdez G, Moresi V, et al. MicroRNA-206 delays ALS progression and promotes regeneration of neuromuscular synapses in mice[J]. Science, 2009, 326(5959): 1549-1554.

[18] Nikolic M, Bajek S, Bobinac D, et al. Expression of myogenic regulatory factors in rat skeletal muscles after denervation[J]. Periodicum Biologorum, 2010, 112(1): 83-88.

[19] Qin W, Bauman W A, Cardozo C. Bone and muscle loss after spinal cord injury: organ interactions[J]. Ann N Y Acad Sci, 1211(1): 66-84.

[20] Bjugn R, Nyengaard J R, Rosland J H. Spinal Cord Transection-No Loss of Distal Ventral Horn Neurons[J]. Exp Neurol, 1997, 148(1): 179-186.

[21] Ollivier-Lanvin K, Lemay M A, Tessler A, et al. Neuromuscular transmission failure and muscle fatigue in ankle muscles of the adult rat after spinal cord injury[J]. J Appl Physiol, 2009, 107(4): 1190-1194.

[22] Harris R L, Bobet J, Sanelli L, et al. Tail muscles become slow but fatigable in chronic sacral spinal rats with spasticity[J]. J Neurophysiol, 2006, 95(2): 1124-1133.

[23] Wu Y, Zhao J, Zhao W, et al. Nandrolone normalizes determinants of muscle mass and fiber type after spinal cord injury[J]. J Neurotrauma, 2012, 29(8): 1663-1675.

[24] Tews D S. Apoptosis and muscle fibre loss in neuromuscular disorders[J]. Neuromuscul Disord, 2002, 12(7-8): 613-622.

[25] Birks R, Katz B, Miledi R. Physiological and structural changes at the amphibian myoneural junction, in the course of nerve degeneration[J]. J Physiol, 1960, 150(1): 145-168.

[26] Miledi R, Slater C R. On the degeneration of rat neuromuscular junctions after nerve section[J]. J Physiol, 1970, 207(2): 507-528.

[27] Maeda K, Ueda M, Ohtaka H, et al. A massive dose of vincristine[J]. Jpn J Clin Oncol, 1987, 17(3): 247-253.

[28] Sekiguchi K, Kanda F, Mitsui S, et al. Fibrillation potentials of denervated rat skeletal muscle are associated with expression of cardiac-type voltage-gated sodium channel isoform Nav1.5[J]. Clin Neurophysiol, 2012, 123(8): 1650-1655.

[29] Emmanouilidou E, Melachroinou K, Roumeliotis T, et al.Cell-produced alpha-synuclein is secreted in a calcium-dependent manner by exosomes and impacts neuronal survival[J]. J Neurosci, 2010, 30(20): 6838-6851.

[30] Harris J B, Thesleff S. Studies on tetrodotoxin resistant action potentials in denervated skeletal muscle[J]. Acta Physiol Scand, 1971, 83(3): 382-388.

[31] Cisterna B A, Cardozo C, Sáez J C. Neuronal involvement in muscular atrophy[J]. Front Cell Neurosci, 2014, 8: 405.

[32] Lin W, Burgess R W, Dominguez B, et al. Distinct roles of nerve and muscle in postsynaptic differentiation of the neuromuscular synapse[J]. Nature, 2001, 410(6832): 1057-1064.

[33] Jing L, Lefebvre J L, Gordon L R, et al. Wnt signals organize synaptic prepattern and axon guidance through the zebrafish unplugged/MuSK receptor[J]. Neuron, 2009, 61(5):721-733.

[34] Lin W, Dominguez B, Yang J, et al. Neurotransmitter acetylcholine negatively regulates neuromuscular synapse formation by a Cdk5-dependent mechanism[J]. Neuron, 2005, 46(4): 569-579.

[35] Yang J, Dominguez B, De Winter F, et al. Nestin negatively regulates postsynaptic differentiation of the neuromuscular synapse[J]. Nat Neurosci, 2011, 14(3): 324-330.

[36] Uchiyama A, Yamada K, Perera B, et al. Protective effect of botulinum toxin A after cutaneous ischemia-reperfusion injury[J]. Sci Rep, 2015, 5: 9072.

[37] Da Costa C J, Free C R, Sine S M. Stoichiometry for α-bungarotoxin block of α7 acetylcholine receptors[J]. Nat Commun, 2015, 6: 8057.

[38] Berrih-Aknin S, Le Panse R. Myasthenia gravis: a comprehensive review of immune dysregulation and etiological mechanisms[J]. J Autoimmun, 2014, 52: 90-100.

[39] Lee S, Yang H S, Sasakawa T, et al. Immobilization with atrophy induces de novo expression of neuronal nicotinic alpha7 acetylcholine receptors in muscle contributing to neurotransmission[J]. Anesthesiology, 2014, 20(1): 76-85.

[40] Volknandt W, Zimmermann H. Acetylcholine, ATP and proteoglycan are common to synaptic vesicles isolated from the electric organs of electric eel and electric catfish as well as from rat diaphragm[J]. J Neurochem, 1986, 47(5): 1449-1462.

[41] Stadler H, Fenwick E M. Cholinergic synaptic vesicles from Torpedo marmorata contain an atractyloside-binding protein related to the mitochondrial ADP/ATP carrier[J]. Eur J Biochem, 1983,136(2): 377-382.

[42] Häggblad J, Heilbronn E. P2-purinoceptor-stimulated phosphoinositide turnover in chick myotubes. Calcium mobilization and the role of guanyl nucleotide-binding proteins[J]. FEBS Lett, 1988, 235(1-2): 133-136.

[43] Riquelme M A, Cea L A, Vega J L, et al. The ATP required for potentiation of skeletal muscle contraction is released via pannexin hemichannels[J]. Neuropharmacology, 2013,75: 594-603.

[44] Cebasek V, Kubínová L, Janácek J, et al. Adaptation of muscle fibre types and capillary network to acute denervation and shortlasting reinnervation[J]. Cell Tissue Res, 2007, 330(2): 279-289.

[45] Schulz A, Kyselyova A, Baader S L, et al. Neuronal merlin influences ERBB2 receptor expression on Schwann cells through neuregulin 1 type III signalling[J]. Brain, 2014, 137(1): 420-432.

[46] Falls D L. Neuregulins and the neuromuscular system: 10 years of answers and questions[J]. J Neurocytol, 2003, 32(5-8): 619-647.

[47] Schmidt N, Akaaboune M, Gajendran N, et al. Neuregulin/ErbB regulate neuromuscular junction development by phosphorylation of α-dystrobrevin[J]. J Cell Biol, 2011, 195(7): 1171-1184.

[48] Jaworski A, Burden S J. Neuromuscular synapse formation in mice lacking motor neuron- and skeletal muscle-derived Neuregulin-1[J]. J Neurosci, 2006, 26(2): 655-661.

[49] Martin D, Merkel E, Tucker K K, et al. Cachectic effect of ciliary neurotrophic factor on innervated skeletal muscle[J]. Am J Physiol, 1996, 271(5Pt2): R1422-1428.

[50] Ip F C, Fu A K, Tsim K W, et al. Differential expression of ciliary neurotrophic factor receptor in skeletal muscle of chick and rat after nerve injury[J]. 1996, 67(4): 1607-1612.

[51] Mousavi K, Parry D J, Jasmin B J. BDNF rescues myosin heavy chain IIB muscle fibers after neonatal nerve injury[J]. Am J Physiol Cell Physiol, 2004, 287(1):22-29.

[52] Matthews V B, Åström M B, Chan M H, et al. Brain-derived neurotrophic factor is produced by skeletal muscle cells inresponse to contraction and enhances at oxidation via activation of AMP-activated protein kinase[J]. Diabetologia, 2015, 58(4): 854-855.

[53] Wang B, Li Y, Li X P, et al. Panax notoginseng saponins improve recovery after spinal cord transection by upregulating neurotrophic factors[J]. Neural Regen Res, 2015, 10(8): 1317-1320.

[54] Xie J, Jin B, Li D W, et al. Effect of laminin-binding BDNF on induction of recurrent laryngeal nerve regeneration by miR-222 activation of mTOR signal pathway[J]. Am J Transl Res, 2015, 7(6): 1071-1080.

[55] Zhang W, Li H, Xing Z, et al. Expression of mRNAs for PPT, CGRP, NF-200, and MAP-2 in cocultures of dissociated DRG neurons and skeletal muscle cells in administration of NGF or NT-3[J]. Folia Histochem Cytobiol, 2012, 50(2): 312-318.

[收稿015-10-12;修回2015-11-08]

(编辑：谭秀荣)

Progress on the mechanism of muscle atrophy induced by motor neuron injury

YangShengbo

(Department of Human Anatomy,Zunyi Medical University,Zunyi Guizhou 563099)

[Abstract]The control skeletal muscle by the neural system depends on the electrical activity of motor neurons and the release of soluble factors from nerve terminals. Once the neurons are damaged, the rapid muscle atrophy occurs. Recently, it was found that the increased sarcolemmal permeability and the decreased electrical activity of the neurons were related to the de novo expression of connexin hemichannels, all of which happen before the denervated skeletal muscle fibers appear atrophy; some of the extracellular signal molecules that inhibit the expression of the connexin proteins were involved in the inhibition of the signal transduction pathway of muscle atrophy; the muscle microcirculation and many neurotrophic factors were also involved in the muscular atrophy. To this end, this article reviews the current status of these studies in order to better understand the mechanism of muscle atrophy caused by nerve injury and to provide information on the design of a reasonable treatment plan for the prevention and treatment of muscle atrophy after motor neuron injury.

[Key words]motor neuron injury; skeletal muscle atrophy; electrical activity; neurotrophic factors

[中图法分类号]R322

[文献标志码]A

[文章编号]1000-2715(2015)06-0560-07

[通信作者]杨胜波，男，教授，硕士生导师，中国解剖学会会员，贵州省解剖学会理事，遵义医学院人体解剖学学术带头人。主要研究方向为骨骼肌与周围神经损伤的应用解剖学。曾主持和参与多项国家及省部级课题，获得过贵州省政府科技进步二等奖、指导大学生实验设计创新大赛三等奖、遵义医学院科技进步三等奖等。发表论文50余篇，其中SCI收录5篇。E-mail:yangshengbo8205486@163.com。

[基金项目]国家自然科学基金资助项目(NO:31540031)；贵州省联合基金资助项目(NO：黔科合LH字【2015】7528)。