实验动物麻醉的应用研究(附1000例报告)*

周立才，张秀兰，石 晶，王利娜，金大庆，李卫民

(首都医科大学平谷教学医院，北京，101200)

2009年4月至今我中心开展了40 多期外科腹腔镜培训班，30 多期消化内镜及心脏介入培训班，协助外院完成医学课题研究40 多项。各种实验动物麻醉近2 000 例，其中实验用猪的麻醉已超过1 000例，我们从中总结了对实验猪麻醉的原则、方法及注意事项，现报道如下。

1 资料与方法

1.1 实验动物 2009年4月至2013年4月本中心麻醉实验用猪共计1 000 头，3～24 个月，均为雌性，体重平均(40 ±20)kg，临床检查健康，由北京市房山区琉璃河实验用猪场购入。在同一环境下饲养3～7 d 再进行实验。

1.2 实验器械与药品 实验器械包括麻醉机、监护仪、麻醉床、喉镜、听诊器及其他常用物品。实验药品包括阿托品、地塞米松、咪达唑仑、速眠新、琥珀酰胆碱、地西泮注射液、利多卡因等。

1.3 实验方法 实验动物及实验人员麻醉前均做好充分的准备，麻醉过程中注意实验动物的生理反应及生命体征的变化。

1.3.1 麻醉前的准备

1.3.1.1 实验动物的术前准备 根据不同的实验选择合适的动物。一般行腹腔镜手术的猪需15～20 kg，其体内各器官已基本发育完全，体型偏小，利于腹腔镜器械的操作;行心脏介入的猪最好为50 kg 以上，以便术者更好地寻找目标血管及在血管内操作。术前禁饮食至关重要。通常实验前禁食6～8 h、禁水2 h，以保证其胃部空虚，防止充满食物的胃压迫膈肌从而影响猪的呼吸［1］;同时防止呕吐及误吸;不仅利于气管插管的操作，同时也提高了操作的安全性。如需行胃肠镜手术，则至少禁食72 h，禁水12 h，以达到充分胃排空的目的，利于术中视野的清晰暴露。同时，术前尽量将实验动物单笼饲养(图1)，每天定期清理笼舍;不仅可避免猪产生的大量污染物影响手术室的环境卫生，同时在一定程度上提高了术中的无菌程度。

1.3.1.2 麻醉人员的术前准备 术前必须掌握实验动物的一般情况，根据猪的身体状况调节麻醉药剂量，对于体弱者，适量减少麻醉用药。麻醉前应穿戴合适的手术衣、帽子、口罩、无菌手套，做好自身防护。根据所施行的手术制定合理的麻醉方案，准备麻醉仪器、设备、药品等。

1.3.1.3 麻醉物品的术前准备 (1)实验仪器的准备:麻醉机、监护仪、吸引器各一台，连接正确，检查性能是否良好、有无漏气，氧气是否充足、钠石灰有无变色，变色时应及时更换，以免造成CO2蓄积中毒。(2)插管准备:喉镜、管芯、气管导管、吸痰管、注射器、牙垫、舌钳、听诊器、简易呼吸器等。猪的气管导管较细，一般体重＜25 kg 的猪，选择直径＜6 mm的气管导管;50 kg 的猪选择内径为9 mm 气管导管;体型较大的猪，导管直径应为14～16 mm［1］。由于猪的口腔与咽喉间的夹角较小，趋于平行(图2)，与人的口咽近乎垂直的夹角具有明显区别，因此本中心特制了直镜，更方便挑起猪的会厌。成年猪的口腔至会厌根部的距离明显长于人，本中心对喉镜的叶片长度也进行了适当的加长(图3、图4)，更符合猪咽喉部的生理解剖。

1.3.1.4 麻醉诱导药、麻醉维持药及输液用品的准备 术前准备相应的麻醉药品及常用的抢救药物，如阿托品、多巴胺等。待猪保定麻醉后开放外周静脉通路，通常选择双下肢作为穿刺点。

1.3.2 麻醉诱导阶段

1.3.2.1 诱导前的给药 麻醉诱导前常规肌注阿托品0.5 mg、地塞米松10 mg，以减少唾液腺及气管腺体的分泌，防止过敏反应。麻醉诱导药物选用咪达唑仑0. 1～0.2 mg/kg及速眠新0.25～0.3 ml/kg 复合用药，观察猪的反应，一般给药5～10 min 后，猪会变得安静、闭眼、嗜睡，对外界刺激反应差，其后自行卧地，此时称为保定麻醉。将诱导麻醉后的猪放置到特制的操作床(图5)。放置为仰卧位，固定四肢于操作床的四角，防止插管过程中猪过分躁动。

1.3.2.2 诱导后气管插管 尽量伸展其头部、颈部，助手将舌拉出，用两块大纱布分别上下固定上颌骨及鼻腔，防止剧烈的吞咽动作影响插管(图6)。麻醉师左手持喉镜柄，将喉镜片经口腔一角置入，移至口腔中央，再进喉镜前端达舌根，挑起会厌显露声门，右手持气管导管对准声门裂，于猪呼吸过程中声门打开的一瞬间，直接将气管导管通过声带、喉中部的背侧间插入气管内，判断插管进入气管后予以套囊注气10～15 ml。连接麻醉机，调整参数(呼吸频率15 次左右，潮气量12 ml/kg)，牙垫与气管导管用医用胶布固定，以防止气管导管滑落脱出。插管时遇阻力可能系声门下狭窄或导管过粗所致，此时应旋转导管或换细导管。猪躁动不安、不易插管可能因保定麻醉浅，可静推琥珀酰胆碱，加大肌肉松弛，减少实验动物躁动，待肌颤停止后快速插管。气管插管过程中应注意避免过分粗暴，以免损伤喉粘膜从而导致喉头水肿或拔除导管后发生呼吸梗塞。判断气管插管成功的方法:(1)气管导管有湿热气流呼出;(2)听两肺呼吸音，左右上下均匀一致;(3)两侧胸廓同时均匀起伏，无上腹部隆起。

1.3.3 麻醉维持阶段 琥珀酰胆碱6 支、地西泮注射液6支、利多卡因7 支加入到500 ml 平衡液中，配制成麻醉混合液缓慢静滴，先快速滴注5～10 ml，待实验动物麻醉完全后，减慢滴速为40～60 滴/min。术中予以心电监护，随时监测动物的血压、脉搏、血氧浓度及生命体征。为预防动物麻醉过深，麻醉机旁应常规准备抢救药物，如尼可刹米、东莨菪碱、肾上腺素等。对于手术时间短、麻醉深度要求不高的动物实验，也可选用丙泊酚50 ml 溶于5% 的葡萄糖溶液250 ml中缓慢滴注，其麻醉诱导较快，维持时间短，恢复快。但丙泊酚可使外周血管阻力下降、心肌抑制、心输出量减少，对呼吸具有明显的抑制作用，如需静脉注射需在1 min 内缓慢静推，以免出现血压下降过快、呼吸暂停现象［2］，同时观察心电监护，注意生命体征的变化。

1.3.4 麻醉恢复阶段 如术后实验动物需留观，可于手术结束前30～40 min 开始停药，继续输液、通气，手术结束后予以麻醉拮抗剂陆醒宁，剂量为速眠新的1/2。待自主呼吸恢复，通气量足够;咳嗽、吞咽反射恢复;四肢活动频繁;血压、脉搏平稳后，吸净口、鼻、咽、气管内分泌物，拔除气管插管，送回动物病房。将其放置在温暖的环境中，避免发展为体温过低。密切观察实验猪的生命体征，紧急抢救可能发生的呼吸阻塞。缓解动物术后疼痛，必要时采用麻醉性止痛药;在此类药物中，最常用的为吗啡(0.1～20 mg/kg)、哌替啶(2 mg/kg)［1］。

2 结 果

2.1 麻醉诱导阶段 共死亡6 例，其中2 例死于将麻醉维持液误当平衡液静脉滴入，导致动物肌松后未及时予以吸氧，窒息死亡。4 例因气管插管插入食道，机械通气后胃胀明显不能及时排除。

2.2 麻醉维持阶段 共死亡10 例，其中1 例死于机械通气后氧气消耗完毕，未及时发现与处理，导致低氧血症。9 例死于术者操作不当，损伤大血管造成大出血，未能充分补液。

2.3 麻醉恢复阶段 术后动物死亡比例较高，大部分因术中造成内脏及组织损伤严重，术后不能耐受而直接处死。部分死于气管插管拔除过早，导致动物缺氧而死。部分因手术切口感染严重，术后抗炎不充分。

图1 本中心特制的猪笼

图2 猪的口腔与咽喉部的夹角趋于平行

图3 特制喉镜，叶片长22 cm，适于体重＜50 kg 的猪

图4 特制喉镜，叶片长30 cm，适于体重＞50 kg 的猪

图5 特制的操作台(前后位、侧位)，有四轮驱动，方便移动

图6 麻醉师在助手的协助下进行气管插管

3 讨 论

动物麻醉是新兴的、发展迅速的学科。由于动物不能自主反映自身的不适，术后缺乏必要的化验检查及监护手段，因此麻醉的成功是决定动物术后转归的关键因素。临床实践中，动物的麻醉有许多相似之处，又各有不同，在麻醉药物、麻醉方法的选择方面存在差异。

3.1 根据不同的动物实验时间选择麻醉药物 如果实验需动物保持较长时间的麻醉状态、麻醉程度较深，可选择具有较强镇静催眠作用的药物，如戊巴比妥钠、咪达唑仑、地西泮注射液［3］;如果所需时间较短、麻醉程度较浅，可使用中枢性抑制但短效的药物，如乙醚，以及对中枢抑制弱、苏醒快的盐酸氯胺酮、速眠新［4］。戊巴比妥钠有降低心率、抑制心肌收缩力的作用，心脏介入手术时尽量避免使用［5］。氯胺酮具有较强的药物滥用潜力，属于管制药品，不适于在动物麻醉中广泛使用。

3.2 根据不同的麻醉途径选择麻醉药物 速眠新、咪达唑仑可通过肌肉注射，戊巴比妥钠、盐酸氯胺酮、地西泮注射液需通过静脉注射，而乙醚作为吸入性麻醉剂，通常经过吸入的方式用药，但考虑乙醚有在空气中扩散污染的风险，应尽量减少使用，以降低麻醉药品对自身的危害。

3.3 复合麻醉药物的选择 复合麻醉可避免单纯使用一种麻醉药物时麻醉时间过长、麻醉强度过深造成的药物大量蓄积，减少由于药物剂量产生的副作用对机体带来的不利因素，有效降低了麻醉风险［6］。

我中心四年来致力于动物实验的研究，积累了许多动物麻醉的实验数据，总结了大量的动物麻醉经验，尤其对猪的麻醉熟练程度、用药规律、操作技巧具有很深的认识。麻醉诱导阶段常规应用速眠新作为麻醉诱导剂，与其他药物如戊巴比妥钠等相比，具有麻醉诱导快、用量节省、用法简单、安全系数高、麻醉效果强、经济效益好的优势［7］，建议在动物实验中推广使用。麻醉维持阶段，使用丙泊酚维持麻醉应注意药物的副作用，我们自行研制的麻醉混合液由琥珀酰胆碱、地西泮注射液、利多卡因配制而成，具有麻醉诱导快、安全系数高、节约麻醉成本的优势，建议在动物实验中借鉴使用。麻醉恢复阶段，应注意观察动物术后的各项生理反应，判断恢复情况;避免过早地拔除气管插管，以免造成动物缺氧导致窒息、死亡，以及增加麻醉风险、影响实验效果。

在医学动物实验中，实验动物的麻醉是保证实验顺利进行、得到预期结果的重要环节之一。麻醉者是动物实验顺利进行的保障，应在认真掌握麻醉理论与技术的基础上，不断总结经验、教训，并借鉴临床麻醉技术，结合新进展，探索出对动物实验更安全、更有效、更科学的麻醉方法，高质量地保障动物实验的顺利进行。

［1］王洪斌.现代兽医麻醉学［M］.北京:中国农业出版社，2010:336-344.

［2］廖新权，刘领汉，谢光平，等.丙泊酚在小动物麻醉上的应用简介［J］.广东畜牧兽医科技，2011，36(2):45-46.

［3］王占元，杨培梁，刘秋菊，等.常用实验动物的麻醉［J］.中国比较医学杂志，2004，14(4):245-246.

［4］李尧清，杨小玲，秦建琼，等.氯胺酮在实验动物麻醉中的应用分析［J］.上海实验动物科学，2001，21(3):169-170.

［5］周昆，屈彩芹.动物实验常用麻醉剂的比较和选择［J］.实验动物科学，2008，25(2):41-43.

［6］Kaiser GM，Heuer MM，Frühauf NR，et al. General handling and anesthesia for experimental surgery in pigs［J］. J Surg Res，2006，130(1):73-79.

［7］文小玲，张平，姜徳诵.速眠新与戊巴比妥钠在动物麻醉中的应用比较［J］.南华大学学报(医学版)，2004，32(1):131-132.