郝晓娟(综述),朱旅云(审校)
(白求恩国际和平医院内分泌科,石家庄050082)
自1865年首次提出内皮这一概念以来,人们开始对血管内皮细胞(vascular endothelial cell,VEC)有了初步的认识,认为VEC是衬附在血管内壁,维持血管内膜的光滑,作为半透膜将血管内外分开。随着内皮细胞所分泌的多种活性物质,如内皮素、前列腺素、内皮衍生舒张因子的发现,人们对VEC逐渐有了更深入的认识。VEC参与体内多种重要的平衡调节及细胞功能的调控,既作为各种外界刺激和体液介质的靶细胞,本身又具有非常活跃的代谢功能,通过分泌多种活性物质维持血管的舒缩状态,调节器官血流的同时对血液凝固、白细胞活性、血小板聚集起调节作用,在脏器的缺血、炎症、免疫等反应过程中发挥重要作用。VEC为覆盖于血管内膜表面的单层扁平或多角形的细胞,由于VEC直接与循环血液接触,所以很容易受到血液中活性物质的影响,已有研究表明,VEC的损失及功能紊乱与多种疾病密切相关,包括冠心病、高血压、脑卒中、糖尿病等[1]。现将近年来研究发现的各种与VEC相关的影响因素进行概述。
1.1 缺氧 缺氧是指细胞几乎无氧供应的一种状态。早期缺氧可以刺激VEC分泌活性物质代偿缺氧,随着缺氧时间延长VEC受损加重。缺氧可引起内皮细胞的激活,继而一些黏附分子[2]及血管内皮生长因子(vascular endothelial growth factor,VEGF)等引起相关变化及代谢产物的增加。目前认识的黏附分子主要有细胞间黏附分子1、血管细胞黏附分子1、E选择素和P选择素。黏附分子表达增加可加强细胞间的黏附,同时缺氧可诱发炎性反应,增加白细胞黏附分子的表达,从而促进VEC与中性粒细胞的黏附,加重内皮细胞的损伤。而且随着缺氧时间的延长,出现VEC凋亡及抑制VEC有丝分裂。
1.2 低氧 低氧是指机体氧气供需不平衡的状态。低氧状态下可以抑制细胞或促进细胞凋亡,影响细胞周期,而VEC不但不会凋亡,反而会增殖形成新生血管,以代偿低氧造成的供氧不足。Matina等[3]发现内皮细胞在低氧状态下之所以能够不产生细胞抑制效应,这与H2A组蛋白家族成员X(H2AX),一个DNA损伤修复途径的关键分子密切相关。H2AX是Rad3相关激酶的底物,磷酸化的H2AX(γ-H2AX)是对各种形式的DNA损伤产生反应的主要分子,其信号转导途径能够阻止DNA复制停止,使得细胞得以存活并促进细胞增殖。研究发现,H2AX可作为抗低氧诱导血管新生的一个新靶点。低氧环境下,低氧诱导因子是主要的调控因子。低氧诱导因子是由α和β两个亚单位构成的异二聚体转录因子复合体。低氧诱导因子对低氧条件下的反应主要由α亚甲基单位上的多聚羟化酶结构域介导,其中低氧诱导因子α被认为是使VEGF表达增加的关键因子,调控着对VEC的增殖及血管形成。
1.3 高氧 氧气在临床上的应用已逐渐被接受,运用广泛,途径多样,可以经鼻给氧、高压氧舱和机械通气给氧等,随后又开辟了经静脉途径给氧。贾赤宇等[4]制造缺血缺氧动物模型,并予高氧液静脉输注,通过检测发现动脉血氧分压、血氧饱和度、二氧化氮分压、酸碱值等血气指标有明显的改善,超氧化物歧化酶、一氧化氮、依前列醇等有益指标升高,而血栓素、丙二醛等有害指标降低,光镜等检查病理损害减轻,多项生理功能有不同程度的恢复。Sander等[5]用大洞机在雄性裸鼠耳背部制造环形伤口,将其放在高压氧舱中治疗,无论是损伤伤口愈合模型还是非损伤伤口愈合模型,高压氧治疗组伤口愈合处新生微血管数都明显增加,通过免疫组织化学检测治疗组内皮细胞分泌的基质金属蛋白酶2降低,而基质金属蛋白酶9、肿瘤坏死因子α、组织金属蛋白酶抑制剂1明显增加。基质金属蛋白酶家族可提高促血管生成因子的作用。肿瘤坏死因子α可诱发炎性反应,且可促进白细胞对内皮的黏附。组织金属蛋白酶抑制剂1可促进细胞增殖,考虑高氧促进伤口愈合的机制为肿瘤坏死因子α含量的增加,其次是金属蛋白酶的释放增多。Brueckl等[6]模拟机械通气的方法,原位观察离体大鼠肺VEC相关信号分子的变化,发现活性氧簇(reactive oxygen species,ROS)和Ca2+在高氧时均增高,转录因子和一氧化氮也会发生相应的变化。
2.1 高血糖 高糖作用下内皮功能障碍的机制可能与ROS的过度产生有关,而且呈浓度依赖性[7]。ROS可激活细胞内多种蛋白质和酶,导致转录因子,如核因子κB和激活蛋白1表达的上调。且可活化蛋白激酶C,导致一氧化氮合酶、E-TI、VEGF、转化生长因子的差异基因表达,这些转录因子调节者编码多种炎性介质的基因,从而导致与血管细胞生理及病理功能密切相关的众多基因表达。Inoguchi等[8]报道,细胞内ROS上升可能与蛋白激酶C和NAD(p)H氧化酶的相继激活有关,而后两者活性与葡糖糖代谢中间产物有关。ROS过多导致细胞脂质过氧化和细胞膜、蛋白质、DNA的不可逆损害,而且自由基清除酶的糖化从而抗氧化能力下降,通过受体途径和线粒体途径来诱导VEC的凋亡,无论何种途径,最终结果都是凋亡信号蛋白的活化,使其将凋亡信号传入核内,裂解DNA片段,导致细胞凋亡。高糖及其所产生的糖基化终产物可以增加内皮的通透性,使单核巨噬细胞的浸润增加,致使血管壁肿瘤坏死因子α的浓度上升。研究表明[9],波动性高糖较持续性高糖对人脐静脉内皮细胞的凋亡具有更强的作用,可抑制内皮细胞的增殖,阻滞细胞周期的转化,较持续性高糖更增强VEC中细胞间黏附分子1和肿瘤坏死因子α的表达。
2.2 低血糖 研究表明低血糖可以促进内皮细胞的分化[10]。Wang等[11]通过将人脐带内皮细胞在2.2~5.0 mmol/L血糖中培养,发现低血糖可以使一氧化氮生物利用度减少,而线粒体过氧化物及一氧化氮依赖性的线粒体超极化增加。提示低血糖也可诱发内皮细胞氧化应激。Jin等[12]通过胰岛素诱导低血糖,观察胸主动脉内皮细胞,结果显示低血糖可以增加单核细胞在内皮细胞的黏附,激活肾上腺素,而肾上腺素刺激细胞内的环磷酸腺苷升高可导致内皮细胞释放核因子κB等一系列黏附分子损伤内皮细胞。低血糖可诱发内皮细胞炎性反应。Wright等[13]通过胰岛素诱导低血糖,结果显示非糖尿病患者及糖尿病患者CD40/CD40L、血小板聚集增加。结果显示无论患者是否合并1型糖尿病,低血糖均可通过炎性因子的上调和活性物质的释放来损伤血管内皮。依前列醇水平及热休克蛋白增加与血糖浓度呈反比,表明内皮细胞对低血糖存在耐受性或适应过程,通过分泌依前列醇扩张血管提高血流量,增加血糖运输,改善低血糖症状。体外培养细胞中发现,低糖或缺糖使细胞供能减少可抑制细胞的生长,但是内皮细胞会出现增殖,随着时间的延长,内皮细胞损害加重而凋亡。
3.1 剪切应力 剪切应力指血液沿血管腔壁表面流动,必然对排列于腔壁的VEC施加一个切向力。VEC最直接感受血流剪切力的变化。许多研究表面剪切力对VEC的形态、结构和功能都有着重要的影响[14]。多项研究[15]通过模拟人体内环境,通过对其形态、生长状况及相关参数进行评估,表明静态环境下VEC呈多角形,轮廓清除,细胞镶嵌呈铺路石样无方向排列,经受一定流畅剪切力后,内皮细胞逐渐拉长,成为梭行,其长轴方向逐渐与流场方向一致,表现为与活体细胞一致的形态。最初研究建立在层流对VEC的影响,随着对疾病的研究,血流不仅有层流,还有涡流、分流。当血流为层流时,VEC受到高剪切力的作用,细胞呈长梭形,细胞间紧密连接完整,故其对大分子蛋白通透性低;当血流为涡流,分流时,内皮细胞受低剪切力的作用,细胞呈圆形,对大分子蛋白的通透性增高[16]。在恒定剪切力作用下,VEC的影响随作用时间而改变,早期剪切力强度的增加能刺激内皮细胞上的VEGF和VEGF-2的表达增加,并促进一氧化氮合酶的表达增加,促进一氧化氮的释放,最终促进微小血管的生成增加;后期主要通过一氧化氮的释放增加起作用。不同器官或是相同器官的不同部位,甚至在同一个微血管襻不同节段之间的VEC都可表现出异质性,如动脉内皮细胞相对于静脉和毛细血管内皮细胞承受更高的剪切力。肖正华等[17]通过形态的观察及剪切力作用前后肌动蛋白丝的变化发现,VEC形态的改变和重排与F-肌动蛋白的排列方式有密切关系。推测内皮细胞形态的改变是对流体剪切力的适应结果,目的是降低血液流动对其产生的牵拉作用,以保持VEC结构的完整性。于凤旭等[18]研究发现,低剪切力下调VEC表面B族Ⅰ型清道夫受体mRNA的表达,而高剪切力上调VEC表面mRNA的表达,是第1个分子水平上确定的高密度脂蛋白受体,其参与高密度脂蛋白胆固醇酯的选择性摄取,通过多种保护机制抑制动脉粥样硬化的发生。说明高剪切力有利于防治血管粥样硬化的发生。剪切应力还可以促进血管种子细胞增殖、分化及迁移,可使VEC维持表型及黏附能力,抗血栓能力增加。
3.2 血管紧张度 血管紧张度,即血管张力、血管弹性力,受多种因素的影响,如血管壁结构、VEC内分泌功能、离子通道及肾素-血管紧张素系统(reninangiotensin-system,RAS)等。RAS系统在心、脑、肾等疾病中起重要作用。RAS激活后主要通过两条途径影响内皮功能:①使血中血管紧张素Ⅱ浓度增高;②一氧化氮及依前列醇减少。导致血管舒张与收缩因子的平衡失调,促凝血与抗凝血介质间的平衡失调及促生长和抑制生长物质间的平衡失调。从而加重内皮损伤。有研究表明,RAS系统对内皮细胞损伤作用,是离子通道对钙内外调节失衡导致[19]。
4.1 低频脉冲磁场 低频脉冲磁场疗法,又称非损伤性脉冲疗法。应用频率1000 Hz以下的脉冲电流治疗疾病的方法。低频脉冲以其机械效应、热效应、理化效应起到治疗作用。其电流种类有感应电流、方波、三角波、调制波等。最早由Yen-Patton等[20]研究表明,磁场能够明显促进人脐静脉VEC和牛主动脉VEC增殖,从而提出磁场对VEC的影响。磁场作为一种外来干预手段,其可促进内皮细胞修复,促进内皮细胞成纤维细胞生长因子的分泌,轻度上调VEGF、血管紧张素Ⅱ,释放血小板生成素和表皮生长因子,通过旁分泌突途径影响周围组织细胞刺激局部血管生成[21]。总之,低频脉冲作用后局部组织血管扩张,血流加速,细胞膜通透性增加,内皮细胞释放因子增多,促进局部细胞增生及血管成形。
4.2 辐射 内皮细胞是对电离辐射较为敏感的细胞之一。辐射作为外源性物理因素和应激源,可引起组织激素、神经递质、局部递质等信号分子的释放、激活,这些信号分子或活性物质可通过血液循环直接影响VEC正常的氧化、还原代谢反应,导致ROS大量产生,形成氧化应激状态并对VEC造成损伤[22]。辐射可增加VEC通透性,抑制细胞增殖,促凋亡,其机制可能是氧化应激和炎性反应导致。通过影响细胞抗氧化应激酶基因的转录和(或)蛋白翻译,使ROS的清除能力降低。VEC通过旁分泌产生并释放炎性因子,作用于辐射局部组织引起炎性反应。
同型半胱氨酸又称巯基丁氨酸,由于体内缺乏叶酸、VB6、VB12导致同型半胱氨酸水平升高。VEC是同型半胱氨酸的重要靶器官。高同型半胱氨酸是VEC损伤的独立危险因素。主要损伤机制为高同型半胱氨酸导致氧化应激,使过氧化物的产生增加,灭活了一氧化氮的活性,导致一氧化氮生物有效性降低[23]。由于一氧化氮的生成决定四氢生物蝶呤的存在,而氧化应激使四氢生物蝶呤被过氧化氢氧化而耗竭,导致一氧化氮生成减少。同时高同型半胱氨酸诱导产生的过氧化物及增加 Ca2+,激活蛋白激酶C,从而参与核因子 κB活化[24],而核因子 κB是机体炎性反应放大与持续的分子生物学机制。总之,高同型半胱氨酸诱发VEC氧化应激,使一氧化氮生物活性降低及生成减少,过氧化物的产生及激活蛋白激酶C使核因子κB活化,促进炎性因子(如血管细胞间黏附分子1、细胞间黏附分子1、单核细胞趋化蛋白1、基质金属蛋白酶和白细胞介素1、白细胞介素6、白细胞介素8等)大量释放,启动局部炎性反应,导致VEC功能受损。
内皮抑素最早在体外培养的小鼠血管内皮细胞瘤的细胞培养液中提纯出来的,内皮抑素能特异性抑制血管内皮的增生、迁移、诱导VEC凋亡。其作用机制为:①内皮抑素可直接与VEC胞体受体结合,与VEGF、碱性成纤维细胞生长因子等血管生成刺激因子竞争性的与信号转导系统中的硫酸肝素蛋白聚糖受体结合;②直接作用于EC增殖周期,使VEC停滞于G0期;③抑制抗凋亡蛋白Bcl-2和Bcl-xL的表达;④可与原肌球蛋白结合,破坏微丝结构的完整性,使细胞运动功能丧失[25]。
影响内皮细胞的因素多种多样,且相互影响,相辅相成。而VEC与心脑血管疾病、糖尿病及缺血性疾病的发生、发展息息相关,通过对其影响因素的认识,有助于为这些疾病的治疗提供早期的干预及治疗靶点。这些因素揭示了内皮细胞损伤的机制,即氧化应激、炎性反应及活性物质失衡。目前已有多种药物通过抗氧化及维持内皮细胞分泌活性物质的均衡性等改善内皮细胞功能及对血管内皮细胞保驾护航,从而防治心脑血管等疾病的发生、发展。
[1]Loomans CJ,De Koning EJ,Staal FJ,et al.Endothelial progenitor cell dysfunction in type 1 diabetes:another consequence of oxidative stress[J].Anotioxid Redox Signal,2005,7(11/12):1468-1475.
[2]Kacimi R,Karliner JS,Koudssi F,et al.Expression and regulation of adhesion molecules in cardiac cells by cytokines:response to acute hypoxia[J].Circ Res,1998,82(5):576-586.
[3]Economopoulou M,Langer HF,Celeste A,et al.Histone H2AX is integral to hypoxia-driven neovascularization[J].Nat Med,2009,15(5):553-558.
[4]贾赤宇,陈璧,王跃民,等.高氧液治疗缺血性心肌功能的研究[J].中华烧伤杂志,2000,16(5):272-274.
[5]Sander AL,Henrich D,Muth CM,et al.In vivo effect of hyperbaric oxygen on wound angiogenesis and epithelialization[J].Wound Repair Regen,2009,17(2):179-184.
[6]Brueckl C,Kaestle S,Kerem A,et al.Hyperoxia-induced reactive oxygen species formation in pulmonary capillary endothelial cells in situ[J].Am J Respir cell Mol Biol,2006,34(4):453-463.
[7]Lee EH,Kim do H,Allen PD.Interplay between intra-and extracellular calcium ions[J].Mol Cells,2006,21(3):315-329.
[8]Inoguchi T,Sonta T,Tsubouchi H,et al.Protein kinase C-dependent increase in reactive oxygen species(ROS)production in vascular tissues of diabetes:role of vascular NAD(P)H oxidase[J].J Am Soc Nephrol,2003,14(8 Suppl 3):S227-S232.
[9]陈名道.波动性高血糖与糖尿病并发症[J].国际内分泌代谢杂志,2006,26(5):312-314.
[10]Kang PM,Izumo S.Apoptosis in heart:basic mechanisms and implications in cardiovascular diseases[J].Trends Mol Med,2003,9(4):177-182.
[11]Wang J,Alexanian A,Ying R,et al.Acute exposure to low glucose rapidly induces endothelial dysfunction and mitochondrial oxidative stress:role for AMP kinase[J].Arterioscler Thromb Vasc Biol,2012,32(3):712-720.
[12]Jin WL,Azuma K,Mita T,et al.Repetitive hypoglycaemia increases serum adrenaline and induces monocyte adhesion to the endothelium in rat thoracic aorta[J].Diabetologia,2011,54(7):1921-1929.
[13]Wright RJ,Newby DE,Stirling D,et al.Effects of acute insulin-induced hypoglycemia on indices of inflammation:putative mechanism for aggravating vascular disease in diabetes[J].Diabetes Care,2010,33(7):1591-1597.
[14]Chien S,Li S,Shyy YJ.Effects of mechanical forces on signal transduction and gene expression in endothelial cells[J].Hypertension,1998,31(1):162-169.
[15]李晓宁.剪切力环境下内皮细胞力学研究的形态学指标[J].生物医学工程学杂志,2003,20(3):555-558.
[16]Hudlicka O,Brown MD.Adaptation of skeletal muscle microvasculature to increased or decreased blood flow:role of shear stress,nitric oxide and vascular endothelial growth factor[J].J Vasc Res,2009,46(5):504-512.
[17]肖正华,张本贵,张尔永,等.流动培养系统内切应力加载不同取材部位内皮细胞黏附能力的比较[J].生物医学工程学杂志,2011,28(1):157-162.
[18]于凤旭,张英,凌生林,等.不同剪切应力对内皮细胞表面SRB1 mRNA表达影响的实验研究[J].生物医学工程学杂志,2011,28(1):81-85.
[19]韩磊,李鸣皋,叶平.血管紧张素Ⅱ对血管内皮细胞游离钙离子浓度的影响及阿托伐他汀的保护作用[J].实用医学杂志,2009,25(4):511-512.
[20]Yen-Patton GP,Patton WF,Beer DM,et al.Endothelial cell response to pulsed electromagnetic fields:stimulation of growth rate and angiogenesis in vitro[J].J Cell Physiol,1988,134(1):37-46.
[21]Tokgözoˇglu L,Yorgun H,Gürses KM,et al.The association between circulating endothelial progenitor cells and coronary collateral formation[J].Atherosclerosis,2011,219(2):851-854.
[22]Tepper OM,Callaghan MJ,Chang EI,et al.Electromagnetic fields increase in vitro and in vivo angiogenesis through endothelial release of FGF-2[J].FASEB J,2004,18(11):1231-1233.
[23]Ozguner F,Oktem F,Ayata A,et al.A novel antioxidant agent caffeic acid phenethyl ester prevents long-term mobile phone exposure-induced renal impairment in rat.Prognostic value of malondialdehyde,N-acetyl-beta-D-glucosaminidase and nitric oxide determination[J].Mol Cell Biochem,2005,277(1/2):73-80.
[24]Lawrence de Koning AB,Werstuck GH,Zhou J,et al.Hyperhomocysteinemia and its role in the development of atherosclerosis[J].Clin Biochem,2003,36(6):431-441.
[25]Zeng XK,GuanYF,Remick DG,et al.Signal pathways underlying homocysteine-induced production of MCP-1 and IL-8 in cultured human whole blood[J].Acta Pharmacol Sin,2005,26(1):85-91.