18F-FDG的稳定性及提高稳定性的方法

张锦明,李云刚,刘 健,张晓军,田嘉禾

(中国人民解放军总医院 核医学科,北京 100853)

18F-FDG在高能γ射线作用下会产生辐射自分解,导致18F-FDG放化纯度降低[1-2]。我国国家食品药品监督管理局18F-FDG暂行标准规定,18F-FDG的有效期为合成后6 h[3]。但高浓度的18F-FDG由于辐射分解,合成后在6 h内其放化纯度低于90%。如果不对其进行分离直接注入体内,会导致骨的放射性摄取升高。为了减少18F-FDG的辐射分解,降低骨的摄取,文献采用防辐射分解试剂如抗坏血酸、乙醇等,以延长18F-FDG的有效期,但仍有少量18F-FDG分解[5-6]。本研究小组的初步研究[4]表明,使用再纯化方法处理已分解的18F-FDG,可以将其放化纯度从90%提高到99%以上,使不合格的18FFDG成为合格产品。但再纯化处理的回收率与放化纯度相关,回收率低,放化纯度也低,影响了18F-FDG的使用效率。本工作在进一步研究18F-FDG稳定性的基础上,拟利用乙醇的稳定作用,并结合再纯化方法,探索有效的提高18FFDG稳定性方法,以保证放化纯度＞95%,并提高18F-FDG的利用率。

1 主要实验材料

1.1 试剂与仪器

H218O:丰度97%,江苏华益化工有限公司产品;无水乙腈、氨基聚醚 K2.2.2以及 K2CO3:美国Aldrich公司产品;Sep-Pak C18及Al2O3柱:美国Waters公司产品;IC-H柱:美国 Alltech公司产品;USP级乙醇:美国 Milliper公司产品;三氟甲基磺酰基甘露糖(FDG前体):德国ABX公司产品。NaOH和 HCl均为北京化工厂产品。

Sumitomo HM-20S加速器:日本驻友株式会社;18F-FDG自动化合成模块:派特(北京)科技有限公司;BioScan-3000放射性薄层扫描仪:美国 BioScan公司产品。HPLC系统:配 515泵、410示差检测器、Bio-Scan Flow Count,Waters公司产品。eXPlore VistaMicro PET/CT成像系统:美国GE公司产品。

1.2 实验动物

Wister大鼠:200 g,2只,清洁级,中国人民解放军军事医学科学研究院动物所提供。

2 实验方法

2.1 18F-FDG的自动化合成[7]

采用国产18F-FDG自动化合成模块,步骤如下:(1)Sumitomo HM-20S加速器生产的18F-被QMA捕获后,经K2CO3乙腈水溶液洗脱进入反应管,共沸除水至干,再加入2 mL乙腈共沸除水至干。(2)反应管内加入1 mL无水乙腈溶解的20 mg三氟甘露糖,83℃加热5 min,除乙腈后加入 14 mL水稀释。(3)混和物过Sep-Pak C18柱,中间体吸附在柱上,用10 mL水冲洗该柱二次,向柱上加入1 mL 2 mol/L的NaOH,常温水解2 min。(4)水解产品依次过IC-H柱、Sep-Pak C18(合成前用5 mL乙醇活化该柱进行预处理)及 Al2O3柱纯化,再用10 mL水冲洗,最终产品过无菌滤膜即可。整个合成过程占时22 min,不校正合成效率为60%。

2.2 18 F-FDG稳定性及加入乙醇后稳定性[6]

按常规方法合成18F-FDG,按体积分数为0.1%向产品收集瓶中加无水乙醇。室温下静置,用TLC或HPLC法测量不同放射性浓度下添加0.1%乙醇前后及放置不同时间18F-FDG的放化纯度。

2.3 已分解18F-FDG的再纯化[4]

取TLC测量已辐射分解的18F-FDG,直接经Sep-Pak Al2O3柱、Sep-Pak C18柱纯化后过无菌滤膜,用少量水冲洗柱和无菌滤膜,测量收集的纯化产品和Sep-Pak Al2O3柱上的放射性活度,计算纯化后18F-FDG的放化纯度。

2.4 18 F-FDG放化纯度分析[8]

分别采用HPLC和 TLC分析产品的放化纯度。

HPLC法:分析软件为Millennium32,流动相为85%的乙腈,流速为2 mL/min,分离柱为碳水化合物柱(10μm,3.9 mm×300 mm)。

TLC法:取18F-FDG点样于硅胶板上,用85%的乙腈水溶液上行展开,用 BioScan-3000放射性薄层扫描仪扫描。产品的Rf=0.45,杂质的R f=0。

2.5 大鼠Micro PET/CT显像

取200 g Wister大鼠 2只,尾静脉注射18.5 MBq18F-FDG,60 min后腹腔注射5%的水合氯醛麻醉。将大鼠置于eXplore Vista Micro PET/CT上进行全身扫描,先进行PET扫描,再用CT进行定位,确定放射性浓集部位。

3 结果与讨论

3.1 18 F-FDG放化纯度

18F-FDG的放化纯度一般采用 TLC方法,也可以采用HPLC方法。两者相比,TLC更方便、快速,但TLC受点样影响,测量没有HPLC准确。采用HPLC可以更清楚地了解18F-FDG分解后所形成的副产物。因此,本工作采用TLC和HPLC两种方法对新合成的18F-FDG进行分析,结果示于图1。新合成的18F-FDG TLC谱图中仅有一个R f为0.45峰,HPLC谱图中仅出现一个保留时间为5.4 min峰。

而图1HPLC谱显示,分解后的18F-FDG主要副产物仅有一个,是保留时间为3.95 min的F-,与TLC谱图中原点杂质峰一致。

图1 TLC及HPLC测量辐射分解的18 F-FDG

本研究初始产物仅一个峰,但高浓度产品存贮4 h后,TLC和HPLC检测均发现了杂质峰,且TLC结果和HPLC结果一致,以下实验中均采用TLC分析其放化纯度。

3.2 18F-FDG的稳定性

浓度为0.74～1.85 TBq/L(n=100)18FFDG产品室温放置6 h,TLC没有观察到原点有放射性增加。浓度为4～12 TBq/L的18FFDG产品,室温放置4 h,TLC检测其放化纯度,结果示于图2。由图2可见,随着浓度增大,产品放化纯度下降很快。无稳定剂时,放置4 h后,浓度为6 TBq/L的产品放化纯度平均约为95%,浓度为8 TBq/L的产品放化纯度平均只有92%,已不能满足临床要求[3]。产品浓度(x)与放置4 h后放化纯度(y)之间存在负线性关系,相关方程为:y=-0.394 9x+97.5,R2=0.179。该结果与Jiménez[1]的产品中游离的 F-与18F-FDG浓度呈正比关系一致。该结果提示,18F-FDG浓度增大,放置一定时间后放化纯度下降很快;浓度大于6 TBq/L的产品有效期小于4 h。为了提高18F-FDG的稳定性,可用生理盐水将其浓度稀释至小于2 TBq/L。但存放期间稀释18F-FDG,存在后期注射体积较大的不足。

18F-FDG辐射分解的原因是高能射线产生自由基将水分解成自由的质子、羟基和双氧水,这些羟基和质子进一步破坏FDG的骨架,从而引发一系列分解。HPLC分析证实,分解的FDG中存在过氧化氢,浓度达2 mg/L[5]。而还原剂抗坏血酸和自由基萃灭剂乙醇等可以防止过氧化氢的产生,从而提高18F-FDG的稳定性。

图2 浓度与放化纯度的关系及加乙醇对18 F-FDG产品稳定性的影响◆——加0.1%乙醇放置4 h;□——加0.1%乙醇放置6 h;▲——无稳定剂放置4 h

3.3 乙醇对18F-FDG的稳定作用

在18F-FDG产品中加添加少量乙醇,使乙醇的体积分数为0.1%,并用生理盐水调18F-FDG产品的浓度,室温放置。分别于4 h和6 h测其放化纯度,结果示于图 2。图2显示,添加0.1%乙醇后,18F-FDG的分解速度明显减缓。但仍有少量分解,分解速度与浓度和放置时间呈正比;不加稳定剂时,18F-FDG浓度为5～15 TBq/L,室温放置4 h后,起始浓度与放化纯度之间存在负线性关系,线性方程为:y=-0.065 6x+98.1,R2=0.015 4,放置6 h后线性方程为:y=-0.136 8x+99.5,R2=0.186 4。

Kiselev等[9]首先提出体积分数为0.1%乙醇作为18F药物的稳定剂。他们认为,对于18FFDG浓度大于10 TBq/L的药物,添加0.1%的乙醇可维持其放化纯度＞90%。Jacobson等[6]通过测量产品自身乙醇含量发现,制备过程中带入乙醇(自身乙醇)的体积分数为0.004%～0.001%时,高浓度(10 TBq/L)18F-FDG分解很快,10 h时游离F-浓度＞20%,而当自身乙醇质量分数大于0.05%时,即使浓度＞10 TBq/L,10 h时游离F-浓度＜5%。本研究结果与Jacobson的结果一致,即通过外加乙醇,可以明显提高18F-FDG 稳定性;与Fawdry等[5]的结果则有差异,他们认为,在 11.4 TBq/L浓度下,加乙醇与否对放化纯度无影响,可能是其对照组自身含乙醇所致。由图2也可以看出,无稳定剂时,相同浓度不同批次18F-FDG稳定性也有较大差别,可能是自身乙醇浓度差异所致。

3.4 再纯化已分解的18F-FDG

将已分解的18F-FDG过 Sep-Pak C18和Al2O3柱进行再纯化,结果显示,Sep-Pak C18柱上没有放射性,放射性主要吸附在Sep-Pak Al2O3柱上,说明分解产物中没有脂溶性的杂质,主要是水溶性的离子杂质。用 HPLC和TLC法对再纯化后18F-FDG药液进行分析,其放化纯度＞99%。Sep-Pak Al2O3柱吸附的放射性与放化纯度的关系示于图3。

分析图3可知,放化纯度与柱上吸附的放射性存在负线性关系,其相关方程为 y=-1.740 4x+173.6,R2=0.639 3。放化纯度低时,分解的杂质主要是F-,因此Al2O3柱上吸附的放射性高。TLC和HPLC分析表明,再纯化后18F-FDG的放化纯度＞99%。再纯化后18F-FDG回收率约为80%(n=50),放射性除吸附在Al2O3柱上外,还有部分吸附在无菌滤膜和注射器上。

3.5 提高稳定性的方法

用体积分数为0.1%的乙醇作稳定剂可减缓其辐射分解,但4 h后仍有少量分解。再纯化效果明显,但FDG的损失较大,且再纯化后放置2～4 h,放化纯度仍会出现明显下降。为了提高18F-FDG利用率,保持高的放化纯度,将外加体积分数为0.1%的乙醇作稳定剂和再纯化结合使用:先在高浓度(15 TBq/L)18F-FDG产品中添加乙醇,室温下放置约4 h,之后再对其进行纯化。检测结果显示,产品的放化纯度＞98%。

综上所述,常规生产18F-FDG时,产品合成后即加入体积分数为0.1%的乙醇,室温放置3 h后每隔1 h测其放化纯度,如果＜95%,采用再纯化方法对其处理,可以保证使用时18F-FDG的放化纯度＞95%。产品合成后即添加乙醇和放化纯度低于95%后进行再纯化这两种方法的组合,既保证了临床使用18F-FDG的放化纯度,又减少了18F-FDG的损失。

3.6 大鼠的Micro PET/CT显像

经Wister大鼠尾静脉注射新鲜制备的18FFDG,60 min后行全身PET显像,结果显示,放射性主要浓集于心肌和肌肉。

将已出现分解、放化纯度低于90%的18FFDG由尾静脉注入Wister大鼠体内,其注射后60 min的PET和CT显像结果示于图4。由图4可以看出,分解后的18F-FDG显像质量下降;股骨明显显像,同时也可见脊柱等显像。股骨明显摄取放射性也进一步证实18F-FDG分解的放射性杂质是F-。

对放化纯度＜90%已发生分解的18F-FDG进行再纯化。将纯化后的18F-FDG注入大鼠体内,其PET和CT显像结果示于图5。图5显示,纯化后的18F-FDG在大鼠体内的放射性分布与新鲜制备的18F-FDG一致,股骨和脊柱不显像,PET图中脊柱左侧位置的放射性不是骨摄取,CT对应不在脊柱上。Micro PET/CT显像说明再纯化可以有效去除辐射分解的放射性杂质,提高图像质量。

Buriova[10]在研究低浓度(0.4～0.6 TBq/L)18F-FDG时发现,18F-FDG存贮6～48 h后,TLC检测始终仅有一个18F-FDG峰,没有发现其他峰;HPLC分析则发现了多个放射性峰,主要分解产物为2-氟-葡萄糖酸和2-氟-葡萄醛酸。但本研究经动物显像证实,18F-FDG分解后的主要杂质是游离的F-,它主要浓集于骨内(图4);分解后的18F-FDG经纯化柱处理后再注入大鼠体内,骨内无摄取(图5),说明杂质已除去。本工作结果与Buriaova的结果不同,可能是由于18F-FDG浓度不同,其分解产物也有一定差异。

图3 Al2 O3柱上残留的放射性与放化纯度的关系

图4 放化纯度低于90%的18 F-FDG在大鼠体内micro-PET/CT显像

4 结 论

1)高浓度(6 TBq/L)的18F-FDG产品室温下体外稳定性小于4 h。

2)18F-FDG产品中添加体积分数为0.1%的乙醇,可明显增加18F-FDG的体外稳定性。

3)再纯化处理可以将已辐射分解的18FFDG放化纯度提高到99%以上。

4)高浓度(6 TBq/L)的18F-FDG可采用先外加体积分数为0.1%的乙醇,4 h后再纯化的方法,以保证18F-FDG的放化纯度和利用率。

18F-FDG合成后加入体积分数为0.1%的乙醇及再纯化方法联合使用,已成为本科处理辐射分解18F-FDG的常规技术。

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