杨 洋,李 林,白冠星,毕建启,万正平,陈 锋,梁银铨,张志明
(1.水利部中国科学院水工程生态研究所,水利部水工程生态效应与生态修复重点实验室,湖北省水生态保护与修复工程技术研究中心,武汉 430079;2.广西大藤峡水利枢纽开发有限责任公司,南宁 530000;3.广州珠江水资源保护科技发展有限公司,广州 510000)
用干净的毛巾擦干雄鱼生殖孔附近及体表的水分后,将雄鱼包裹在毛巾内,暴露出生殖孔,轻轻从前往后挤压雄鱼腹部,使精子流出。采集精液要求无水、尿、血和粪便,精液呈乳白色,入水立即散开。每次采集的精液在20 min内完成相关检测,避免保存时间过长影响实验结果。从50尾雄鱼中随机挑选10尾,用无菌移液枪收集雄鱼精子置于灭菌烧杯中混匀,显微镜下立即观察,每次试验观测30次,结果用平均数±标准差表示。
将精液用0.9% NaCl溶液分化10 min后用无水乙醇固定,HE染色,在Nikon Eclipse 80i显微镜(400×)下观察精子形态,测量精子头长、头宽和鞭毛长等指标。
用0.9% NaCl溶液稀释精液400倍,用血球计数板(上海求精生化试剂仪器有限公司XB.K.25.0.1 mm)在上光XSP-BM-8CA生物显微镜(100×)下计数,求出精子密度。
将精子运动状态划分为5个等级,分别为:激烈运动、快速运动、慢速运动、摇摆运动和死亡,以同一个视野内70%精子进入下一个时期来划分每个时期。从精子被激活到死亡的全部时间为精子寿命,在摇摆运动之前精子均能够使卵子受精,故将前三个运动总时间称为有效运动时间。
采集到的精液立即送至实验室,用移液枪吸取部分精液(<5 μL)于载玻片上,涂布均匀,放置于显微镜下,将显微镜调至可以观察到精子的合适位置(100×),用移液枪加适量实验液激活精子,记录时间并观察精子运动情况。本次实验仅记录有效运动时间、寿命和激活率(被激活精子数量占精子总数的比值称为激活率),观察结果以一个视野下精子为准。
由同一实验员进行精子活力、寿命及激活率的观测,并由另外一名实验员随机提供精子和实验液,避免观测实验员主观误差。
采集到的精液立即送至实验室,各取1 mL原液分装于5个10 mL无菌离心管中。将其中4个分别存放于-20、-4、4 ℃和室温(18 ℃),另外一个添加9 mL蒸馏水配置的0.9% NaCl溶液(配置方法同上)混匀后也存放于室温(18 ℃)。每隔1 h观察各组精子活力(观察方法同上)并记录,直至每组精子活力均显著下降。
采用SPSS 17.0对本次试验的数据进行统计分析,采用Graph pad对处理后的数据进行图片的绘制。每组均测量30组数据,结果用平均数±标准差表示,<0.05判定为具有显著差异。
图1 多线盘 精子形态Fig.1 The sperm morphology of D.multilineatus Cui
图2 不同水体对多线盘 精子活力和寿命的影响(温度18 ℃)Fig.2 Effects of different water on sperm motility and sperm life span of D.multilineatus Cui(temperature 18 ℃)图标上方不同小写字母,表示存在显著性差异(P<0.05),下图同。
图3 不同盐度对多线盘 精子活力和寿命的影响(温度18 ℃)Fig.3 Effects of different salinity on sperm motility and sperm life span of D.multilineatus Cui(temperature 18 ℃)
图4 不同pH对多线盘 精子活力和寿命的影响(温度18 ℃)Fig.4 Effects of different pH on sperm motility and sperm life span of D.multilineatus Cui(temperature 18 ℃)
表1 不同保存方式下多线盘 精子活力和寿命Tab.1 Sperm motility and sperm life span of D.multilineatus Cui under different preservation methods
图5 多线盘 AF与SL、BW和OW的关系Fig.5 Regressions between AF and SL,BW,and OW in D.multilineatus Cui
鱼类精子释放至体外后,须遇水激活才具备使卵子受精的能力。大多数淡水鱼类精子被激活后寿命不足2 min,精子高度活跃具备受精能力的时间在30 s以内,精子激活后寿命和活跃时间与各种环境因子(盐度、pH、温度和水质等)密切相关,适宜环境条件下激活,可使精子具备更高的活力,从而能显著提高受精率。