番茄果腐病拮抗菌的筛选及对番茄的防腐保鲜作用

张鸿雁 林国莉 李如莲 纪晓琦

（岭南师范学院生命科学与技术学院，湛江 524048）

番茄是一年生茄科类草本植物，是全世界种植最为普遍的果蔬之一，目前有144个国家种植，全球番茄面积大约300多万hm2，产量约1.3亿 t。我国番茄已经成为主栽作物，也是第一大出口国，同时也是全球第二大番茄品加工生产国，在经济发展和食物供给中占有重要地位。番茄含有丰富的番茄红素、维生素C、钾等营养成分，具有抗癌、防贫血、治高血压等重要功效。但由于番茄具有果皮薄、组织柔嫩多汁并富含糖分等特点，采后储存过程中容易感染微生物而发病腐烂［1］。番茄采后病害主要是果腐病。病原菌入侵是造成番茄果腐病的主要原因［2］。有研究显示灰葡萄孢（Botrytis cinerea）［3-4］、扩展青霉（Penicillium expansum）［5］、立枯丝核菌（Rhizoctonia solani）［6］等都会引起番茄果腐病，但没有葡萄座腔菌（Botryosphaeria dothidea）导致果腐病的报道。

番茄采后储藏和运输均会采取一定的保鲜措施，如物理、化学及生物方法等来抑制病害以降低采后损失。但物理保鲜法如低温储藏、气调储藏等措施成本高，需要设备和操作复杂。长期以来，化学方法防控是番茄采后病害保鲜的主要方法。但大量地使用化学药剂导致病原微生物产生抗药性，化学物质引起食品安全和环境污染问题，故寻求一种具有绿色、无毒、生态环保的果蔬病害防治方法已成为研究工作者关注的热点。

近年来，国内外利用拮抗菌进行番茄采后果腐病病害防控有一些报道，获得了对果腐病有较好拮抗作用及保鲜效果的菌株，其中主要以细菌［7］、酵母菌［8］、木霉［6］等为主。放线菌种类繁多，代谢产物丰富多样，是一类广泛用于防病的生防微生物。放线菌能有效抑制番茄灰葡萄孢（B. cinerea）［4］果腐病、鱼甘子青霉菌（P. choerospondiatis）软腐病［9］、芒果可可球二孢（Botryodiplodia theobromae）蒂腐病［10］等引起采后病害的病原菌的生长繁殖；另外，也有针对苹果轮纹病病原菌葡萄座腔菌（B.dothidea）［11］具有拮抗作用的放线菌的研究报道。

本文鉴定了导致番茄果腐病的病原菌，从健康番茄根际分离得到拮抗放线菌菌株，不仅能够解决当前面临的番茄采后果腐病问题，还可为其他果蔬采后防腐保鲜技术提供新思路和理论依据。

1 材料与方法

1.1 材料

供试番茄及土壤：番茄购自广东省湛江市麻章区金绿宝生态农场。选择颜色和大小均匀、无机械损伤的九成熟番茄果实进行常规实验室储存。储存期间挑选典型果腐病发病的番茄进行试验。筛选拮抗菌土壤取自金绿宝生态农场健康番茄根际。

培养基：病原菌分离、纯化、活化和保存用马铃薯蔗糖琼脂培养基（PDA），放线菌活化、拮抗性琼脂块制备培养用高氏1号琼脂培养基（GA），放线菌发酵液制备用GA液体培养基。

供试试剂：2.5 mmol/L dNTP和Taq DNA聚合酶（宝生物工程（大连）有限公司）；ITS1和ITS引物（上海派森诺生物科技股份有限公司）；Axyprep DNA凝胶回收试剂盒（爱思进生物技术杭州有限公司）；QL-861旋涡震荡器（江苏省海门市麒麟医用仪器厂）；SW-CJ-2D洁净工作台（苏州净化设备有限公司）；Neofuge 13R台式高速冷冻离心机（上海力申科学仪器有限公司）；GY-1硬度计（浙江托普仪器有限公司）；PX-B32T糖度计（广州市普析通仪器有限公司）。

1.2 方法

1.2.1 病原菌的分离与鉴定

1.2.1.1 病原菌分离纯化 采用组织分离法和划线培养法分离病原菌［12］。切取发病番茄病健交界处组织块3 mm×3 mm的组织块，75%酒精浸泡30 s，1%次氯酸钠溶液消毒1-2 min，无菌水清洗3-5次，无菌滤纸吸干多余水分，置于PDA培养基，28℃恒温箱黑暗培养5-7 d。待分离物上长出白色菌丝，划线纯化后斜面4℃冰箱保存备用。

1.2.1.2 病原菌的形态学分析与致病性测定 挑取纯化的菌落边缘菌丝转接至PDA培养基中央，28℃恒温培养5-7 d，观察记录菌落特征。将病原菌在于PDA培养基上划线，无菌的盖玻片成45°插入PDA培养基内，与划线十字垂直，28℃培养5-7 d，用镊子将盖玻片取出，擦去盖玻片一面，在显微镜下对病原菌菌丝和分生孢子进行形态观察，记录病原菌菌丝和孢子的形态特征。初步确定致使番茄发病病原菌的分类地位［13］。

根据柯赫氏法则，对病原菌进行致病性测定。选取健康无伤口番茄，75%乙醇表面消毒后刺出伤口，在伤口处接种病原菌孢子悬液（1.0×107孢子/mL），以无菌水为对照。28℃培养，每天观察记录发病情况。选取发病症状与自然状态下相近的番茄进行病原菌分离鉴定，判断与所接种菌株形态等是否一致。

1.2.1.3 病原菌的分子生物学鉴定 依照核酸提取试剂盒说明书对病原菌进行DNA提取。引物为派森诺生物的PAGE序列，ITS1（TCCGTAGGTGAACCTGCGG）和 ITS4（TCCTCCGCTTATTGATATGC），PCR扩增体系为 1 μL 基因组 DNA（20 ng/μL），5.0 μL 10 Buffer（ 含 2.5 mmol/L Mg2+），1.0 μL taq 聚 合 酶（5 U/μL），1.0 μL dNTP（10 mmol/L），1.5 μL ITS1 引物（10 μmol/L），1.5 μL ITS4 引 物（10 μmol/L），39.0 μL ddH2O， 总 体积 50.0 μL。50 μL PCR 反应体系于95℃预变性5 min，95℃变性30 s，58℃退火30 s，72℃延伸1 min，35个循环，72℃终延伸7 min。产物用Axyprep DNA试剂盒回收测序。得到的18S rDNA-ITS序列后，在NCBI的GenBank数据库经过Blast进行同源序列比对，下载参比序列在MAGE7.0软件中，邻接法构建系统发育树，通过亲缘关系确定分类地位。

1.2.2 拮抗菌分离、筛选与鉴定

1.2.2.1 放线菌的分离筛选 在番茄生产基地选择有代表性的健康植株，在植株周围采集0-20 cm表层土壤。放线菌分离采用稀释平板法。取5 g土壤加入45 mL无菌水中，土壤悬液经无菌水稀释后涂布于高氏一号培养基上，35℃培养7-9 d，按照相似度选择链霉菌菌落纯化保藏于-80℃。

1.2.2.2 拮抗菌的筛选 （1）平皿初筛：琼脂块法［14］。将制备好的病原菌菌悬液均匀涂布于PDA培养基上，正置直径5 mm放线菌琼脂块，28℃培养5-7 d，测定抑菌圈直径（D）及抑菌圈透明度（T）。将初筛得到的具有良好拮抗效果的放线菌菌株进行复筛。（2）抑菌率：生长速率法［15］。将放线菌无菌发酵液与PDA培养基按1∶4体积比混匀倒平板。平板中央放置5 mm病原菌菌饼，每处理3次重复，25℃培养7 d，定时测量菌落直径，计算抑菌率。（3）孢子萌发：病原菌接种到PDA培养基上，28℃培养6-9 d，加入无菌水冲洗分生孢子，经无菌纱布和滤纸过滤去除菌丝，用无菌水冲洗滤渣2-3次。用血球计数板测数，制得浓孢子悬液。按无菌发酵液：无菌水为1∶4配制发酵液加入病原菌孢子，使孢子浓度约为108孢子/mL，每处理3 次重复。25℃培养，4-5 h后用悬滴法［12］测定孢子萌发率。

1.2.2.3 拮抗菌的鉴定 （1）形态鉴定：插片法［16］。将待测菌株接种在GA琼脂培养基上，28℃培养8-15 d，镜检基内菌丝、气生菌丝、孢子丝的形态，观察待测菌株的表观特征。生理生化特征测定按照文献［17］中所介绍的方法进行。（2）放线菌16S rDNA的PCR扩增和序列分析：利用放线菌核酸提取试剂盒进行基因组DNA提取。以基因组DNA为模板，25 μL反应体系扩增16S rDNA，正向引物18#（AAGGTTGCGCTCGTTG），反向引物19#（AGAGTTTGATCCTGGCTCAG）。PCR扩增条件为94℃预变性5 min，94℃变性1 min，56℃复性1 min，72℃延伸2 min，25个循环；72℃延伸8 min。PCR扩增产物测序后数据库的提交、序列比对及系统发育树构建方法同病原菌鉴定。

1.2.3 X13无菌发酵液对番茄防腐保鲜作用

1.2.3.1 处理方法 将X13在高氏一号培养基上培养5 d后，接种到液体培养基中，28℃、150 r/min摇床振荡培养9 d。发酵液4 000 r/min离心5 min后，用0.22 μm灭菌微孔滤膜过滤除菌，得无菌滤液。滤液经无菌生理盐水稀释至体积分数分别为5%、10%和20%的无菌发酵稀释液备用。

将洗净筛选的番茄随机分成4 组，对照用生理盐水浸泡，其他3 组分别用体积分数5%、10%、20%无菌发酵稀释液浸泡处理5 min。果实浸泡后室温晾干，装入敞口PE袋中，储藏于（20±1） ℃。每处理20个果实，重复3次。

1.2.3.2 测定指标及方法 各处理每隔4 d观察番茄腐烂情况。根据番茄的腐败程度，将番茄果实腐烂率按照腐烂面积占果面比例大小划分为4 级：0 级，果实无腐烂；1 级，腐烂面积≤10%；2 级，腐烂面积10%-30%；3级，腐烂面积30%-50%；4 级，腐烂面积＞50%。

腐烂指数/%=Σ（腐烂级别×该级果实数）/（总果实数×最高级别）×100

番茄经20%无菌发酵液处理后，对果实中多酚氧化酶（PPO）、过氧化物酶（POD）和苯丙氨酸解氨酶（PAL）进行测定。PPO活性测定采用分光光度法；POD活性测定采用愈创木酸法；PAL活性采用紫外分光光度法。番茄硬度采用果实硬度计测定；可溶性固形物用手持折光仪测定；可滴定酸采用NaOH溶液滴定法测定（以柠檬酸计）；VC含量采用分光光度法测定。以上指标均参考曹建康等方法［18］进行。

1.2.4 数据处理 采用Microsoft Excel 2010软件进行数据整理，显著性采用SPSS22.0软件中的方差分析和 Duncan比较（P＜0.05）。

2 结果

2.1 病原菌鉴定

从果腐病发病番茄分离一株病原菌，得到纯培养物标记为Qyg16-2。

2.1.1 病原菌的形态学分析 将病原菌接种到PDA培养基上。28℃培养到5-7 d。病原菌菌落呈圆形，较规则，早期为白色，菌丝稀疏，后期为灰色，气生菌丝发达、表面呈绒状。培养皿背面早期为浅黄色，后期为黑色。菌落颜色由菌落中心向外渐变（图1-A）。显微镜下病原菌Qyg16-2菌丝无色，有隔膜和分枝。分生孢子器黑色，球形，大小约130 μm×260 μm（图1-B）。单细胞分生孢子无色，近纺锤形，大小约（5.0-7.6）μm×（20-30）μm（图1-C）。通过菌落特征以及显微特征观察，初步判断病原菌Qyg16-2为葡萄座腔菌属（Botryosphaeria）。

2.1.2 病原菌系统发育分析 以病原菌Qyg16-2菌株的基因序列使用引物ITS1/ITS4进行PCR扩增，获得长度为540 bp的扩增片段，产物纯化后测序，将所鉴定菌株rDNA-ITS基因序列提交到 GenBank数据库（序列号 MT071502），经BLAST比对分析发现与菌株QYG-2序列相似性较高的菌株均为葡萄座腔菌属，且该菌株与与葡萄座腔菌B. dothidea（登录号NR111146.1）相似性达100%，聚在一个分支（图2）。结合菌株的培养和形态学特征，明确病原物Qyg16-2为葡萄座腔菌B. dothidea。

图2 病原菌Qyg16-2系统发育树Fig.2 Phylogenetic tree of pathogen Qyg16-2

2.1.3 致病性 将分离到的病原菌Qyg16-2回接于健康番茄上进行致病性试验，发现在5 d时表层覆盖一层稀疏呈圆形扩散的白色菌丝，后期果肉开始出现软烂，被侵染部位组织软化明显，直到整个果实腐烂（图1-D）。发病症状与自然条件下发病症状病症一致。从番茄回接后的发病部位病健交界处取得组织块，分离得到的病原菌与接种病病原菌一致。证明所分离接种的菌株是引起番茄果腐病的病原菌。

2.2 拮抗菌的筛选和鉴定

2.2.1 拮抗菌分离和筛选 从健康番茄根际土壤中筛选到不同形态的放线菌93株。从93株菌株中获得10株对番茄果腐病病原菌葡萄座腔菌有拮抗作用的放线菌。从表1可以看出，10株生防菌无菌发酵液对病原菌均有抑制作用，即均能产生抗菌物质，抑制病原菌生长。其中抑菌圈直径超过15.00 mm，抑菌效果比较明显的菌株有6株，分别为X1、X13、X19、X43、X85和X90。抑菌圈直径最大的菌株X13，直径（26.53±1.03）mm（图3-A），其次为X1，直径（20.31±2.12）mm，与其他菌株相比差异显著，直径最小的为X85，直径（18.92±1.11a）mm。选择6株放线菌进行抑菌率和孢子萌发抑制率试验。

抑菌率和孢子萌发抑制率试验结果（表1）可以看出，6株拮抗放线菌抑菌效果相差较大，X1和X13抑菌效果较好，抑菌率分别为（68.15±1.25）%和（82.53±0.93）%，X13抑菌能力最强，差异显著。同时，对孢子萌发抑制率结果与抑菌率结果相似，X1和X13分别为73.89%和98.37%，差异显著。选取X13进行菌种鉴定。

表1 放线菌对供试病原菌生长的抑制作用Table 1 Inhibitory effect of actinomycetes on the test pathogen

2.2.2 X13鉴定

2.2.2.1 X13的形态特征 通过划线法将菌株X13接种在高氏一号培养基上，置于培养箱28℃培养5 d后，可以观察到菌株X13生长良好，在培养基上可见到白色但不透明的菌落，菌落表面干燥且起皱，菌落的背面呈黄色，菌落规模较小且与培养基结合紧密（图3-B）。显微镜观察其孢子丝通常直、柔曲，螺旋形少（图3-C）。

图3 拮抗菌X13对病原菌的拮抗作用及其形态特征Fig.3 Inhibition effect of antagonistic Streptomyce strain X13 to pathogen and their morphological characters

2.2.2.2 X13的生理生化特征 参照《常见细菌系统鉴定手册》［17］对菌株X13进行明胶液化、牛奶胨化、硝酸盐还原、黑色素产生、酪氨酸酶产生及H2S产生等特性检测，发现菌株X13与桑氏链霉菌（Streptomyces sampsonii）生理生化指标相同。另外，X13可利用的碳源包括D-蔗糖、D-葡萄糖、D-木糖、D-果糖，但不能利用L-鼠李糖、肌醇（表2）。

表2 菌株X13的生理生化特征及碳源利用Table 2 Physicochemical characteristics and carbon source utilization of X13

2.2.3 X13的分子鉴定 对菌株X13的16SrDNA基因序列扩增产物进行测序后，得到约1 300 bp的基因序列。将该提交到NCBI数据库（序列号MZ363933）中，经BLAST比对分析，发现与X13菌株的16S rDNA基因序列具有高度同源性的均为链霉菌属，从这些序列中选取相似度较高的序列，利用MEGA7.0构建系统发育树（图4）。结果表明，菌株X13与桑氏链霉菌聚于同一分支，且序列相似性为99.11%，结合其生物学特性，可将菌株X13鉴定为桑氏链霉菌（S. sampsonii）。

图4 菌株X13的系统发育树Fig.4 Phylogenetic tree of strain X13

2.3 X13无菌发酵液对番茄防腐保鲜作用

2.3.1 X13处理对番茄腐烂指数影响 番茄经不同体积分数的拮抗菌X13发酵液处理后，储藏不同时间番茄果实腐烂指数变化结果见表3。

由表3可以看出，随着番茄储藏时间的延长，其腐烂指数也逐渐上升。对照的腐烂指数上升最快，在储藏到8 d时，对照和不同体积分数发酵液处理的番茄皆出现腐烂现象，对照的腐烂指数最高，为（9.81±1.06）%，发酵液处理腐烂指数最大为（4.98±1.35）%（体积分数5%），最小为（2.05±0.68）%（体积分数20%），差异显著。随着时间延长，到12 d、16 d和20 d，也表现出发酵液处理比对照腐烂指数低，差异显著，且处理的腐败速度明显慢于对照，16-20 d，腐烂指数稍有增加，差异不显著。同时，由表3可知，菌株X13不同体积分数无菌发酵液处理番茄，果实腐烂指数均明显低于对照，且体积分数越高，抑制效果越好。其中20%体积分数的无菌发酵液处理番茄在储存20 d腐烂指数（25.02±0.65%），对照是其约3倍，为（68.32±1.20）%。

表3 X13无菌发酵滤液对番茄腐烂指数的影响Table 3 Effects of cell-free fermentation filtrate of X13 on the decay index of tomato%

2.3.2 X13处理对对番茄诱导抗性的影响 番茄经不同体积分数的拮抗菌X13处理后，储藏不同时间番茄果实的诱导抗性变化情况结果见表4。

由表4可知，3项抗性酶活性PPO、POD和PAL皆出现从4-12 d上升，到12 d达到峰值，16 d后下降的趋势，但16 d后虽有下降，但3项酶活亦皆大于对照，下降速度明显变缓。对于PPO活性，与对照相比，12 d、16 d和20 d的PPO活性分别比对照增加109.0%、109.4%和98.0%，约为对照的2倍，差异显著。对于POD，与对照相比，随着储藏时间延长，增加量也逐渐上升，12 d活性增加了127.6%，虽16 d后POD开始下降，但处理后POD活性下降速度较慢。PAL增加量从93.3%（4 d）到216.7%（20 d），从8-20 d，PAL活性皆高于对照，差异显著。

表4 X13无菌发酵滤液对番茄抗性酶活性影响Table 4 Effects of cell-free fermentation filtrate of X13 on the defense enzyme activity of tomato

2.3.3 X13处理对番茄果实品质的影响 番茄经不同体积分数的拮抗菌X13处理后，储藏不同时间番茄果实品质变化情况，结果见表5。由表5可知，对照和处理番茄硬度、可溶性固形物、可滴定算含量和VC含量皆出现下降趋势。随储藏时间延长，番茄果实硬度逐渐下降。但与对照相比，X13无菌发酵液处理硬度下降减慢，至储藏20 d，果实硬度为15.08 kg/cm2，较对照减少15.0%。随着储藏时间延长，可溶性固形物含量呈下降趋势，对照下降速度较快，至16 d和20 d，经处理的番茄可溶性固形物含量比对照减少4.0%和3.2%。可滴定酸含量趋势同可溶性固形物，对照从8 d开始，可滴定酸迅速下降，至16 d和20 d，处理比对照高25.0%和20.0%。果实Vc含量为16 d到20 d，比对照少损失19.3%和20.1%。

0.00.46.1 Δ/%.51119.3 20.1 3.14a a mg·100 g-1）4.01a 3.02a 3.25a 3.01 3.41a X137±45.27±42.5 40.2 47.22±8±.21±38.45±Vc/（36 3.54a 2.36a 2.14a 2.65b 3.01b b 3.20 ato 6±47.22±45.11±40.12±36.12±2±of tom Ck 32.0 30.3 uality Δ/%0.07.4 Titration acid content /%17.1 18.9 25.0 20.0 3 1a±0.1 0.58±0影.12a.12a响X10.62 0.48±0 0.44±0.11a 0.35±0.12a 0.30±0.09a质e p的reservation q量含品th 酸8a 5a 9a实on 定.0.05a.06a trol（P＜0±0.11a±0.0±0.0 0.37±0 0.28±0 0.25±0.05）果13滴可茄Ck 0.62 0.54 0.41番对液the con滤content/%Δ/%0.00.60.81.64.03.2发酵n filtrate of X 5a菌.5.01a.20a 13无3 5 X Soluble solid X1 f cell-free fermentatio 7.30±0 7.25±1 7.22±1 7.11±0.55a 7.07±0.68a 6.52±0.51a物形表固2a 0a 4a性.3.85a.97a （P＜0.05）溶 ±1.0±1.2平水ifferences between the treatment and ffects o 可Ck 7.30 7.21 7.16±1 7.00±0 6.80±0 6.32±0.59a著显到达ble 5 E .4 Δ/%异0.0差105.6 2）12.4 12.8 15.0比相n indicate significant d Ta kg·cm-1.35a 2.04a 1.65a 1.56a 1.33a a 0.58照对与ness/（8±标e colum X13 22.10±20.45±18.32±18.24±17.33±15.0指项Firm 该示度表硬2.31a 3.02b 4.02a 2.01a 1.02a 1.21b 母字写Ck .10±2218.52±17.35±16.23±15.36±13.11±小ercase letters in the sam同不列储Storage tim e/d同间中ifferent low时表：D藏：048121620注Note

3 讨论

本研究对来源于番茄果腐病病原菌进行组织分离纯化，经柯赫氏法则验证获得的病原菌菌株Qyg16-2。观察病原菌形态特征并进行rDNA-ITS序列分析，确定引起采后番茄果腐病病原菌为葡萄座腔菌B. dothidea。本研究采用来自采后储藏期间发病番茄样品获得病原菌，其致病菌与其他研究不同［3-6］。

葡萄座腔菌属（Botryosphaeria）真菌在世界范围内分布广泛，由其引起得叶斑，枝梢枯败，果实腐烂等果树病害症状，导致果实产量以及品质下降，带来巨大的经济损失。葡萄座腔菌属对水果的危害在猕猴桃樱桃［19］、蓝莓［20］、苹果［21］、葡萄［22］、柑橘［23］等都有研究报导，但针对其对番茄的侵染研究较少。葡萄座腔菌B. dothidea生长速度快，寄生性强，以菌丝体、分生孢子及子囊壳在残留的植物病残体上越冬，菌丝体、分生孢子器在第二年春天恢复活动，越冬后的4-6月间生成孢子，成为初侵染源［24］。

生防菌株的研究与应用对防止果蔬的微生物病害具有重要意义。目前针对桑氏链霉菌的研究较多，已经从土壤［25-26］、树木［27-28］和海洋沉积物［29］中分离到桑氏链霉菌（S. sampsonii），该菌能够抑制多种真菌生长，有明显的抗真菌活性，可抗阿切尔拟茎点霉（Phomopsis archeri）［25］及毛癣菌属（Trichophyton sp.）［26］等。李姝江等［28］发现桑氏链霉菌KJ40对杨树紫纹羽病原菌Rhizoctonia violacea除了具有较强拮抗作用外，还有促生抗病多种功能。

在外界因子作用下，植物能产生诱导抗性，如抗性酶的产生，来抵抗病原菌入侵，使植物免遭病害或减轻病害。郭虹娜等［29］发现杰克逊酵母挥发物明显提高草莓中过氧化氢酶（CAT）、多酚氧化酶（PPO）等酶活。孙平平等［30］发现梨灰霉病菌拮抗放线菌处理梨后果实的过氧化物酶（POD）、超氧化物歧化酶（SOD）、过氧化氢酶（CAT）和苯丙氨酸解氨酶（PAL）活性。本研究表明拮抗菌X13无菌发酵液处理能显著提高番茄抗性酶活性，可以提高番茄抗病能力。

番茄由于皮薄多汁，受伤或受到微生物侵染后，容易腐烂变质，腐败指数是番茄新鲜程度的标志。随着储藏时间的延长，水果品质逐步下降。水果储藏过程中可采取措施缓解品质下降速度。季小诗等［31］发现拮抗酵母GS-316发酵液处理冬枣能够显著延缓冬枣果实失重率和还原糖含量的上升，抑制可滴定酸含量和Vc含量的下降，降低果实软化率，降低腐烂指数。施俊凤等［32］发现草莓采前喷施洋葱伯克霍尔德菌菌悬液可有效提升草莓品质，延缓果实硬度、可溶性固形物、可滴定酸，降低Vc含量。本研究中番茄通过拮抗菌X13处理后，腐烂指数下降较低，硬度、可溶性固形物、可滴定酸、Vc含量下降幅度减慢，说明X13可以维持番茄果实在储藏过程中的品质时间有所延长，减轻果实的腐败变质，表明该菌株在番茄采后保鲜方面有一定的实践应用价值。但本实验仅对X13菌株应用于番茄采后果腐病控制及保鲜效果进行了初步研究，仍需对其发酵液活性成分进行分离鉴定，并对抑菌机理，病原菌、拮抗菌及番茄果实互作及菌株X13的生产应用需进一步研究探索。

4 结论

从健康番茄根际土壤中分离得到了一株桑氏链霉菌 S. sampsonii X13，其对番茄果腐病病原菌葡萄座腔菌B. dothidea Qyg16-2有较强拮抗作用，X13可以抑制病原菌Qyg16-2孢子萌发和菌丝生长，其无菌发酵液对储藏期间番茄腐烂的发生具有良好的抑制效果，且对番茄果实品质具有较好的维持作用。