不同温度液体复苏对新西兰兔失血性休克模型肠系膜微循环功能及肠黏膜屏障功能影响

翟建宾，张璐芳，于士昌，赵臣亮，赵宏达，赵 亮

失血性休克常在失血快且出血量超过总血量30%～35%情况下发生，多因妇产科疾病和外伤等引起出血导致，常表现为心动过速和呼吸急促等，是急诊科常见的一种急危重症[1-4]。失血性休克发生后机体血量迅速减少，出现组织灌注不足，引发微血管舒张功能和微循环灌流异常，从而对肠黏膜屏障功能产生影响，此时肠道内存在的细菌和内毒素会移位至肠腔外及器官内，生成大量炎性介质，进而造成全身炎症反应及脓毒症，严重者甚至会继发脏器功能衰竭[5-6]。已有研究指出失血性休克后小肠是最早出现损伤的器官，是脏器功能衰竭的始动器官[7]。目前，液体复苏是早期救治失血性休克的重要措施，对改善患者微循环障碍具有重要意义，但临床上对复苏液温度的选择却无统一标准，且存在较大争议。基于此，本研究建立新西兰兔失血性休克模型，探讨不同温度液体复苏对其肠系膜微血管直径、红细胞流速和血清二胺氧化酶(DAO)、D-乳酸(D-LA)水平的影响，旨在为失血性休克的治疗提供理论与实践依据。

1 资料与方法

1.1动物选取及分组 选取北京科宇动物养殖中心提供的6～8个月雄性新西兰兔40只，体质量(2.66±0.35)kg，随机将其分为A、B、C和D组4组各10只，其中A组于休克30 min后使用低温复苏液进行液体复苏，B组于休克30 min后使用常温复苏液进行液体复苏，C组于休克30 min后使用温热复苏液进行液体复苏，D组仅建立失血性休克模型未行液体复苏。

1.2建立失血性休克模型 建立模型前12 h新西兰兔均禁食，不限制进水，麻醉诱导方案：盐酸氯胺酮(山西太原药业有限公司，生产批号：20150424)30 mg/kg加甲苯噻嗪(南京法姆化工厂，生产批号：23076359)10 mg/kg肌内注射，麻醉诱导后将动物固定至实验台，右侧耳缘静脉留置22 G留置针，持续泵入麻醉药物维持麻醉，盐酸氯胺酮每小时10 mg/kg加甲苯噻嗪每小时2 mg/kg，无角膜反应视为进入麻醉状态，如期间麻醉过浅，则追加基础麻醉量20%，同时避免麻醉过深。后依次进行面罩无创通气及气管切开，经右侧颈外静脉置管和右侧股动脉置管，采集肠系膜微循环图像等操作。

Engstrom Carestation型呼吸机(美国GE公司)管路连接膜肺，监测呼吸机工作，与中心静脉管路和股动脉管路连接，调整加压带压300 mmHg，预冲管路，换能器与1500型心电监护仪(美国Spacelab公司)连接。经耳缘静脉推注500 U/kg肝素钠注射液(吉林英联生物制药股份有限公司，生产批号：20160129)完成全身肝素化后分离右侧颈动脉，腹部剪毛，腹正中做切口，组织剪沿腹白线做5 cm纵向切口，腹腔内探查盲肠，贴紧左下腹侧前腹壁，将阑尾与盲肠交叉点设为标记点，卵圆钳钳出盲肠，标记点上8～12 cm处回肠拉出腹部外，止血钳夹住腹切口，灯光照射，温0.9%氯化钠注射液保护肠管，同时平铺固定，使用旁流暗视野成像技术在肠系膜选择3个点进行观察。再通过颈动脉插管放血(2 ml/min)，15 min内完成，放出血液置入肝素化后的储血瓶，平均动脉压降至40 mmHg后停止放血，维持休克状态30 min后完成失血性休克模型建立。最后经耳缘静脉予A、B和C组3组不同温度自体血与乳酸钠林格液(平衡液，潍坊市仁康药业有限公司，生产批号：20120601)，自体血为模型建立过程中收集的血液，平衡液为失血量3倍，平衡液输注速度由输液泵控制，速度为每分钟10滴。操作期间给予0.9%氯化钠注射液(宜昌三峡制药有限公司，生产批号：20120416)每小时5 mg/kg持续静脉泵入，维持基础补液量，保温毯覆盖保温，控制体温36.0～39.0 ℃，期间需保持全身肝素化，每隔1 h注入1 ml肝素钠注射液维持。

1.3复苏液温度控制 分别将自体血与平衡液置于不同温度环境下制成不同温度复苏液，其中A组将自体血与平衡液置于4 ℃冰箱内制成低温复苏液，B组将自体血与平衡液置于20 ℃恒温水箱内制成常温复苏液，C组将自体血与平衡液置于39 ℃恒温水箱内制成温热复苏液。

1.4观察指标 测量比较4组休克前(T1)、休克时(T2)、液体复苏1 h(T3)和液体复苏3 h(T4)时肠系膜微血管直径和红细胞流速，使用BI-2000医学图像分析系统测量肠系膜微血管直径和红细胞流速；检测比较4组T1、T2、T3和T4时血清DAO和D-LA，取不同时间耳缘静脉血3 ml，采用酶联免疫吸附试验检测血清DAO和D-LA，试剂盒由上海迪奥生物科技有限公司提供。

2 结果

2.1肠系膜微血管直径和红细胞流速比较 肠系膜微血管直径和红细胞流速,4组组内不同时间总体比较差异有统计学意义(P<0.01)；与T1时比较，4组T2时均降低，A、B和D组T3时降低，D组T4时亦降低；与T2时比较，A、B和C组T3和T4时升高；与T3时比较，A和B组T4时升高(P<0.05)。T3和T4时4组组间肠系膜微血管直径和红细胞流速总体比较差异有统计学意义(P<0.01)。肠系膜微血管直径，T3时C组最长，B、A和D组依次缩短;T4时A、B和C组均长于D组(P<0.05)。肠系膜微血管红细胞流速，T3时A、B和D组慢于C组，A和B组快于D组；T4时A、B和C组均快于D组(P<0.05)。见表1。

表1 采用不同处理方法新西兰兔失血性休克模型4组不同时间肠系膜微血管直径和红细胞流速比较

2.2血清DAO和D-LA比较 血清DAO和D-LA，4组组内不同时间总体比较差异有统计学意义(P<0.01)。与T1时比较，血清DAO和D-LA 4组T2、T3和T4时均升高；与T2时比较，A和B组血清DAO和D-LA T3和T4时升高,C组血清DAO T3时升高；与T3时比较，C组血清DAO和D-LA T4时降低(P<0.05)。T3和T4时4组组间血清DAO和D-LA总体比较差异有统计学意义(P<0.01)。血清DAO，T3时A和B组分别高于C和D组，C组高于D组;T4时A和B组分别高于C和D组(P<0.05)。血清D-LA,T3和T4时A和B组分别高于C和D组(P<0.05)。见表2。

表2 采用不同处理方法新西兰兔失血性休克模型4组不同时间血清DAO和D-LA比较

3 讨论

失血性休克时总循环血量、血管张力和血压等均会发生变化，机体会出现微循环障碍，导致微循环动脉血流灌注不足，造成组织器官功能及代谢异常[8-10]。肠道对失血较为敏感，失血性休克后肠道内血流量会明显降低，加上休克造成的微循环障碍会导致自身保护功能因缺血和缺氧而降低，增加胃肠黏膜溃烂和出血等发生率，同时肠道内血流量降低也会影响肠黏膜屏障功能，此时其对细菌和内毒素的阻挡作用降低，增加多器官功能障碍综合征发生率[11-12]。本研究建立新西兰兔失血性休克模型[13]，分别予低温、常温和温热复苏液进行液体复苏并与未进行液体复苏比较，对肠系膜微循环功能与肠黏膜屏障功能进行观察，探讨失血性休克液体复苏适宜温度，以期为此类疾病患者救治提供依据。

本研究结果显示，与T1时比较，肠系膜微血管直径和红细胞流速4组T2时均降低，分析与失血性休克发生后机体总循环血量减少和血管收缩有关，与失血性休克引发微循环缺血和血管张力降低的病理表现相符[14-16]。刘志慧等[17]在动物试验中发现失血性休克可造成器官组织灌注不足，引起肠系膜微循环障碍，本研究结果可与其相互验证。本研究结果显示，在输注复苏液后A、B和C组肠系膜微血管直径和红细胞流速均得到改善，其中C组在T3时改善较为显著，而A和B组则在T4时恢复至与C组T3时相当水平。提示温热复苏液用于失血性休克液体复苏能够扩张局部血管直径和加快血流速度，快速对肠系膜微循环进行改善。分析其原因为温度较低的复苏液输注后对血管产生刺激，导致血管收缩，加剧微循环障碍，造成T3时肠系膜微血管直径和红细胞流速A和B组与C组存在明显差异，而随着液体复苏继续，机体总循环血量得到补充，故T4时肠系膜微血管直径和红细胞流速A、B和C组比较差异不明显。王建荣等[18]进行动物实验发现失血性休克时使用温热复苏液行液体复苏能够更好地改善循环功能，本研究结果与其相符。

血清DAO和D-LA是评估肠黏膜屏障功能的重要依据，在肠黏膜损伤时肠黏膜上皮细胞会释放DAO、D-LA进入血液中，导致血液中DAO和D-LA升高[19]。本研究结果显示，与T1时比较，血清DAO和D-LA 4组T2、T3和T4时均升高；与T2时比较，A和B组血清DAO和D-LA T3和T4时升高,C组血清DAO T3时升高。说明失血性休克发生后肠黏膜上皮细胞损伤，通透性增大，造成肠黏膜屏障功能异常；而输注复苏液后A和B组血清DAO和D-LA继续升高，分析原因可能与肠黏膜上皮细胞受到缺血与再灌注双重刺激有关。另外，本研究结果显示，T3和T4时A和B组血清DAO和D-LA高于C组。提示对失血性休克采用温热复苏液行液体复苏能够降低再灌注对肠黏膜上皮细胞产生的刺激，有利于保护肠黏膜屏障功能。由于临床上关于复苏液对失血性休克肠黏膜屏障功能影响的研究多集中于不同液体类型[20]，对复苏液温度的研究较少，故关于复苏液温度对肠黏膜屏障功能产生影响的具体原因尚不清晰，仍有待后续研究进一步探讨。

总之，失血性休克可导致新西兰兔出现肠系膜微循环障碍及肠黏膜屏障功能异常，此时肠系膜微血管直径和红细胞流速降低，血清DAO和D-LA升高，而使用温热复苏液行液体复苏利于改善肠系膜微循环，保护肠黏膜屏障功能。然而，本研究仍存在需要完善的地方，如本研究仅凭动物实验结果对临床失血性休克治疗中复苏液温度选择提供的参考有限，故后续应开展临床对照试验对本研究结果进行验证，以获取更为可靠的结论。