利巴韦林干预对肉鸡肠道微生物群落结构的影响

徐俊 侯玉洁 谢敏 王梦芝 邬磊 费丹 周瑶敏 胡丽芳

徐俊（1986-），博士，主要從事动物营养与质量安全风险评估研究工作。先后主持国家自然科学基金项目、江西省重点研发计划项目及江西省协同创新项目等国家级或省部级科研项目6项;作为主要成员参与国家自然科学基金项目、国家科技支撑计划项目及农业农村部农产品质量安全风险评估等科研项目10余项。获江西省科技进步奖一等奖1项，农业农村部农产品质量安全中心科普奖2项;制定地方标准6项;获授权国家发明专利3项、实用新型专利5项;获软件著作权3项;参编著作5部;在《Journal of Integrative Agriculture》《Asian-Australasian Journal of Animal Sciences》《Frontiers in Microbiology》《动物营养学报》《南方农业学报》《分析试验室》等科技期刊上发表学术论文20余篇。

摘要：【目的】探讨矮脚黄鸡口服利巴韦林后其肠道微生物群落结构多样性的变化情况，揭示抗病毒药物对动物肠道健康的影响机制，为科学禁用抗生素及开发绿色生态饲料提供理论依据。【方法】90日龄矮脚黄鸡按10 mg/kg的剂量连续口服利巴韦林溶液7 d（试验组），以口服等量生理盐水为对照组，停药后收集4 h内的新鲜鸡粪。通过粪便基因组提取试剂盒提取鸡粪总DNA，根据细菌16S rDNA序列V3～V4可变区，设计通用引物338F和806R进行PCR扩增，然后参照Illumina MiSeq平台上机说明进行Illumina MiSeq高通量测序。【结果】从16个矮脚黄鸡粪便样品中共获得614626条原始序列（Raw reads），经质量控制后获得606862条优质序列（Clean reads），按97%的序列相似度进行OTU聚类分析获得968个OTUs，对照组和试验组共享624个OTUs。矮脚黄鸡肠道微生物群落丰富度指数（Chao1和ACE）表现为对照组显著（P<0.05，下同）或极显著（P<0.01，下同）高于试验组;在物种多样性方面，Simpson指数的组间差异不显著（P>0.05），Shannon指数则表现为试验组显著高于对照组。对照组和试验组的矮脚黄鸡粪便样品均以厚壁菌门、放线菌门、拟杆菌门和变形菌门为优势菌门，相对丰度均在5.00%以上;在属分类水平上，相对丰度大于0.10%的属共有108个，对照组和试验组均以乳杆菌属相对丰度最高，分别为34.07%和19.26%。矮脚黄鸡口服利巴韦林后，肠道中的乳杆菌属、肠球菌属、Paeniglutamicibacter、Tessaracoccus、埃希氏杆菌属、副球菌属、Gottschalkia及黄杆菌属呈显著或极显著下降趋势，而拟杆菌属、葡萄球菌属、叠球菌属、Jeotgalicoccus、Unclassified_f_rikenellaceae、Unclassifier_o_bacteroidales、Rikenellaceae_RC9_gut_group、明串珠菌属及丹毒丝菌属呈显著或极显著上升趋势。UniFrac-PCoA分析发现，第一主成分（PC1）和第二主成分（PC2）的贡献率分别为73.44%和6.99%，对照组和试验组间的微生物群落结构差异明显，彼此间可较好地区分开，但同处理组内的8个样品能很好地聚在一起，菌群相似度很高。【结论】口服利巴韦林会显著影响矮脚黄鸡肠道微生物区系，改变肠道微生物的稳态结构，进而导致其肠道健康受到损伤。

关键词： 矮脚黄鸡;利巴韦林;肠道微生物;丰富度;多样性;Illumina MiSeq高通量测序

中图分类号： S831.92                          文献标志码： A 文章编号：2095-1191（2021）05-1139-10

Abstract：【Objective】The structural diversity of the intestinal microbiological community in dwarf yellow chicken after oral ribavirin was discussed， the mechanism of the effects of antiviral drugs on animal intestinal health was revealed， and provided theoretical basis for scientific prohibition on the addition of antibiotics and the development of green ecological feed. 【Method】Dwarf yellow chicken at 90 d were selected as experimental animal， and took ribavirin orally for 7 consecutive d according to the body weight dose of 10 mg/kg （treatment group）， the same amount of normal saline was taken orally as control group. Manure samples were collected within 4 h after the drug stopped.The total chicken manure DNA was extracted from the fecal genome extraction kit， according to bacterial 16S rDNA sequence V3-V4 variable region， common primers 338F and 806R were designed for PCR amplification， then conducted Illumina MiSeq high-throughput sequencing with reference to the on-board Illumina MiSeq platform instructions. 【Result】In total， 614626 raw reads were obtained for the bacterial 16S rRNA genes analysis. After screening these gene sequences with strict criteria， 606862 clean reads were obtained. OTU cluster analysis based on 97% sequence similarity obtained 968 OTUs. Additional-ly， there were 624 OTUs shared between the groups. The intestinal microbiological community richness indexes（Chao1 and ACE） in the control group were significant（P<0.05， the same below） or extremely significant（P<0.01， the same below）  higher than in the treatment group. In species diversity， the Simpson index was not significant between groups（P>0.05），  Shannon index in control group was significantly higher compared to treatment group. At the phylum level， Firmicutes， Actinobacteria， Bacteroidetes and Proteobacteria were the dominant phyla in both groups， with average relative abundance above 5.00%. At the genus level， there were 108 genera accounted for more than 0.10% relative abundance， and Lactobacillus accounted for the highest relative abundance in the control group and the treatment group， which were 34.07% and 19.26% respectively. After oral administration of ribavirin， Lactobacillus， Enterococcus， Paeniglutamicibacter， Tessaracoccus， Escherichia， Paracoccus， Gottschalkia and Flavobacterium significantly or extremely decreased， while Bacteroides， Staphylococcus， Methylosarcina， Jeotgalicoccus、Unclassified_f_rikenellaceae、Unclassifier_o_bacteroidales、Rikenellaceae_RC9_gut_group， Leuconostoc and Erysipelothrix significantly or extremely increased. The UniFrac-PCoA weighted principal coordinate analysis found that the primary component（PC1） and secondary component （PC2） contributed 73.44% and 6.99%， respectively. The microbial community structure difference between the control group and the treatment group was obvious， which could be better separated from each other， but the 8 samples in the treatment group could be well gathered together， and the flora similarity was very high. 【Conclusion】Oral administration of ribavirin can significantly affect the intestinal microflora of dwarf yellow chicken， and change the steady-state structure of the intestinal microorganisms， which can cause the impaired of the intestinal health.

Key words： dwarf yellow chicken; ribavirin; intestinal microflora; richness; diversity; Illumina MiSeq high throughput sequencing

Foundation item：Key Research and Development Project of Jiangxi（20192ACB60004）; Postdoctoral Research Fund of Jiangxi（2015KY43）

0 引言

【研究意義】动物消化道内的微生物不仅有助于营养摄取、免疫调节及消化道上皮细胞的发育，还是抵御病原体的天然屏障，对维持宿主健康至关重要（Zoetenal et al.，2004;曾波等，2017）。促生长类抗生素在促进动物生长（Emami et al.，2012）的同时会导致动物肠道微生物群落结构多样性及其稳态发生改变（Vangay et al.，2015;辛可启等，2020），尽管抗生素的使用主要针对致病菌，但对整个肠道菌群也会产生重要影响（Jernberg et al.，2010;Looft et al.，2014）。因此，研究抗生素对动物胃肠道微生物群落结构的影响，对深入探究动物消化道微生物稳态机理具有重要意义。【前人研究进展】已有研究证实，抗生素可通过亚治疗剂量促进动物机体生长，究其原因主要是抗生素能控制胃肠道感染及调控肠道微生物群落结构（Dibner and Richards，2005;Torok et al.，2011），虽然其作用机制尚未明确，但可确认抗生素是通过重塑肠道微生物多样性及其相对丰度而发挥作用，为动物机体的生长营造最佳微生态环境（郭鹏等，2017;王欢等，2020）。Dumonceaux等（2006）以维吉尼亚霉素为肉鸡生长促进剂添加至饲料中，结果发现雏鸡回肠近端及十二指肠中乳酸杆菌的种类有所增加，即在饲料中添加维吉尼亚霉素会改变肉鸡近端胃肠道的菌群结构。但也有研究报道，在家禽养殖过程中使用抗生素会导致乳酸杆菌的种类减少，且鸡肠道菌群结构的变化还会影响其免疫功能和健康状况（谢全喜等，2012;Lee et al.，2012）。La-ongkhum等（2011）采用PCR-DGGE研究阿维菌素对肉仔鸡空肠内微生物菌群的影响，发现阿维菌素可改变肠道中魏斯氏菌属、粪链球菌和嗜酸乳杆菌的含量，降低肠道内微生物菌群多样性。倪江（2013）研究发现，在岭南黄肉鸡的基础日粮中分别添加林可霉素、杆菌肽锌和硫酸粘杆菌素，各处理组肉鸡肠道中大肠杆菌、乳酸杆菌及双歧杆菌的数量有升有降，而肉鸡日增重分别提高5.86%、5.31%和3.73%，故推测抗生素对肠道微生物的影响只是抗生素促生长机理的一部分。Elokil等（2020）研究表明，给京红鸡口服恩诺沙星和地克珠利后其肠道中的微生物组成发生显著变化，且停药后无法恢复到原肠道微生态结构。针对猪的研究发现，饲喂抗生素会促使其回肠中的厚壁菌门和放线菌门相对丰度降低，变形菌门相对丰度提高，回肠和粪便中的有益菌属下降，而有害的条件性致病菌相对丰度增加（高侃等，2016）。Zhang等（2016）研究表明，给断奶仔猪口服乳酸菌或金霉素后，其空肠、结肠和盲肠的微生物多样性及组成均不相同，以金霉素组的厚壁菌门和普氏菌属相对丰度更高。Li等（2020）针对长期使用抗生素的猪肠道微生物群落多样性进行分析，结果发现厚壁菌门和拟杆菌门（F/B）比值随着育肥时间的推移而显著增加，且变形菌门和纤维杆菌门的相对丰度显著低于无抗生素组。目前，除了研究在饲料中添加抗生素对动物肠道微生物群落结构的影响外，还有关于注射抗生素对其影响的相关研究（Janczyk et al.，2007;Fleury et al.，2015）。Ruczizka等（2020）在评估注射头孢噻肟对哺乳仔猪和生长猪粪便微生物群落结构的影响时发现，产后12 h注射头孢噻肟会显著影响雌、雄性仔猪粪便微生物组成的连续变化，同时对宿主生产性能造成长期影响。【本研究切入点】至今，有关抗生素对动物肠道微生物影响的研究主要集中在饲用抗生素方面（倪江和杨维仁，2012;刘颖等，2017;于佳民等，2018），而有关抗病毒药物对动物肠道微生物群落结构影响的研究鲜见报道。在家禽的养殖过程中，养殖户为降低病毒性疾病带来的养殖风险，经常性使用违禁抗病毒药物（目前尚未批准的兽用抗病毒药物）预防或治疗病毒性疾病，尤其是近几年的风险评估发现违规使用利巴韦林现象仍较普遍，是影响家禽产品质量安全的主要因素之一。【拟解决的关键问题】通过Illumina MiSeq高通量测序技术探讨矮脚黄鸡口服利巴韦林后其肠道微生物群落结构多样性的变化情况，进一步揭示抗病毒药物对动物肠道健康的影响机制，为科学禁止添加抗生素及开发绿色生态饲料提供理论依据。

1 材料与方法

1. 1 试验动物及其饲养管理

90日龄矮脚黄鸡购自江西省农业科学院畜牧兽医研究所，共80羽，平均体重1500±50 g，随机分为2组[对照组（A）和试验组（B）]，每组8个重复，每个重复5羽。每个重复的矮脚黄鸡饲养在同一个鸡笼内，鸡笼底部配有活动托盘用于接收粪便。矮脚黄鸡饲喂不含任何药物的全价配合饲料（由江西省农业科学院畜牧兽医研究所自制），饲料配方见表1。

1. 2 试验方法

参照实际养殖过程中违禁使用利巴韦林的用药剂量，每天上午8：00按10 mg/kg的剂量给试验组矮脚黄鸡连续口服利巴韦林溶液7 d，对照组矮脚黄鸡口服等量生理盐水，每天清理托盘倒掉粪便，最后一次给药后，在托盘上铺一张消毒薄膜，收集4 h内的新鲜鸡粪，混匀装入消毒好的EP管中，立即放入 -80 ℃超低温冰箱保存备用。测样时将鸡粪样品置于冰上解冻，按粪便基因组提取试剂盒说明提取鸡粪总DNA（QIAGEN，51504），DNA样品采用核酸蛋白分析仪（DU640，美国Backman公司）分别测定260和280 nm处的吸光值，并以1.0%琼脂糖凝胶电泳（DYY-6C电泳仪，北京六一仪器厂）检测DNA质量。

根据细菌16S rDNA序列V3～V4可变区，设计通用引物（338F：5'-ACTCCTACGGGAGGCAGCAG-3'和806R：5'-GGACTACHVGGGTWTCTAAT-3'），PCR扩增反应体系20.0 μL：5×PCR Buffer 4.0 μL，338F/806R引物（5 μmol/L）各0.4 μL，dNTP Mix（2.5 mmol/L）2.0 μL，DNA聚合酶0.4 μL，DNA模板10 ng，双蒸水补足至20.0 μL。扩增程序：95 ℃预变性3 min;95 ℃ 30 s，55 ℃ 30 s，72 ℃ 45 s，进行27个循环;72 ℃延伸10 min，结束后4 ℃保存。PCR扩增产物以2.0%琼脂糖凝胶电泳进行检测，使用Axygen DNA膠回收纯化试剂盒（Axy Prep DNA Gel Extration kit，AP-GX-500）进行切胶回收纯化，经Biotek酶标仪（FLX800，美国伯腾仪器有限公司）定量分析后，按标准的Illumina TruSeq DNA文库制备流程构建Illumina测序文库，然后参照Illumina MiSeq平台上机说明进行Barcoded Illumina MiSeq测序。

1. 3 数据处理

原始序列（Raw reads）经质量控制后得到有效序列（Valid reads），再丢弃长度短于150 bp、含有模糊碱基或引物碱基含2个以上错配信息、单个碱基重复数超过6个的序列，即获得优质序列（Clean reads）。参照序列相似度为97%的原则，将Clean reads归为多个操作分类单元（Operational taxonomic unit，OTU），并进行聚类分析。根据OTU信息进行肠道微生物群落丰富度及多样性分析，丰富度采用Chao1指数和ACE指数表示，多样性采用Shannon指数和Simpson指数表示。Shannon指数越大，说明群落多样性越高;Simpson指数越大，则说明群落多样性越低。在属分类水平上绘制聚类热图，同时对微生物群落进行UniFrac分析，利用获得的距离矩阵进行PCoA分析和聚类分析，从遗传距离上判断不同样本间的距离，比较不同样品间的差异性。

1. 4 统计分析

采用Excel 2010进行试验数据整理，并以SPSS 22.0的单因素方差分析（One-way ANOVA）进行显著性检验。

2 结果与分析

2. 1 矮脚黄鸡肠道微生物群落丰富度及其多样性

Illumina MiSeq高通量测序结果表明，从16个矮脚黄鸡粪便样品中共获得614626条Raw reads，经质量控制后获得606862条Clean reads，平均每个样品37929条Clean reads，平均序列长度为442 bp。参照97%的序列相似度进行OTU聚类分析，结果发现16个矮脚黄鸡粪便样品共产生968个OTUs，其中，对照组样品的OTU数目为802个，试验组样品的OTU数目为790个，二者共享624个OTUs（图1），占总OTU数目的64.46%;对照组和试验组样品的特有OTU数目分别为178和166个，占总OTU数目的18.39%和17.15%。说明口服利巴韦林后矮脚黄鸡肠道微生物存在一定比例的特有OTU。

矮脚黄鸡肠道微生物群落丰富度及其多样性分析结果如表2所示。对照组和试验组的Clean reads差异不显著（P>0.05，下同）;16个矮脚黄鸡粪便样品的Chao1指数范围为605.00～737.92，ACE指数范围为591.55～728.78，丰富度指数表现为对照组显著（P<0.05，下同）或极显著（P<0.01，下同）高于试验组;在物种多样性方面，Simpson指数的组间差异不显著，Shannon指数则表现为试验组显著高于对照组，说明口服利巴韦林改变了矮脚黄鸡肠道中的微生物多样性。对照组和试验组的文库覆盖率（Goods coverage）均在99.00%以上，说明每个样品测序量合理，可很好地反映矮脚黄鸡肠道微生物群落结构多样性。

2. 2 矮脚黄鸡肠道微生物组成及其群落结构

采用RDP和BLAST对16个矮脚黄鸡粪便样品的OTU进行鉴定分析，结果在门分类水平上共鉴定获得15个菌门（图2），包括厚壁菌门（Firmicutes）、放线菌门（Actinobacteria）、拟杆菌门（Bacteroidetes）、变形菌门（Proteobacteria）、Saccharibacteria、软壁菌门（Tenericutes）、互养菌门（Synergistetes）、异常球菌—栖热菌门（Deinococcus-Thermus）、螺旋体门（Spirochaetes）、绿弯菌门（Chloroflexi）、蓝细菌门（Cyanobacteria）、梭杆菌门（Fusobacteria）、脱铁杆菌门（Deferribacteres）、疣微菌门（Verrucomicrobia）和迷踪菌门（Elusimicrobia）。对照组和试验组均以厚壁菌门、放线菌门、拟杆菌门和变形菌门为优势菌门，相对丰度均在5.00%以上，其中以厚壁菌门的相对丰度最高。

在属分类水平上，相对丰度大于0.10%的属共有108个，表明矮脚黄鸡肠道中的菌群微生物非常丰富。对照组和试验组均以乳杆菌属（Lactobacillus）的相对丰度最高，分别为34.07%和19.26%;其次是棒状杆菌属（Corynebacterium），对应的相对丰度分别为9.47%和8.04%（图3）。通过T检验对相对丰度排名前20位的菌属进行差异显著性分析，结果如图4所示。矮脚黄鸡口服利巴韦林后，其肠道中的乳杆菌属、肠球菌属（Enterococcus）、Paeniglutamicibacter、Tessaracoccus、埃希氏杆菌属（Escherichia-Shigella）、副球菌属（Paracoccus）、Gottschalkia及黄杆菌属（Flavobacterium）呈显著或极显著下降趋势，而拟杆菌属（Bacteroides）、葡萄球菌属（Staphylococcus）、叠球菌属（Sporosarcina）、Jeotgalicoccus、Unclassified_f_rikenellaceae、Unclassifier_o_bacteroidales、Rikenellaceae_RC9_gut_group、明串珠菌属（Tri-chococcus）及丹毒丝菌属（Erysipelothrix）呈显著或极显著上升趋势。

2. 3 用药前后矮脚黄鸡肠道微生物群落结构的相似性

在属分类水平上对相对丰度排名前50位的菌属进行聚类分析并绘制热图。由图5可知，16个矮脚黄鸡粪便样品分成两簇，其中对照组样品聚成一簇，试验组样品聚成一簇，说明同处理组各样品的微生物群落结构相似，但不同处理组间的微生物群落结构存在明显差异，试验重复性良好。

利用UniFrac-PCoA对用药前后矮脚黄鸡粪便微生物群落结构差异进行分析，并通过系统进化距离衡量样品间的相对距离，用于表征微生物群落结构的差异性，PCoA分析可将这种差异显示在二维或三维空间，因此，PCoA分析图中距离越近表示2个样品的菌群结构越相似。由图6可知，基于UniFrac的PCoA分析结果显示，第一主成分（PC1）和第二主成分（PC2）的贡献率分别为73.44%和6.99%，对照组和试验组间的微生物群落结构差异明显，彼此间可较好地分隔开，而同处理组内的8个样品能很好地聚在一起，菌群相似度很高。

3 讨论

在家禽养殖生产中，抗生素作为预防和治疗性药物用于防止疾病发展和传播的同时，也广泛用于提高其生长性能。给肉鸡饲喂盐酸林可霉素、杆菌肽锌或硫酸粘杆菌素均可显著提高其日增重（倪江，2013）;但抗生素治疗已被证实会引起肠道微生物群落结构改变甚至紊乱，而造成肠道微生物平衡失调，并对宿主的生理活动及代谢性能产生有害影响，最终可能导致肠道疾病的发生（Allen and Stanton，2014）。

前人研究证实，鸡肠道内的微生物群落以厚壁菌门、拟杆菌门、放线菌门和变形菌门为主（Sergeant et al.，2014）。在本研究中，不论是对照组矮脚黄鸡粪便样品还是试验组矮脚黄鸡粪便样品，均以厚壁菌门、拟杆菌门、放线菌门和变形菌门为主要优势菌门，且这4种菌门的相对丰度合计在99.00%以上。其中，厚壁菌门在对照组和试验组的相对丰度均超过50.00%，但药物干预后F/B比值由对照组的6.83下降至3.11。动物和人类的肥胖症与其肠道中的厚壁菌门和拟杆菌门密切相关。Ley等（2005）、Turnbaugh等（2006）通过对比肥胖小鼠和瘦弱小鼠盲肠内容物的菌群结构，发现肥胖小鼠的拟杆菌门相对丰度较低，而厚壁菌门相对丰度较高，F/B比值在肥胖小鼠中偏高，即肠道内F/B比值较高时可提高体内脂肪的贮存。B?ckhed等（2004）针对无菌小鼠的研究也发现，拟杆菌门有促进脂肪沉积的作用，且推测与其能分解植物多糖密切相关。郭秀兰（2008）也研究证实，猪的脂肪沉积与肠道拟杆菌门丰度及F/B比值相关，认为调控肠道微生物是控制猪脂肪沉积的有效途径。本研究结果表明，在药物干预后矮脚黄鸡肠道内的F/B比值约降低2倍，故推测添加利巴韦林不利于矮脚黄鸡体内脂肪的沉积，是由于其肠道微生态结构平衡被打破所造成。肉鸡体内的脂肪沉积又分为肌内脂肪和腹脂，若能提高肌内脂肪并降低腹脂对动物而言非常有利，因此后续将进一步探究利巴韦林药物干预对肉鸡肌内脂肪和腹脂的影响机制。

不同抗生素对动物肠道微生物群落结构造成的影响也存在差异（倪江，2013;李会智，2016;向明等，2019）。Antonopoulos等（2009）研究发现，小鼠使用阿莫西林和甲硝唑联合治疗后其盲肠区微生物菌群的丰度和结构发生显著变化，治疗结束后菌群结构可迅速恢复，但以头孢哌酮治疗小鼠会引起肠道微生物菌群多样性的长期匮乏。李会智（2016）的研究也表明，在仔猪日粮中添加金霉素、喹乙醇+恩拉霉素、喹乙醇+维吉尼亚霉素均会降低猪粪便微生物群落多样性。本研究结果表明，口服利巴韦林也显著改变矮脚黄鸡肠道的微生物多样性，且给药组的肠道微生物多样性显著高于对照组，与刘穎等（2017）研究发现在仔猪日粮中添加杆菌肽锌与黏杆菌素后其肠道微生物物种多样性较基础饲粮组更丰富的结论一致。可见，不同抗生素对动物肠道微生物群落结构及其多样性的影响存在明显差异，究其原因可能与抗生素对不同动物的作用机制差异有关。

在实际生产中，亚治疗剂量的抗生素能有效促进家禽生长（Emami et al.，2012），可能是提高肠道中乳酸菌数量的缘故（Dumonceaux et al.，2006），但也有研究发现使用抗生素后机体的乳酸菌数量呈降低趋势（Lee et al.，2012）。鸡肠道菌群结构的变化会影响其免疫功能和健康状况，而鸡肠道菌群结构的变化受多种因素影响，包括养殖条件、饮食组成及抗生素等（Lee et al.，2012）。倪江和杨维仁（2012）研究发现，在黄鸡日粮饲料中添加不同抗生素（盐酸林可霉素和杆菌肽锌）不会显著改变十二指肠、空肠和回肠中的微生物数量，但盲肠中的大肠杆菌和双歧杆菌数量显著减少。本研究中，对照组和试验组的矮脚黄鸡肠道微生物群落结构均以乳杆菌属含量最高，其相对丰度分别为34.07%和19.26%，且口服利巴韦林后显著降低了乳杆菌属相对丰度。乳杆菌属是促进肠道健康的重要益生菌，对促进免疫细胞、组织和器官生长发育及增强小肠和其他组织对病原菌的抵抗力具有重要意义，且乳酸菌代谢可通过降低肠道pH来抑制致病菌生长。矮脚黄鸡口服利巴韦林7 d后其肠道乳杆菌属含量显著降低，降幅接近50.0%，说明利巴韦林会显著影响肉鸡肠道健康及微生物群落结构的稳态性。

此外，使用利巴韦林药物干预后，矮脚黄鸡粪便样品中的肠球菌属相对丰度由对照组的7.76%显著下降至2.47%。肠球菌能产生酪胺，其与酪氨酸的代谢密切相关，可增强细菌与肠道的黏附性（Ladero et al.，2013）。因此，在选用抗生素治疗某一特定细菌感染引起的相关疾病时，会改变整个肠道的微生态环境及该生态系统与宿主间的相互作用。郭鹏等（2017）研究发现，在β-内酰胺药物治疗过程中，肠球菌属可能在结肠中生存并合成酪胺，以此提高结肠黏膜的黏附性。尽管利巴韦林属于抗病毒药物，不会直接作用于肠道细菌，但矮脚黄鸡在口服利巴韦林后仍会显著改变其肠道菌群结构，故推测利巴韦林会导致细菌与肠道的黏附性下降，其具体原理有待进一步探究。

4 结论

口服利巴韦林会显著影响矮脚黄鸡肠道微生物区系，改变肠道微生物的稳态结构，进而导致其肠道健康受到损伤。

参考文献：

高侃，皮宇，彭宇，慕春龙，朱伟云. 2016. 抗生素饲喂对生长猪回肠，粪样微生物及其代谢产物的动态影响[C]//中国畜牧兽医学会. 中国畜牧兽医学会动物营养学分会第十二次动物营养学术研讨会论文集. [Gao K，Pi Y，Peng Y，Mu C L，Zhu W Y. 2016. Dynamic effects of antibio-tic feeding on ileum，fecal-like microorganisms and their metabolites in growing pigs[C]//Chinese Association of Animal Science and Veterinary Medicine. Proceeding of the 12th National Symposium on Animal Nutrition，Animal Nutrition Branch，Chinese Association of Animal Science and Veterinary Medicine.]

郭鵬，孙笑非，孙冬岩，王文娟. 2017. 抗生素的使用对肠道微生物菌群的影响[J]. 饲料研究，（15）：12-13. doi：10. 13557/j.cnki.issn1002-2813.2017.15.004. [Guo P，Sun X F，Sun D Y，Wang W J. 2017. Effects of antibiotic use on intestinal microflora[J]. Feed Research，（15）：12-13.]

郭秀兰. 2008. 猪肠道硬壁菌门和拟杆菌门数量的检测及其相对丰度与脂肪沉积的相关性研究[D]. 雅安：四川农业大学. [Guo X L. 2008. Detecation of firmicutes and bacteroidetes in the pig gut and the correlation between their relative abundance and fat deposit[D]. Ya?an：Sichuan Agricultural University.]

李会智. 2016. 抗生素对断奶仔猪的生长性能和粪便微生物的影响[D]. 南京：南京农业大学. [Li H Z. 2016. Effects of antibiotic additives on the production performance and fecal microbes of weaned pigs[D]. Nanjing：Nanjing Agri-cultural University.]

刘颖，王海斌，周刚，霍永久，董丽，王海飞，包文斌，喻礼怀. 2017. 抗生素对仔猪肠道微生物的影响[J]. 动物营养学报，29（8）：2912-2922. doi：10.3969/j.issn.1006-267x.2017. 08.036. [Liu Y，Wang H B，Zhou G，Huo Y J，Dong L，Wang H F，Bao W B，Yu L H. 2017. Effects of antibiotics on intestinal microorganisms of piglets[J]. Chinese Journal of Animal Nutrition，29（8）：2912-2922.]

倪江，杨维仁. 2012. 不同抗生素对岭南黄肉鸡生产性能、肠道菌群结构以及相关免疫指标的影响[C]//中国畜牧兽医学会. 中国畜牧兽医学会动物营养学分会第十一次全国动物营养学术研讨会. [Ni J，Yang W R. 2012. Effects of different antibiotics on production performance，intestinal flora structure and related immune indexes of Lingnan yellow broiler chickens[C]//Chinese Association of Animal Science and Veterinary Medicine. Proceeding of the 11th National Symposium on Animal Nutrition，Animal Nutrition Branch，Chinese Association of Animal Science and Veterinary Medicine.]

倪江. 2013. 不同抗生素对肉鸡肠道免疫以及盲肠代谢影响的研究[D]. 泰安：山东农业大学. [Ni J. 2013. Effects of different antibiotics on intestinal immunity and cecal metabolism in broilers[D]. Taian：Shandong Agricultural University.]

王欢，李平华，牛清，杜陶然，蒲广，范丽娟，牛培培，吴承武，周五朵，黄瑞华. 2020. 日粮纤维水平对不同猪种肠道物理屏障和微生物的影响[J]. 江苏农业学报，36（3）：639-647. doi：10.3969/j.issn.1000-4440.2020.03.016. [Wang H，Li P H，Niu Q，Du T R，Pu G，Fan L J，Niu P P，Wu C W，Zhou W D，Huang R H. 2020. Effects of dietary fiber levels on intestinal physical barrier and microbiota in di-fferent pig breeds[J]. Jiangsu Journal of Agricultural Scien-ces，36（3）：639-647.]

向明，李媛媛，郭乾鵬，任亚雪，梁世忠，黄怡. 2019. 屎肠球菌对哺乳期仔猪结肠微生物群落优势门属的影响[J]. 南方农业学报，50（3）：477-484. doi：10.3969/j.issn.2095-1191.2019.03.06. [Xiang M，Li Y Y，Guo Q P，Ren Y X，Liang S Z，Huang Y. 2019. Effects of Enterococcus fae-cium on dominant phyla and genera of colonic microbial communities in suckling piglets[J]. Journal of Southern Agriculture，50（3）：477-484.]

谢全喜，崔诗法，徐海燕，曹银生，林显华，辛国芹，谷巍. 2012. 复合微生态制剂与饲用抗生素对肉鸡生长性能、免疫性能和抗氧化指标的影响[J]. 动物营养学报，24（7）：1339-1343. doi：10.3969/j.issn.1006-267x.2012.07. 019. [Xie Q X，Cui S F，Xu H Y，Cao Y S，Lin X H，Xin G Q，Gu W. 2012. Effects of compound probiotics and antibiotics on growth performance，immune function and antioxidant indices of broilers[J]. Chinese Journal of Ani-mal Nutrition，24（7）：1339-1343.]

辛可启，聂泽健，万敏艳，年芳，唐德富. 2020. 有机硒对肉仔鸡生长性能和肠道微生物区系的影响[J]. 甘肃农业大学学报，55（5）：31-38. doi：10.13432/j.cnki.jgsau.2020. 05.004. [Xin K Q，Nie Z J，Wan M Y，Nian F，Tang D F. 2020. Effects of organic selenium on growth performance and intestinal microflora of broilers[J]. Journal of Gansu Agricultural University，55（5）：31-38.]

于佳民，陈振，齐秀晔，谢全喜，郑军红，刘学江，谷巍，单宝龙. 2018. 复合微生态制剂、饲用抗生素对肉鸡生长性能、肠道菌群数量和免疫性能的影响[J]. 中国畜牧兽医，45（8）：2219-2226. doi：10.16431/j.cnki.1671-7236. 2018.08.022. [Yu J M，Chen Z，Qi X Y，Xie Q X，Zheng J H，Liu X J，Gu W，Shan B L. 2018. Effects of compound probiotics and antibiotics on growth performance，intestinal flora and immune function of broilers[J]. China Animal Husbandry and Veterinary Medicine，45（8）：2219-2226.]

曾波，张智，李再新. 2017. 家兔肠道微生物ERIC-PCR指纹图谱构建及分析[J]. 南方农业学报，48（1）：139-143. [Zeng B，Zhang Z，Li Z X. 2017. Construction and analysis of ERIC-PCR fingerprinting of rabbit intestinal microbes[J]. Journal of Southern Agriculture，48（1）：139-143.]

Allen H K，Stanton T B. 2014. Altered egos：Antibiotic effects on food animal microbiomes[J]. Annual Review of Microbiology，68：297-315. doi：10.1146/annurev-micro-091213-113052.

Antonopoulos D A，Huse S M，Morrison H G，Schmidt T M，Sogin M L，Young V B. 2009. Reproducible community dynamics of the gastrointestinal microbiota following antibiotic perturbation[J]. Infection and Immunity，77（6）：2367-2375. doi：10.1128/IAI.01520-08.

B?ckhed F，Ding H，Wang T，Hooper L V，Koh G Y，Nagy A，Semenkovich C F，Gordon J I. 2004. The gut microbiota as an environmental factor that regulates fat storage[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America，101（44）：15718-15723. doi：10. 1073/pnas.0407076101.

Dibner J J，Richards J D. 2005. Antibiotic growth promoters in agriculture：History and mode of action[J]. Poultry Science，84（4）：634-643. doi：10.1093/ps/84.4.634.

Dumonceaux T J，Hill J E，Hemmingsen S M，van Kessel A G. 2006. Characterization of intestinal microbiota and response to dietary virginiamycin supplementation in the broiler chicken[J]. Applied and Environmental Microbio-logy，72（4）：2815-2823. doi：10.1128/AEM.72.4.2815-2823.2006.

Elokil A A，Abouelezz K F M，Ahmad H I，Pan Y H，Li S J. 2020. Investigation of the impacts of antibiotic exposure on the diversity of the gut microbiota in chicks[J]. Animals，10（5）：896. doi：10.3390/ani10050896.

Emami N K，Samie A H，Rahmani H R，Ruizferia C A. 2012. The effect of peppermint essential oil and fructooligosaccharides，as alternatives to virginiamycin，on growth performance，digestibility，gut morphology and immune response of male broilers[J]. Animal Feed Science and Technology，175（1-2）：57-64. doi：10.1016/j.anifeedsci.2012.04. 001.

Fleury M A，Mourand G，Jouy E，Touzain F，Le Devendec L，de Boisseson C，Eono F，Cariolet R，Guérin A，Le Goff O，Blanquet-Diot S，Alric M，Kempf I. 2015. Impact of ceftiofur injection on gut microbiota and Escherichia coli resistance in pigs[J]. Antimicrobial Agents and Chemotherapy，59（9）：5171-5180. doi：10.1128/AAC.00177-15.

Janczyk P，Pieper R，Souffrant W B，Bimczok D，Rothk?tter H J，Smidt H. 2007. Parenteral long-acting amoxicillin reduces intestinal bacterial community diversity in piglets even 5 weeks after the administration[J]. The ISME Journal，1（2）：180-183. doi：10.1038/ismej.2007.29.

Jernberg C，L?fmark S，Edlund C，Jansson J K. 2010. Long-term impacts of antibiotic exposure on the human intestinal microbiota[J]. Microbiology，156（11）：3216-3223. doi：10.1099/mic.0.040618-0.

Ladero V，Linares D M，Rio B D，Fernandez M，Martin M C，Alvarez M A. 2013. Draft genome sequence of the tyramine producer Enterococcus durans strain IPLA 655[J]. Genome Announcements，1（3）：e00265-13. doi：10.1128/genomeA.00265-13.

La-ongkhum O，Pungsungvom N，Amornthewaphat N，Nitisinprasert S. 2011. Effect of the antibiotic avilamycin on the structure of the microbial community in the jejunal intestinal tract of broiler chickens[J]. Poultry Science，90（7）：1532-1538. doi：10.3382/ps.2010-01288.

Lee K W，Hong Y H，Lee S H，Jang S I，Park M S，Bautista D A，Ritter G D，Jeong W，Jeoung H Y，An D J，Lillehoj E P，Lillehoj H S. 2012. Effects of anticoccidial and antibiotic growth promoter programs on broiler performance and immune status[J]. Research in Veterinary Science，93（2）：721-728. doi：10.1016/j.rvsc.2012.01.001.

Ley R E，B?ckhed F，Turnbaugh P J，Lozupone C A，Knight R D，Gordon J I. 2005. Obesity alters gut microbial eco-logy[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America，102（31）：11070-11075. doi：10.1073/pnas.0504978102.

Li Y，Zhu Y H，Wei H，Chen Y S，Shang H T. 2020. Study on the diversity and function of gut microbiota in pigs fo-llowing long-term antibiotic and antibiotic-free breeding[J]. Current Microbiology，77（12）：4114-4128. doi：10. 1007/s00284-020-02240-8.

Looft T，Allen H K，Cantarel B L，Levine U Y，Bayles D O，Alt D P，Henrissat B，Stanton T B. 2014. Bacteria，phages and pigs：The effects of in-feed antibiotics on the microbiome at different gut locations[J]. The ISME Journal，8（8）：1566-1576. doi：10.1038/ismej.2014.12.

Ruczizka U，Metzler-Zebeli B，Unterweger C，Mann E，Sch-warz L，Knecht C，Hennig-Pauka I. 2020. Early parenteral administration of ceftiofur has gender-specific short- and long-term effects on the fecal microbiota and growth in pigs from the suckling to growing phase[J]. Animals，10（1）：17. doi：10.3390/ani10010017.

Sergeant M J，Constantinidou C，Cogan T A，Bedford M R，Penn C W，Pallen M J. 2014. Extensive microbial and functional diversity within the chicken cecal microbiome[J]. PLoS One，9（3）：e91941. doi：10.1371/journal.pone. 0091941.

Torok V A，Allison G E，Percy N J，Ophel-Keller K，Hughes R J. 2011. Influence of antimicrobial feed additives on broiler commensal posthatch gut microbiota development and performance[J]. Applied and Environmetnal Microbio-logy，77（10）：3380-3390. doi：10.1128/AEM.02300-10.

Turnbaugh P J，Ley R E，Mahowald M A，Magrini V，Mardis E R，Gordon J I. 2006. An obesity-associated gut microbiome with increased capacity for energy harvest[J]. Nature，444（7122）：1027-1031. doi：10.1038/nature05414.

Vangay P，Ward T，Gerber J S，Knights D. 2015. Antibiotics，pediatric dysbiosis，and disease[J]. Cell Host & Microbe，17（5）：553-564. doi：10.1016/j.chom.2015.04.006.

Zhang D Y，Ji H F，Liu H，Wagn S X，Wang J，Wang Y M. 2016. Changes in the diversity and composition of gut microbiota of weaned piglets after oral administration of Lactobacillus or an antibiotic[J]. Applied Microbiology and Biotechnology，100（23）：10081-10093. doi：10.1007/s00253-016-7845-5.

Zoetenal E G，Cheng B，Koike S，Mackie R I. 2004. Molecular microbial ecology of the gastrointestinal tract：From phylogeny to function[J]. Current Issues in Intestinal Microbiology，5（2）：31-48.

（責任编辑 兰宗宝）