miR-126 对 HL-60 细胞系增殖和凋亡等生物学行为的影响

张贺洋，张蕊，王萍萍，王玥，王赫，李艳

（中国医科大学附属第一医院血液科，沈阳 110001）

miR-126 对 HL-60 细胞系增殖和凋亡等生物学行为的影响

张贺洋，张蕊，王萍萍，王玥，王赫，李艳

（中国医科大学附属第一医院血液科，沈阳 110001）

目的观察转染微小 RNA（miR）-126 mimics/inhibitor对人类急性早幼粒细胞白血病细胞系（HL-60）增殖与凋亡的影响。方法培养 HL-60 细胞，RT-PCR 测定 miR-126 相对表达水平，利用瞬时质粒转染技术，转染 miR-126 mimics/inhibitor，通过CCK-8，流式细胞技术及克隆形成实验检测 HL-60 细胞增殖、凋亡能力。结果miR-126 mimics组 0 h、24 h、48 h、72 h 细胞增殖能力显著减低（P ＜ 0.05）；G1期、S 期、G2期细胞增殖明显受抑制（P ＜ 0.05）；晚期凋亡及早期凋亡（UR+LR）凋亡率增高（P ＜0.05）；平均克隆形成率显著减低（P ＜ 0.05）；miR-126 inhibitor组 0 h、24 h、48 h、72 h 细胞增殖能力明显增强（P ＜ 0.05）；G1期、S期、G2期增殖能力增强（P ＜ 0.05）；UR+LR 明显减低（P ＜ 0.05）；平均克隆形成率显著升高（P ＜ 0.05）。结论miR-126 能够抑制HL-60细胞增殖能力，促进细胞凋亡，可能作为抑癌性的微RNA在白血病的发生发展中发挥作用。

微小RNA-126；急性白血病；增殖；凋亡；急性早幼粒细胞白血病

微小 RNA（microRNA，miRNA）是从 DNA 转录而来，在真核生物中广泛存在的一类长度约为21～23个核苷酸的非编码核糖核酸分子，通过调控靶基因的表达发挥生物学作用［1］。现已发现 miRNA 在正常细胞发育、肿瘤细胞形成及造血链系分化中发挥重要作用［2-3］。研究［4-5］表明 在急性髓系白 血病（acute myeloid leukemia，AML）和急性淋巴细胞白血病（acute lymphoblastic leukemia，ALL）中存在差异表达。微 RNA（miR）-126 位于 9q34，是内皮细胞特异性 miRNA，参与血管新生、干细胞分化、炎症反应、细 胞 凋 亡 等 多 种生 理 过 程［6-7］。 研 究［6，8］表 明 miR-126可以发挥癌基因和抑癌基因的双重作用，它既可促进肿瘤血管新生加速肿瘤发展，亦可以负向调控细胞传导通路控制肿瘤细胞的增殖及侵袭。国外研究［8］显示，miR-126 在核心结合因子相关急性髓系 白 血 病（core binding factor associated acute myeloid leukemia，CBF-AMLs）中高表达，可促进白血病细胞的增殖、抑制凋亡、发挥癌基因的作用，但在t（15；17）白血病患者中低表达，其在这类白血病中起何种生物学作用目前国内外尚无相关研究。本研究通过瞬时转染技术，转染 miR-126 mimics/inhibitor，上调/下调 miR-126 的表达，利用细胞增殖活性 8（cell counting kit-8，CCK-8），流式细胞技术及克隆形成实验，观察对人类急性早幼粒细胞白血病细胞系（human promyelocytic leukemia cell-60，HL-60）细胞增殖、凋亡的影响。

1 材料与方法

1.1 材料

HL-60来至中国医科大学附属第一医院血液研究室；RPMI-1640 购置于 Gibco 公司；miR-126 mimics/inhibitor由上海吉凯公司合成；Attractene Transfection Reagent购置于 QIAGEN 公司；RNase 固相清除剂购置于天恩泽公司；胎牛血清购置于 Hyclone公司；50×TA 购置于海利克思公司；SYBR Green 购置于 Solarbi公司；SuperM-MLV 反转录酶、高纯总RNA 快速提取试剂盒、2×Power Taq PCR、MasterMix购置于 BioTeke 公司；CCK-8 购置于碧云天公司；PBS购置于双螺公司；细胞周期检测试剂盒购置于Wanleibio 公司；甲基纤维素购置于 Adamas-beta 公司；细胞凋亡试剂盒购置于万类生物公司；miR-126引物及U6由万类生物公司合成。

1.2 HL-60细胞培养

10%胎牛血清培养基，37 ℃，5%CO2细胞培养箱中培养，经3次传代，台盼蓝染色检测细胞存活率＞97%时，用于实验。半量换液，3 d 传代1 次。

1.3 实时荧光定量PCR

选择U6作为内参对照，引物序列如下：miR-126上游序列为 5’-CGACGGCATTACTTTTGG-3’，下游序列为 5’-GTGCAGGGTCCGAGGTATTC-3’，U6上游序列为 5’-GTCGTTCGGCAGCACA-3’，下游序列为5’-AACGCTTCACGAATTTGCGT-3’。

1.4 CCK-8 细胞增殖实验

培养HL-60细胞至密度为90%左右。离心后加入 1 mL 的完全培养基。96 孔板，6×103/孔，37 ℃、5% CO2培养 30 min。每孔 10 μL 无血清培养基，0.5 μL转染试剂及 0.12 μg质粒，室温放置 20 min。将混合液加入孔中混匀，37 ℃、5%CO2培养 24 h、48 h、72 h。进行CCK-8检测。

1.5 流式细胞技术细胞周期实验

培养HL-60细胞至密度为90%左右。离心，加入 1 mL 完全培养基。6 孔板，5×105/孔，100 μL 无血清培养基，1.2 μg 质粒及 4.5 μL 转染试剂。培养 48 h离心收集细胞，PBS清洗2次，70%乙醇4 ℃固定4 h。PBS 清洗 2 次，加入 100 μL RNase A 重悬，37 ℃避光温育。500 μL 碘化丙啶染色液，4 ℃避光孵育30 min。随即进行流式检测。

1.6 流式细胞技术细胞凋亡实验

培养HL-60细胞至密度为90%左右，6孔板，5× 105/孔，100 μL 无血清培养基，1.2 μg 质粒和 4.5 μL转染试剂培养 48 h。收集细胞，残留 50 μL PBS，加入 500 μL Binding Buffer，5 μL Annexin V-FITC，5 mL 碘化丙啶孵育 15 min。随即进行流式检测。

1.7 克隆形成实验

培养HL-60细胞至密度为90%左右，6孔板，5× 105/孔，100 μL 无血清培养基，1.2 μg 质粒、4.5 μL 转染试剂培养 30 min。转染 48 h 后，进行克隆形成实验。3%甲基纤维素与 RPMI-1640 培养基 1∶1 混合，4 ℃过夜，混匀。每皿接种200个细胞，37 ℃、5%CO2培养3周，进行计数。

1.8 实验分组及统计学分析

HL-60细胞系，10%胎牛血清培养基，37 ℃、5% CO2细胞培养箱中培养，经3次传代，台盼蓝染色检测细胞存活率＞97%时，用于实验。随机分成空白（Control）组、阴性对照（NC）组、miR-126 mimics 组、miR-126 inhibitor组 。 应 用 SPSS 17.0 统 计 软 件 分析，计量资料以x± s表示，计量资料组间比较满足方差齐性和正态分布者采用单因素方差分析，不满足则采用秩和检验。计数资料采用 χ2检验，P＜ 0.05为差异有统计学意义。

2 结果

2.1 转染前后 HL-60 细胞系 miR-126 的表达

实时荧光 PCR 技术测定 HL-60 细胞系 miR-126相对表达量 2-△△Ct均值为 1.00±0.03；NC 2-△△Ct均值为 1.03 ± 0.03；转 染 miR-126 mimics 后 相 对 表 达 量2-△△Ct均值为 2.51±0.16，miR-126 上调（P ＜ 0.05）；转染 miR-126 inhibitor 后 相 对 表 达 量 2-△△Ct均 值 为0.45±0.13，miR-126 下调（P＜ 0.05）。见图 1。

2.2 转染 miR-126 mimics/inhibitor后细胞增殖活性的改变

图1 转染前后 HL-60 细胞中 miR-126 的表达Fig.1 miR-126 expression levels in HL-60 cells observed post-transfection

CCK-8 实验结果显示：Control组 0 h、24 h、48 h、72 h OD 均 值 分 别 为 0.309 ± 0.030、0.491 ± 0.046、0.647±0.062、0.734±0.076；NC 组 0 h、24 h、48 h、72 h OD 均 值 分 别 为 0.305 ± 0.034、0.459 ± 0.048、0.597 ± 0.053、0.664±0.664，无统计学差异（P ＞ 0.05）；miR-126 mimics 组 0、24 h、48 h、72 h OD 均 值 分 别 为 0.308 ± 0.031、0.354 ± 0.043、0.424 ± 0.056、0.537 ± 0.059，细胞增殖能力显著减低（P ＜ 0.05）；miR-126 inhibitor组 0、24 h、48 h、72 h OD 均值分别为 0.304± 0.035、0.573±0.051、0.794±0.077、0.894±0.08，细胞增殖能力显著增强（P＜ 0.05）。见图2。

2.3 转染 miR-126 mimics/inhibitor后细胞周期的改变

图2 转染 miR-126 mimics/inhibitor后细胞增殖能力比较Fig.2 Comparison of cell proliferation after transfection with either the miR-126 mimics or inhibitor

流式细胞技术测定细胞周期结果显示：Control组 G1期 均 值（48.16 ± 2.50）% ，S 期 均 值（21.35 ± 1.31）%，G2期均值（30.27±1.24）%；NC 组 G1期均值（48.78±2.68）%，S 期均值（22.11±1.21）%，G2期均值（28.12±1.48）%，无统计学差异（P ＞ 0.05）；miR-126 mimics组 G1期均值（59.91±2.77）%，S 期均值（16.70± 2.03）%，G2期均值（22.69±0.76）%，细胞增殖明显受抑（P ＜ 0.05）；miR-126 inhibitor组 G1期均值（36.68± 2.53）%，S 期均值（25.47±2.32）%，G2期均值（36.36± 0.24）%，细胞增殖显著提高（P＜ 0.05）。见图 3。

2.4 转染 miR-126 mimics/inhibitor细胞凋亡的变化

转染后培养 48 h 流式细胞计数测定细胞凋亡率。Control组 UR（%）+LR（%）为 3.44±0.45；NC 组UR（%）+LR（%）为 4.14± 0.42（P ＞ 0.05）；miR-126 mimics 组 UR（%）+LR（%）为 21.42±2.03，凋亡率明显增高（P ＜ 0.05）；miR-126 inhibitor 组 UR（%）+LR（%）为 1.93±0.72，凋亡率显著减低（P ＜ 0.05）。见图4。

图3 转染 miR-126mimics/inhibitor 48 h 后细胞周期变化情况Fig.3 Cell cycle changes 48 hours post-transfection

2.5 转染 miR-126 mimics/inhibitor后细胞克隆形成的影响

转染后培养 48 h，将细胞接种于 35 mm 的培养皿内，每个平皿 200 个细胞，3 周观察克隆。Control组平均克隆形成率（20.17±2.36）%；NC 组平均克隆形成率（19.17±2.25）%，与 Control组相比无明显变化（P ＞ 0.05）；miR-126 mimics 组 平 均 克 隆形 成 率（9.67±1.26）%，克隆形成率明显减低（P＜ 0.05）；miR -126inhibitor组平均克隆形成率（32±3.12）%，克隆形成率显著升高（P＜ 0.05）。见图 5。

3 讨论

急性白血病（acute leukemia，AL）是血液系统常见的恶性肿瘤之一。骨髓中原始细胞及幼稚细胞大量增殖、分化受阻和凋亡受抑，正常造血功能受到严重抑制。临床表现为发热、贫血、出血和感染等。同时伴有肝脏、脾脏、淋巴结等髓外脏器的浸润。目前AL病因尚不清楚，可能与环境因素、电离辐射、化学毒物接触相关。随着免疫学、细胞遗传学及分子生物学研究的不断进步，白血病的致病基因及染色体核型异常逐渐被发现。靶向药物如全反式维甲酸、格列卫的应用，使部分AL的预后得到了明显改善，甚至治愈。但大部分AL患者目前仅能采取化疗治疗，总体预后不佳。

目前研究［9］认为 AL 如同其他恶性肿瘤一样，是多基因突变的结果。主要的肿瘤事件如染色体重排、缺失、倒位等，但是这不足以单独导致白血病的发生，仍然需要第2种或多种基因协助完成致癌作用［10］。miRNA 是内生型，非编码蛋白 RNAs，通过调控靶基因，抑制转录后表达，被认为是多种肿瘤如AL、肝癌、肺癌、前列腺癌等的调控基因［11-12］，miRNA同时也参与造血链系分化［3］。值得注意的是，miR-126不仅在造血干细胞分化、细胞凋亡等生理过程中起调控作用，也可能作为癌基因和/或抑癌基因参与血液系统恶性肿瘤的发生发展［15］。

图5 转染 miR-126 mimics/inhibitor后细胞克隆形成率变化Fig.5 Clonal formation rates after transfection with either a miR-126 mimics or inhibitor

国内外关于 miR-126 作为癌基因在 AL 及实体肿瘤中发挥作用的研究［9］显示，miR-126 在不同类型AL 中表达不同，在 AML 患者中 miR-126 高表达，尤其是 CBF-AMLs。体外实验结果［16］显示，过表达 miR-126能够抑制CBF-AMLs细胞凋亡，增加细胞增殖活性，同时小鼠骨髓体外培养上调 miR-126 表达，亦可增强细胞增殖活性及克隆形成率，尤其是伴有AML1-ETO 突变的白血病细胞系。然而，同是在CBF-AMLs中关于 miR-126 的研究却出现了不一样的结果。一般认为某一功能基因的缺失或突变，将会导致相反作用的出现。但是研究［17］中发现抑制miR-126 表达同样可以促进白血病的发展。LI等［17］同时也提出 miR-126 高表达患者预后差，miR-126 低表达对常规化疗药物敏感。由此可见，miR-126 在CBF-AMLs中作为癌基因发挥作用还为时尚早。在乳腺癌及肺癌患者中发现，miR-126 能够靶向调控血管内皮生长因子参与血管新生发挥癌基因作用，体外实验上调 miR-126 能够增强肿瘤细胞增殖及成瘤能力［18-20］。

前期研究及国内外研究均有报道［6］，miR-126 在伴有t（15；17）白血病患者中表达减低，不同于CBFAMLs，所以 miR-126 在此类白血病中发挥何种生物学作用目前尚不清楚。本研究选取HL-60细胞系，通过RT-PCR技术测定miR-126相对表达量，通过瞬时 转 染 技 术 ，转 染 miR-126 mimics/inhibitor，应 用CCK-8，流式细胞技术及克隆形成技术，检测转染后HL-60细胞增殖，凋亡等生物学活性。研究结果可见，转染 miR-126 mimics后 HL-60 细胞增殖活性降低，克隆形成率下降，细胞凋亡率升高，细胞周期出现 G1比率增高，增殖受抑。转染 miR-126 inhibbitor后细胞增殖活性增高，克隆形成率上升，细胞凋亡率减低。本研究说明在HL-60 细胞系中，miR-126 可以抑制白血病细胞的增殖能力，诱导凋亡，可能起到类似抑癌基因的作用。在实体瘤研究［21-25］中发现，胃癌、非小细胞肺癌、肾癌、肝癌、骨肉瘤中miR-126表达降低，体外实验显示可抑制肿瘤细胞增殖活性，可能通过靶向调控 CrK，SOX2，EGFL7，Sirt1 等基因起抑癌基因作用。

miRNA 通过与靶信使核苷酸特异结合，从而抑制转录后基因表达。既然这样，miRNA 调控何种靶基因通过何种信号通过参与AL发生，将成为接下来研究的重点。最近一项研究［17］从 674 种可能为 miR-126 的靶基因进行筛选，最终发现只有 PLK2 和SPRED1存在明显相关，进一步研究证实仅PLK2是miR-126 的靶基因，增强白血病细胞增殖活性及克隆形成，同时抑制细胞凋亡。而在 miR-126 低表达白血病中，可能通过诱导 FZD7 表达发挥作用［15］，但能否通过 miR-126 的表达情况，预测白血病复发、预后及白血病危险分层也需要进一步研究。

本研究较清晰的阐述了 miR-126 能够抑制 HL-60细胞系细胞增殖活性，抑制细胞凋亡，起抑癌基因作用。有关 miR-126 在不同白血病亚型发病中起到何种作用以及 miR-126对于急性髓系白血病诊断及预后判断，则需要更多的基础及临床实验进一步证实［26］。相信随着研究的进一步深入，miR-126 有可能成为治疗急性髓系白血病的新靶点。

［1］MEISTER J，SCHMIDT MHH.miR-126 and miR-126*：new players in cancer［J］.Scientific World Journal，2010，10：2090-2100.DOI：10.1100/tsw.2010.198.

［2］MUSIYENKO A，BITKO V，BARIK S.Expression of miR-126*，anintronic product of the vascular endothelial EGF-like 7 gene，regulates prostein translation and invasiveness of prostatecancer LNCaP cells［J］.J Mol Med（Berl），2008，86（3）：313-322.DOI：10.1007/ s00109-007-0296-9.

［3］BAI Y，BAI X，WANG Z，et al.microRNA-126 inhibits ischemia-induced retinal neovascularization via regulating angiogenio growth factors［J］.Exp Mol Pathol，2011，91（1）：471-477.DOI：10.1016/j. yexmp.2011.04.016.

［4］ YANAIHARA N，CAPLEN N，BOWMAN E，et al.Unique micro RNA molecular profiles in lung cancer diagnosis and prognosis［J］. Cancer Cell，2006，9（3）：189-198.DOI：10.1016/j.ccr.2006.01. 025.

［5］FENG R，CHEN X，YU Y，et al.miR-126 functions as a tumour suppressor in human gastric cancer［J］.Cancer Lett，2010，298（1）：50-63.DOI：10.1016/j.canlet.2010.06.004.

［6］CHO WC，CHOW AS，AU JS，et al.Restoration of tumour suppressor hsa-miR-145 inhibits cancer cell growth in lung adenocarcinoma patients withepidermal growth factor receptor mutation ［J］.Eur J Cancer， 2009， 45 （12） ： 2197-2206.DOI： 10.1016/j.ejca.2009.04.039.

［7］SAITO Y，FRIEDMAN JM，CHIHARA Y，et al.Epigenetic therapy upregulates the tumor suppressor microRNA-126 and its host gene EGFL7 inhuman cancer cells［J］.Biochem Biophys Res Commun，2009，379（3）：726-731.DOI：10.1016/j.bbrc.2008.12.098.

［8］杨东，张红 .microRNA-126 的生物学功能［J］.现代生物医学进展，2012，12（12）：2773--2777.

［9］LECHMAN ER，GERNTNER B，VAN GP，et al.Attenuation of miR-126 activity expands HSC in vivo without exhaustion［J］.Cell Stem Cell，2012，11（6）：799-811.DOI：10.1016/j.stem.2012.09.001.

［10］PUI CH，JEHA S.New therapeutic strategies for the treatment of acutelymphoblastic leukaemia［J］.Nat Rev Drug Discov，2007，6（2）：149-165.DOI：10.1-38/nrd2240.

［11］BARTEL DP.microRNAs：genomics，biogenesis，mechanism，and function［J］.Cell，2002，116（2）：281-297.

［12］WU W，SUN M，ZOU G，et al.microRNA and cancer：current statusand prospective ［J］.Int J Cancer，2007，120：953-960.DOI：10.1002/ijc.22454.

［13］CROCE CM，CALINGA.miRNAs，cancer，and stem cell division［J］.Cell，2005，122（1）：6-7.DOI：10.1016/j.cell.2005.06.036.

［14］ HATA A，KASHIMA R.Dysregulation of microRNA biogenesis machinery in cancer［J］.Crit Rev Biochrm Mol Biol，2016，51（3）：121-134.DOI：10.3109/10409238.2015.1117054.

［15］ TESTA U，PELOSI E.microRNAs expressed in hematopoietic stem/progenitor cells are deregulated in acute myeloid leukemias［J］.Blood，2015，126（17）：2005-2015.DOI：10.3109/10428194. 2014.955019.

［16］LI Z，LU J，SUN M，et al.Distinct microRNA expression profiles in acute myeloid leukemia with common translocations［J］.Proc Natl Acad Sci USA，2008，105（40）：1535-1540.DOI：10.1073/pnas. 0808266105.

［17］LI Z，CHEN P，SU R，et al.Overexpression and knockout of miR-126 both promote leukemogenesi［J］.Blood，2002，126（17）：2005-2015.DOI：10.1182/blood-2015-04-639062.

［18］LIU B，PENG XC，ZHENG XL，et al.miR-126 restoration downregulate VEGFR and inhibit the growth of lung cancer cell lines in vitro an in vivo［J］.Lung Cancer，2009，66（2）：169-175.DOI：10.1016/j.lungcan.2009.01.010.

［19］ZHU N，ZHANG D，XIE H，et al.Endotheial-specific intron-derived miR-126 is down-regulated in human breast cancer and targets both VEGFR and PIK3R2［J］.Mol Cell Biochem，2011，351（1/2）：157-164.DOI：10.1007/s11010-011-0723-7.

［20］SASATIRA T，KURIHARA M，BHAWAL UK，et al.Downregulation of miR-126 induces angiogegesis and lymphangiogenesis by activation of VEGFR-A in oral cancer［J］.Br J Cancer，2012，107（4）：700-706.DOI：10.1038/bjc.2012.330.

［21］MIKO E，MARQITAI Z，CZIMMERER Z，et al.miR-126 inhibits proliferation of small cell lung cancer cells by targeting SLC7A5［J］.Febs Lett，2011，585（8）：1191-1196.DOI：10.1016/j.febslet.2011.03.039.

［22］SUN Y，BAI Y，ZHANG F，et al.miR-126 inhibits non-small cell lung cancer cells proliferation by targeting EGFL7［J］.Biochem Biophys Res Commun，2010，391（3）：1483-1489.DOI：10.1016/j. bbrc.2009.12.098.

［23］CRAMFORD M，BRAWNER E，BATTE K，et al.microRNA-126 inhibits invasion in non-small cell lung carcinoma cell lines［J］. Biochem Biophys Res Commun，2008，373（4）：607-612.DOI：10.1016/j.bbrc.2008.06.090.

［24］YANG C，HOU C，ZHANG H，et al.miR-126 functions as a tumor suppressor in osteosarcoma by targeting SOX2［J］.Int J Mol Sci，2014，15（1）：423-437.DOI：10.3390/ijms15010423.

［25］OTSUBO T，AKIYAMA Y，HASHIMOTO Y，et al.microRNA-126 inhibits SOX2 expression and contributes to gastric carcinogenesis［J］.PloS One，2011，6（1）：16617-16620.DOI：10.1371/journal. pone.0016617.

［26］LECHMAN ER，GENTNER B，VAN G，et al.Attenuation of miR-126 activity expands HSC in vivo without exhaustion ［J］.Cell Stem Cell，2012，11（6）：799-811.DOI：10.1016/j.stem.2012.09. 001.

（编辑 北 辰）

Role of miR-126 in the Biological Behavior of HL-60 Cell Line

ZHANG Heyang，ZHANG Rui，WANG Pingping，WANG Yue，WANG He，LI Yan

（Department of Hematology，The First Hospital，China Medical University，Shenyang 110001，China）

ObjectiveTo cultivate human leukemia cells（HL-60）which were transiently transfected either a miR-126 mimic or inhibitor，and then to characterize the proliferation and apoptotic behavior of the transfected leukemia cells.MethodsThe leukemia cell line was developed and RT-PCR was performed to evaluate miR-126 expression levels.An instantaneous plasmid transfection technique was used to transfect cells with either the miR-126 mimic or inhibitor.CCK-8，FCM，and clone formation tests were performed to analyze the proliferative and apoptotic behaviors of the leukemia cells.ResultsProliferation was significantly decreased in cells transfected with the miR-126 mimic for 0，24，48，and 72 hours（P ＜ 0.05）.Specifically，the G1，S，and G2phases were significantly inhibited（P ＜ 0.05），the late and early apoptosis（UR+LR）rate increased（P ＜ 0.05），and the average rate of colony formation was also significantly decreased（P ＜ 0.05）.Additionally，proliferation was significantly increased in cells transfected with the miR-126 inhibitor for 0，24，48，and 72 hours（P ＜ 0.05）.Specifically，the G1，S，and G2phases were increased（P ＜ 0.05），the UR+LR decreased significantly（P ＜ 0.05），and the average rate of colony formation was significantly increased（P ＜0.05）.ConclusionIn HL-60 cells，miR-126 can inhibit proliferation and promote apoptosis；thus，miR-126 may play an important role in the occurrence and development of leukemia as a tumor-suppressor miRNA.

miR-126；leukemia；proliferation；apoptosis；acute promyelocytic leukemia

R318.12

A

0258-4646（2017）09-0796-06

http://kns.cnki.net/kcms/detail/21.1227.R.20170906.1318.014.html

10.12007/j.issn.0258-4646.2017.09.007

辽宁省科学技术计划（201302103）

张贺洋（1986-），男，主治医师，硕士.

李艳，E-mail：liyan2@medmail.com.cn

2016-12-29

网络出版时间：2017-09-06 13:18