毒力因子乙酰基转移酶抑制金黄色葡萄球菌感染引起的巨噬细胞死亡

冯世源 刘真真 胡桂秋 于水星 杨勇军 杜崇涛 陈 巍

(吉林大学动物医学学院，长春130062)

毒力因子乙酰基转移酶抑制金黄色葡萄球菌感染引起的巨噬细胞死亡

冯世源 刘真真 胡桂秋 于水星 杨勇军 杜崇涛 陈 巍

(吉林大学动物医学学院，长春130062)

目的：探讨毒力因子OatA在金黄色葡萄球菌感染中的作用。方法：在体外应用金黄色葡萄球菌野生菌株USA300、OatA基因缺失菌株和OatA基因回补菌株感染小鼠骨髓来源巨噬细胞，检测细胞死亡情况；在体内应用滴鼻的方式构建金黄色葡萄球菌肺部感染模型，分离肺泡巨噬细胞，检测细胞死亡情况。结果：体内和体外实验均显示，相比野生菌株和回补菌株，OatA基因缺失菌株能诱导显著的巨噬细胞死亡。结论：在金黄色葡萄球菌感染中，OatA能抑制金黄色葡萄球菌感染引起的巨噬细胞死亡。

金黄色葡萄球菌；OatA；巨噬细胞；细胞死亡

金黄色葡萄球菌(Staphylococcus aureus)属于葡萄球菌属，革兰阳性菌、条件致病菌，是一种常见的能够引起人和动物感染的病原体[1-3]。金黄色葡萄球菌是引起化脓性疾病的重要致病菌，并且是毒力最强的化脓菌，常寄居于皮肤和软组织中，引起创伤感染、脓肿、蜂窝织炎、乳腺炎[4,5]；也是血液感染最常见的病原菌之一，常引起感染性心内膜炎、化脓性关节炎、败血症和脓毒症等[6-8]；此外，被金黄色葡萄球菌污染的食物或饲料能引起人类或动物的食物中毒[9,10]。

金黄色葡萄球菌致病过程非常复杂，涉及大量的毒力因子：细菌分泌的毒素和酶，如杀白细胞素、溶血毒素、肠毒素、中毒休克综合征毒素、耐热核酸酶、凝固酶、表皮剥脱毒素等，以及某些细胞壁结构，如葡萄球菌蛋白A、荚膜和纤连素结合蛋白等[11]。金黄色葡萄球菌的毒力因子众多，仍有许多毒力因子未知或研究不深入，如乙酰基转移酶(O-acetyltransferase A，OatA)，该毒力因子虽然不是金黄色葡萄球菌治病的主要毒力因子，但是在抵抗宿主免疫反应中起着重要作用[12]。早在50年前，细菌细胞壁的肽聚糖和其他多糖的乙酰基转移作用就被提出对细菌生存具有重要作用[13]，而在金黄色葡萄球菌研究中，首次发现修饰肽聚糖使其具有溶菌酶抗性[14]。近代分子生物化学技术详细阐明，乙酰基转移酶的生物酶功能为将肽聚糖的N-乙酰胞壁酸残基N端的乙酰基转移至N-乙酰葡萄糖胺残基的羧基上，从而空间结构上阻止细胞溶菌酶活性中心与肽聚糖结合，因此金黄色葡萄球菌具有抗溶菌酶抗性[15]。OatA为一种跨膜蛋白，普遍存在于革兰阳性菌中，而在革兰阴性菌中也存在结构不同作用类似的酶[16]。研究发现，金黄色葡萄球菌的OatA具有可溶性C端，在分子内部具有非典型的 Ⅰ 型信号肽裂酶解位点[17]，而该信号肽酶一般作用于分泌性蛋白，提示OatA除了使金黄色葡萄球菌具有溶菌酶抗性，还可能存在其他功能。

在机体固有免疫应答中，OatA有怎样的调节作用？目前研究发现，OatA基因缺失的金黄色葡萄球菌更易被宿主TLRs识别，且巨噬细胞对细菌的作用增加[18]，NLRP3炎性体活化，IL-1β分泌增加[19]。OatA缺陷株毒力增强？其他细菌不一样。在其他细菌如单核细胞增生性李斯特菌中，OatA缺失株能诱导易感细胞炎症因子和趋化因子的早期分泌[20]。这些都表明OatA在病原菌抵抗宿主宿主固有免疫应答中具有重要作用。

因此，本实验在前期构建金黄色葡萄球菌USA300 OatA基因缺失菌株和回补菌株的基础上[21]，在体外感染骨髓来源巨噬细胞 (Bone marrow derive macrophage,BMDM) ，在体内采用金黄色葡萄球菌肺部感染模型，初步探讨，毒力因子OatA在金黄色葡萄球菌感染宿主过程中的作用。

1 材料与方法

1.1 材料 脑心浸出液肉汤 (BHI) 购自青岛海博生物技术有限公司；琼脂粉 (agar) 购自Santacruze 公司；细菌平板购自NEST公司；RPMI Medium 1640 购自Gibco公司；胎牛血清 (FBS) 购自Hyclone公司；双抗和庆大霉素购自Amresco公司；溶菌酶 (Lysozyme)、溴化丙啶(Propidium iodide,PI) 购自Sigma公司；F4/80流式染料购自Biolegend公司。

1.2 方法

1.2.1 细菌及培养条件 金黄色葡萄球菌 USA300-TCH1516 本实验室保存、OatA基因缺失菌株和回补菌株由本实验构建[21]， BHI培养基37℃、200 r/min培养至OD≈0.9(约为3.6×107CFU/ml)，调整至2×109CFU/ml (3 ml OD=0.9细菌培养液，PBS洗2次，300 μl重悬，10倍稀释测OD，计算原液CFU浓度，调整至2×109CFU/ml)， 用于细胞实验。

1.2.2 小鼠 C57BL/6J 小鼠购自北京华阜康生物技术股份有限公司，本实验所用小鼠均为雌鼠，6～8周龄，体重为18～22 g，SPF (Specific pathogen free)级别，饲养于本实验小鼠独立通风式正压/负压饲养系统中。

1.2.3 溶菌酶抗性实验 取100 μl上述三株菌种(100 μl/1.5 tube，2×109CFU/ml)，均匀涂布于BHI琼脂糖平板中；直径为5 mm打孔器高压灭菌后在BHI琼脂糖平板中央打孔；向孔内加入50 μl 100 mg/ml溶菌酶；培养约16 h，测量抑菌环直径。

1.2.4 细菌生长曲线测定 取30 μl保存菌种，接种于3 ml BHI 培养基中，每种细菌接3支。按实验设置时间点，取50 μl，加入96孔板，使用酶标仪，在波长600 nm下，测定细菌OD值。

1.2.5 BMDM分离与培养 颈椎脱臼处死小鼠，75%酒精消毒；无菌分离小鼠后腿后，剥离后腿股骨和胫骨；每根骨头用5 ml含0.1%双抗的1640(RPMI medium 1640)不完全培养液冲洗骨髓；收集冲洗液，1 000 r/min离心10 min后，用1 ml 1640不完全培养基重悬细胞，静置几分钟，待骨头碎片沉淀，吸取上清。配置MGM条件培养基，即含10% FBS，0.1% 双抗，25% L929细胞制备的条件培养液(LCCM)的1640完全培养液。一只小鼠分离的细胞平均分入10个90 mm细胞培养皿，加8 ml 1640完全培养液，37℃，5%CO2培养4 d换液。继续培养至第6天，用1%胰酶消化细胞，计数。

1.2.6 细菌感染实验 细胞准备：BMDM计数后，6孔板每孔接入1 ml含3×106个细胞的10% FBS 1640培养液，24孔板接入含0.5×106个细胞的0.5 ml 培养液，培养过夜；用不含血清的1640洗涤1次并加入对应培养液。

细菌准备：取30 μl上述三种菌种(100 μl/1.5 tube，2×109CFU/ml)接入3 ml BHI液体培养基中；37℃，200 r/min培养2.5 h至细菌生长对数早期(OD≈0.9)；1640不完全培养液洗涤2次，并调整至2×109CFU/ml (过程见1.2.1)，备用。

感染过程：细菌按MOI=20感染细胞1 h，用无菌PBS洗2次，换成含10% FBS ，0.2%双抗，0.2%庆大的1640(注：若做LDH实验，血清含量不超过5%)，继续培养5 h。

1.2.7 流式细胞仪检测细胞死亡情况 实验分组: 空白组(Blank)、阳性对照组(Positive Control)、未处理组(NT组)、野生菌株感染组(WT组)、基因缺失菌株感染组(ΔoatA组)、回补株感染组(Δ::OatA组)(处理方式见下文)。6孔板内巨噬细胞感染后，每孔加入1 ml不含EDTA的胰酶37℃消化3～5 min；每孔加入100 μl血清终止消化，轻柔吹下细胞，1 500 r/min离心5 min；500 μl PBS 洗涤1次，100 μl结合液(10 mmol/L HEPES、pH7.4；140 mmol/L NaCl；1 mmol/L MgCl2；5 mmol/L KCl；2.5 mmol/L CaCl2)重悬。 Positive control组60℃水浴5 min后10 μl PI染色10 min，空白组不做任何处理，其他每组加100 μl结合液重悬细胞，避光加入10 μl PI，染色10 min。染色后，每组加入200 μl PBS，经200目铜网过滤，流式细胞仪检测。

1.2.8 LDH检测细胞死亡 实验分组：空白组，无细胞实验孔，在相同培养条件下，收集培养液；最大LDH释放组，未感染实验孔细胞反复冻融3次，收集培养上清；阴性组：未感染实验组；实验组：细菌感染实验孔。按上述细菌感染实验方法，于24孔板中感染细胞，感染1 h后，用无菌PBS洗2次，换成含1640完全培养液继续培养5 h，收集培养上清。

于96孔板中，每孔加入50 μl上述培养上清，再避光加入50 μl DH作用底物(详见试剂盒)，室温避光静置30 min，加入50 μl终止液(详见试剂盒)，酶标仪590 nm波长测OD值。LDH试剂盒购自普迈格Promega公司，详细方法参考说明书。

1.2.9 小鼠肺部感染模型构建 培养细菌至OD≈0.9，PBS洗2次，调整至1×109CFU/ml；小鼠 (每组n=3) 麻醉后，滴鼻感染，每只小鼠滴20 μl细菌加10 μl PBS，即2×107CFU/只。感染48 h后，每只小鼠均用1 ml PBS 灌洗肺泡2次，共计2 ml小鼠肺泡灌洗液，1 000 r/min离心5 min收集细胞，用F4/80抗体和PI双染计数各组巨噬细胞死亡数量比例[22]。

1.2.10 肺部感染组织荷菌情况测定 C57BL/6J 雌鼠(n=5)，6～8周龄，体重为18～22 g，按上述实验方法，麻醉后，以每只小鼠滴CFU=2×107剂量，滴鼻感染。感染48 h后，取肺泡灌洗液、血液和灌洗后的肺脏匀浆液，进行平板菌落数统计。

2 结果

2.1 溶菌酶抗性实验检测金黄色葡萄球菌毒力因子OatA具有抗溶菌酶特性 根据本实验前期工作，利用同源重组， 成功构建金黄色葡萄球菌USA300毒力因子OatA基因缺失菌株；利用过表达载体pLI50成功回补OatA基因[21]。金黄色葡萄球菌毒力因子OatA 是金黄色葡萄球菌具有溶菌酶抗性的分子基础。本实验通过溶菌酶平板扩散实验证明，金黄色葡萄球菌OatA基因使金黄色葡萄球菌具有溶菌酶抗性，图1A、B所示。同时，PCR扩增OatA基因结果证实实验使用的三种菌株的基因型正确(图1C)，且经测定，三株菌生长曲线一致(图1D )。这些实验数据为接下来的实验提供了实验基础。

2.2 在体外OatA基因缺失菌株引起巨噬细胞大量死亡 为了探讨在金黄色葡萄球菌感染巨噬细胞中OatA是否存在作用，本实验首先在体外以MOI=20剂量的野生菌株、OatA基因缺失菌株和OatA基因回补菌株分别感染BMDMs 6 h，检测细胞LDH释放量。LDH为乳酸脱氢酶，当细胞死亡细胞膜破裂时，会释放到细胞外，LDH释放量即能说明细胞死亡情况。如图2A所示，与野生菌株比，金黄色葡萄球菌OatA基因缺失株感染引起BMDMs大量死亡，而OatA基因回补株感染细胞，细胞死亡情况与野生株相似。进一步流式细胞术检测细胞死亡情况，如图2B、C所示，得到与图2A相一致的结果。综上所述，在体外实验中， OatA基因与金黄色葡萄球菌感染引起的细胞死亡有关。

2.3 在体内OatA基因缺失菌株不利于细菌在体内生存 为了进一步验证OatA基因缺失菌株在体内是否也同样能诱导巨噬细胞大量死亡，本实验采用滴鼻的方式构建金黄色葡萄球菌肺部感染模型，在体内探讨OatA的作用。在小鼠麻醉后，每只小鼠缓慢滴入20 μl菌液，CFU为2×107，然后再滴10 μl BS，感染后2 d取小鼠肺泡灌洗液，PI和F480双染后，流式细胞术检测巨细胞死亡情况。如图3所示，相比野生菌株，感染后，OatA基因缺失菌株能诱导肺泡巨噬细胞大量死亡，而OatA回补引起的细胞死亡的数量与野生菌株无差异(图3A、B)，与体外实验结果一致。为了进一步探究OatA基因对细菌在体内生存的影响，在小鼠肺部感染金黄色葡萄球菌后，分析了血液、肺泡灌洗液和灌洗后肺脏的细菌负荷情况。结果显示， 相比野生株和OatA基因回补株，OatA基因缺失株在血液和肺泡灌洗液中的负荷量显著降低(图3C～E)。该结果表明OatA基因缺失不利于金黄色葡萄球菌在体内生存。

图1 OatA基因使金黄色葡萄球菌USA300具有溶菌酶抗性Fig.1 OatA makes S.aureus resistant against lysozymeNote: A.Lysozyme resistance assay;B.Statistics of diameter of lysozyme bacteriostatic ring (n=3);C.Identification of OatA gene of three used bacteria in research by PCR;D.Bacterial growh curve.WT.Wild type of S.aureus USA300;ΔoatA(or Δ),OatA gene deletion strain;Δ::OatA(or Δ::),OatA gene complemented strain.

图2 体外检测巨噬细胞死亡Fig.2 Detection of macrophages death in vitroNote: A.Macrophages death was detected by lactate dehydrogenase (LDH) release assay;B.Macrophages death was detected by flow cytometry;C.Statistics of the data of flow cytometry.WT,wild type of S.aureus USA300;ΔoatA,OatA gene deletion strain;Δ::OatA,OatA gene complemented strain.**.P<0.01.

图3 体内检测巨噬细胞死亡Fig.3 Detection of macrophages death in vivoNote: A.Alveolar macrophages death was detected by flow cytometry;B.Statistics of the data of flow cytometry.C-E.Bacterial burden in the model of pulmonary infection with S.aureus.WT,wild type of S.aureus USA300;ΔoatA,OatA gene deletion strain;Δ::OatA,OatA gene complemented strain.*.P<0.05;***.P<0.001.

3 讨论

病原菌入侵宿主后，巨噬细胞吞噬消化是天然免疫防御系统的第一道防线。巨噬细胞通过吞噬溶酶体裂解细菌，使细菌表面配体完全暴露，细菌内部配体大量释放，有利于模式识别受体 (Pattern recognition receptor，PRRs)对细菌的识别，从而启动全面的免疫反应，加快宿主对病原菌的清除或杀伤[23]。然而，为了在宿主中完成必要的生命周期，细菌如金黄色葡萄球菌已经具有许多逃避宿主免疫系统的机制，如摧毁白细胞、改变白细胞募集或功能及抑制补体系统和抗菌肽等[24,25]，从而利于其定殖、感染、扩散。细菌毒力因子是其逃避机制的分子基础。金黄色葡萄球菌成功建立感染是对抗巨噬细胞是必经之路。在众多毒力因子中，乙酰转移酶OatA在细菌逃避宿主免疫反应中具有重要[14,20,26]。本实验和文献[10]证明，在金黄色葡萄球菌感染中，毒力因子OatA使细菌具有抗溶菌酶能力，抗溶菌酶和巨噬细胞功能有直接关系吗？从而，提高金黄色葡萄球菌在宿主中的存活能力(图2)。

逃逸巨噬细胞杀伤不一定要杀死巨噬细胞，巨噬细胞死亡对细菌生存并不有利。如在沙门菌感染宿主细胞中，沙门菌外膜蛋白能够维持SCVs (Salmonella-containing vacuoles) 的稳定性，持续活化Akt信号从而维持宿主细胞存活，利于细菌在胞内生存[27]。最近有文献报道，被吞噬的金黄色葡萄球菌能够在巨噬细胞内复制[28]。因此，在抑制巨噬细胞免疫反应的同时，维持巨噬细胞存活对于细菌是最好的结果。本实验结果显示，金黄色葡萄球菌能够通过毒力因子OatA抑制巨噬细胞死亡。预示在金黄色葡萄球菌感染中，OatA参与维持巨噬细胞存活，而具体机制仍需要进一步阐明。但是，OatA是通过怎么样的方式抑制巨噬细胞死亡，是直接还是间接，需要进一步证明。

在临床应用方面，有文献报道，OatA有望成为治疗单核细胞增生性李斯特菌感染的候选靶点，通过某些物质靶向OatA提高单核细胞增生性李斯特菌对某些抗菌药物(不局限于溶菌酶)的敏感性，从而治疗细菌感染[29]。目前此方法只在治疗单增李斯特菌感染中提出，在金黄色葡萄球菌感染中是否可行仍然未知。本实验表明，缺失OatA能使金黄色葡萄球菌丧失溶菌酶抗性，诱导更多的巨噬细胞死亡，从而并破坏复制场所，加强机体对细菌的清除。因此，OatA有可能作为治疗金黄色葡萄球菌感染的靶点，但仍需要进一步研究。

[1] McGuinness WA,Kobayashi SD,DeLeo FR.Evasion of neutrophil killing by staphylococcus aureus[J].Pathogens,2016,5(1)：32-44.

[2] Melo TA,Dos Santos TF,de Almeida ME,etal.Inhibition of Staphylococcus aureus biofilm by Lactobacillus isolated from fine cocoa[J].BMC Microbiol,2016,16(1):250.

[3] Sakwinska O,Giddey M,Moreillon M,etal.Staphylococcus aureus host range and human-bovine host shift[J].Applied Environmental Microbiol,2011,77(17):5908-5915.

[4] Missiakas D,Schneewind O.Staphylococcus aureus vaccines: Deviating from the carol[J].J Exp Med,2016,213(9):1645-1653.

[5] Buzzola FR,Alvarez LP,Tuchscherr LP,etal.Differential abilities of capsulated and noncapsulated Staphylococcus aureus isolates from diverse agr groups to invade mammary epithelial cells[J].Infect Immunity,2007,75(2):886-891.

[6] de Lassence A,Hidri N,Timsit JF,etal.Control and outcome of a large outbreak of colonization and infection with glycopeptide-intermediate Staphylococcus aureus in an intensive care unit[J].Clin Infect Disea,2006,42(2):170-178.

[7] Hines AJ,Rawlins PV.Staphylococcus aureus Septicemia with a fatal transmural myocardial infarction in a 27-week-gestation twin infant: a case study[J].Neonatal Network,2010,29(2):75-85.

[8] McAdow M,Kim HK,Dedent AC,etal.Preventing Staphylococcus aureus sepsis through the inhibition of its agglutination in blood[J].PLoS Pathogens,2011,7(10):e1002307.

[9] 李彦媚,赵喜红,徐泽智,等.金黄色葡萄球菌引起食物中毒的作用机制与其耐药性的研究进展[J].现代生物医学进展,2011,11(14):2786-2792.

[10] Le Loir Y,Baron F,Gautier M.Staphylococcus aureus and food poisoning[J].Gene Mole Res,2003,2(1):63-76.

[11] 陈菲菲,狄红霞,蓝乐夫.金黄色葡萄球菌重要毒力因子的功能及其抑制剂研究进展[J].科学通报,2013，58(36):3743-3752.

[12] Zecconi A,Scali F.Staphylococcus aureus virulence factors in evasion from innate immune defenses in human and animal diseases[J].Immunol Letters,2013,150(1-2):12-22.

[13] Abrams A.O-acetyl groups in the cell wall of Streptococcus faecalis[J].J Biological Chem，1958,230(2):949-959.

[14] Bera A,Herbert S,Jakob A,etal.Why are pathogenic staphylococci so lysozyme resistant? The peptidoglycan O-acetyltransferase OatA is the major deter minant for lysozyme resistance of Staphylococcus aureus[J].Mol Microbiol,2005,55(3):778-787.

[15] Pushkaran AC,Nataraj N,Nair N,etal.Understanding the structure-function relationship of lysozyme resistance in staphyl-ococcus aureus by peptidoglycan O-acetylation using molecular docking,dynamics,and lysis assay[J].J Chem Informat Modeling,2015,55(4):760-770.

[16] Moynihan PJ,Clarke AJ.Substrate specificity and kinetic characterization of peptidoglycan O-acetyltransferase B from Neisseria gonorrhoeae[J].J Biological Chem,2014,289(24):16748-16760.

[17] Schallenberger MA,Niessen S,Shao C,etal.Type I signal peptidase and protein secretion in Staphylococcus aureus[J].J Bacteriol,2012,194(10):2677-2686.

[18] Wolf AJ,Arruda A,Reyes CN,etal.Phagosomal degradation increases TLR access to bacterial ligands and enhances macrophage sensitivity to bacteria[J].J Immunol,2011,187(11):6002-6010.

[19] Shimada T,Park BG,Wolf AJ,etal.Staphylococcus aureus evades lysozyme-based peptidoglycan digestion that links phagocytosis,inflammasome activation,and IL-1beta secretion[J].Cell Host Microbe,2010,7(1):38-49.

[20] Aubry C,Goulard C,Nahori MA,etal.OatA,a peptidoglycan O-acetyltransferase involved in Listeria monocytogenes immune escape,is critical for virulence[J].J Infect Disea,2011,204(5):731-740.

[21] 张晓静,冯世源,杜崇涛,等.金黄色葡萄球菌OatA基因敲除菌株及其回补菌株的构建[J].现代生物医学进展,2015,15(15):2815-2819.

[22] Kitur K,Parker D,Nieto P,etal.Toxin-induced necroptosis is a major mechanism of Staphylococcus aureus lung damage[J].PLoS Pathogens,2015,11(4):e1004820.

[23] Faro-Trindade I,Willment JA,Kerrigan AM,etal.Characterisation of innate fungal recognition in the lung[J].PLoS One,2012,7(4):e35675.

[24] Reddick LE,Alto NM.Bacteria fighting back: how pathogens target and subvert the host innate immune system[J].Mol Cell,2014,54(2):321-328.

[25] Veldkamp KE,van Strijp JA.Innate immune evasion by staphylococci[J].Advan Exp Med Biol,2009,666:19-31.

[26] Bera A,Biswas R,Herbert S,etal.Influence of wall teichoic acid on lysozyme resistance in Staphylococcus aureus[J].J Bacteriol,2007,189(1):280-283.

[27] Mallo GV,Espina M,Smith AC,etal.SopB promotes phosphatidylinositol 3-phosphate formation on Salmonella vacuoles by recruiting Rab5 and Vps34[J].J Cell Biol,2008,182(4):741-752.

[28] Flannagan RS,Heit B,Heinrichs DE.Intracellular replication of Staphylococcus aureus in mature phagolysosomes in macrophages precedes host cell death,and bacterial escape and disse mination[J].Cell Microbiol,2016,18(4):514-535.

[29] Krawczyk-Balska A,Markiewicz Z.The intrinsic cephalosporin resistome of Listeria monocytogenes in the context of stress response,gene regulation,pathogenesis and therapeutics[J].J Applied Microbiol,2016,10(21)：251-265.

[收稿2016-11-08 修回2017-01-22]

(编辑 许四平)

Virulence factor O-acetyltransferase A inhibits Staphylococcus aureus infection-induced macrophage death

FENGShi-Yuan，LIUZhen-Zhen,HUGui-Qiu,YUShui-Xing,YANGYong-Jun,DUChong-Tao,CHENWei.

CollegeofVeterinaryMedicine,JilinUniversity,Changchun130062,China

Objective:To explore the effect of the virulence factor OatA during Staphylococcus aureus infection.Methods: In vitro,wild type of Staphylococcus aureus USA300,OatA gene deletion strain or OatA gene complemented strain were used to infect mice bone marrow divided macrophages (BMDMs).Subsequently BMDMs were separated and the case of cell death were detected.In vivo,mice pulmonary infection model was constructed with nasal inhalation of Staphylococcus aureus.Alveolar macrophages were isolated and the case of cell death were detected.Results: In contrast to wild type and OatA gene complemented strain,OatA gene deletion strain induced severer macrophage death both in vitro and in vivo.Conclusion: The virulence factor OatA inhibits Staphylococcus aureus infection-induced macrophage death.

Staphylococcus aureus;OatA;Macrophages;Cell death

10.3969/j.issn.1000-484X.2017.05.009

冯世源(1991年-)， 男，在读硕士，主要从事病原微生物与免疫方面的研究。

及指导教师：陈 巍(1972年-)，女，硕士，硕士生导师，主要从事动物生理学和免疫学方面的研究，E-mail：chew-cc@jiu.edu.cn.

R378.11

A

1000-484X(2017)05-0679-05