结核分枝杆菌对抗结核药物耐受机制的研究进展

张俊仙 吴雪琼



·综述·

结核分枝杆菌对抗结核药物耐受机制的研究进展

张俊仙 吴雪琼

结核分枝杆菌(Mtb)耐药是目前结核病治疗中亟待解决的难题之一。近20年来已部分阐明了Mtb的耐药分子机制，并建立了一些常见抗结核药物的分子药物敏感性试验方法并在临床应用，以指导化疗。笔者简要地概述了Mtb对抗结核药物耐受的4种分子机制及其新进展：(1)Mtb耐药相关基因突变；(2)Mtb外排泵基因过表达；(3)Mtb细胞壁渗透性的改变；(4)Mtb双组分系统表达显著升高。作者并指出了存在的问题及未来研究的方向，为耐药检测新方法的建立及抗结核新药的研发奠定基础。

结核分枝杆菌； 抗结核药； 抗药性, 细菌

我国结核病的耐药情况严重，是目前结核病治疗中亟待解决的难题之一。由于传统的药物敏感性试验(简称“药敏试验”)方法是建立在培养基础上的，繁琐、费时，不能满足临床开展早期、有效治疗的需求。近20年来结核分枝杆菌(Mtb)耐药分子机制的部分阐明，耐药相关基因的发现，建立了一些常见抗结核药物的分子药敏试验方法，并开发了试剂盒在临床推广应用，可敏感、特异、简便、快速地检测部分常见耐药基因型，指导临床化疗；但对其临床意义尚未达成共识。笔者简要地概述Mtb对抗结核药物耐受机制的研究进展，并指出其存在的问题及未来研究的方向，为耐药检测新方法的建立及抗结核新药的研发奠定基础。

Mtb耐药的分子机制

一、Mtb耐药相关基因及常见突变

见表1。

二、利福平耐受的分子机制

RFP耐药相关基因RNA聚合酶β亚单位编码基因(rpoB)突变是目前所有耐药基因中与传统药敏试验结果一致性最好的，Mtb RFP耐药菌株95%出现rpoB507～533位密码子(81 bp)突变，90%的点突变发生在该区域11个密码子，最常见的是531位和526位密码子突变，不仅导致高水平耐药，而且出现RFP与利福布汀交叉耐药的比例也高[1]。极少数菌株RFP耐药与RNA聚合酶α、β′亚单位的编码基因rpoA、rpoC突变相关[2]。

三、异烟肼耐受的分子机制

Mtb耐INH的发生机制较复杂，与下列一个或多个基因突变有关：如过氧化氢酶-过氧化物酶编码基因(katG)；烯酰基运载蛋白还原酶编码基因(inhA)和酮酰基酰基运载蛋白还原酶编码基因(fabG1)组成的操纵子；烷基过氧化氢酶还原酶编码基因(ahpC)；β-酮酰基酰基运载蛋白合成酶编码基因(kasA)。其中随机分布的katG突变是主要的耐药机制，70%～80%突变发生于315位密码子[3]，目前已成为INH耐药基因型检测的主要位点。但应清楚地认识到该突变只是导致酶活性降低，INH转换为异烟酸的效率降低，Mtb对INH只是低度或中度耐受，临床加大剂量继续用药是有效的；10%左右的菌株发生katG完全缺失，主要出现于高水平耐INH分离株。约12%耐INH分离株由inhA调节基因突变所致，-15位的突变已成为耐药基因检测的主要位点之一；inhA编码基因突变(如S94A)发生率高低不一(0%～65%)，由于只导致低水平耐INH，一般不列入临床检测位点。13%～18%耐INH分离株存在ahpC启动子突变，如-6、-9、-10、-12、-30和-42位突变导致ahpC表达增强，ahpC启动子是否突变可能是依据残留的katG蛋白活性，当残留的过氧化氢酶活性不足以维持细菌存活时，ahpC启动子突变以代偿性增加ahpC蛋白；低度耐INH株尚未见ahpC启动子突变。因此，ahpC表达增加是否直接参与某些Mtb分离株耐INH的产生尚有争论。ahpC编码基因极少突变，似乎与耐药无关。约10%的耐INH分离株存在kasA基因突变导致氨基酸密码子改变，如R121K、G269S、G312S和G387D，但18.8%的INH敏感株也发现有kasA312位密码子突变，该位点可能存在基因多态性[4]。最近发现无上述耐药相关基因突变的INH耐受的Mtb分离株存在mabAG609A沉默突变，已证实该突变导致inhA表达上调而引起INH耐受[5]。

表1 Mtb对抗结核药物耐药的相关基因及常见突变

注 利福平(rifampicin,RFP)；异烟肼(isonicotiny hydrazide，INH)；乙胺丁醇(ethambutol，EMB)；链霉素(streptomycin，Sm)；吡嗪酰胺(pyrazinamide，PZA)；乙硫异烟胺(ethionamide，Eto)；丁胺卡那霉素(amikacin, AK)；卡那霉素(kanamycin,Km)；卷曲霉素(capreomycin，Cm)；紫霉素(viomycin, Vm)；硝基咪唑吡喃类化合物的一个先导化合物(pretonamid,PA-824)；氯法齐明(Clofazimine，Cfz)；贝达喹啉(bedaquiline，Bdq)；环丝氨酸(cycloserine，Cs)

四、乙胺丁醇耐受的分子机制

Mtb耐EMB与阿拉伯糖基转移酶的编码基因embABC操纵子表达增高或突变有关。98%的Mtb耐EMB分离株有embB、embC和embA基因突变，36%～70.6%耐EMB菌株为embB基因突变，47%～89%发生在306位密码子，已成为临床检测的主要位点。embB306、embB406、embA(-16)和embB497是常见的突变位点，Cheng等[6]对34个研究进行Meta分析，结果显示通过PCR-DNA测序embB306的敏感度和特异度分别为57%和93%；测序embB306、embB406和embB497位密码子的敏感度和特异度分别为76%和89%。有研究认为embB306、embB406基因多态性是其生物学活性的一种变化，常出现于耐药菌株是因为传播所致，与EMB耐受并无直接的关系。最近发现转录激活剂embR基因突变也可能与EMB耐受有关，但需进一步研究证实[7]。

五、链霉素耐受的分子机制

70%～95%的Mtb耐Sm是由于其核糖体蛋白S12编码基因(rpsL)和(或)16SrRNA编码基因(rrs)突变所致，因此已成为临床检测的主要耐药基因。rpsL的突变率显著高于rrs突变，rpsLK43R突变的发生率最高，少数分离株发生K88R突变；rrs突变常发生于905和513位核苷酸。一项研究显示7-甲基鸟苷酸[m(7)G]甲基转移酶编码基因(gidB)突变导致16SrRNA中的m(7)G修饰丢失而引起Sm耐药[8]，如gidBF12L和A80P突变常出现于无rpsL和rrs基因突变的耐Sm分离株中。但gidB基因的自然突变率较高，如L16R和S100F突变属于基因多态性，与耐Sm无关；A80P也可能出现于Sm敏感的MDR菌株中，但不会出现于全敏感菌株中，这可能与gidB突变导致低水平Sm耐受有关。

六、吡嗪酰胺耐受的分子机制

Mtb耐PZA是由于其吡嗪酰胺酶编码基因(pncA)突变所致，突变广泛分布于编码基因(约占79%)和启动子(约占3%)，现已发现120多种突变，绝大多数为单个点突变，相对热点区域位于3～17、61～85和132～142位密码子[9]。但应注意的是，约9%的pncA突变也出现在PZA敏感株中，有些突变只存在于PZA敏感株中，有些突变(如I31S或T、D33A、A146C突变)在PZA敏感株和耐药株中均可见，一些PZA耐药菌株含有野生型的pncA和正常的吡嗪酰胺酶活性[10]。最近发现，一些PZA耐药株无pncA突变却存在核糖体蛋白S1(rpsA)基因突变，从而影响吡嗪酸与rpsA结合，导致耐药的发生[11]。最近发现少数无pncA和rpsA基因突变的PZA耐药菌株是由于天冬氨酸脱羧酶基因(panD)突变所致,如G351A、A62G、A145G、G382T、T413C、A389G和T400C[12]。

七、氟喹诺酮类药物耐受的分子机制

DNA旋转酶A亚单位编码基因(gyrA)67～106位密码子是Mtb氟喹诺酮类药物耐药决定区(QRDR)，是大多数菌株耐氟喹诺酮类药物的主要原因。对56个文献报道的3846株耐氟喹诺酮类药物的菌株进行综合分析[13]，gyrA突变21%～32%位于D94G、13%～20%位于A90V，存在于87%的耐莫西沙星(moxifloxacin,Mfx)菌株和83%的耐氧氟沙星(ofloxacin,Ofx)菌株。耐环丙沙星(ciprofloxacin, CIP)菌株中，gyrA突变率为75%～94%，常见D94N或H或G或Y或A、A90V、G88C、W91P和A83V突变；耐Ofx分离株中发现gyrAR87H。A90V、D94A和D94Y置换导致Mfx低水平耐受，而其他突变导致较高水平的耐受[14-15]。但gyrAT80A、T80A+A90G、A90G、G247S和A384V突变株对所有氟喹诺酮类药物均敏感；A74S突变株对Mfx低水平耐受，但对Mfx、左氧氟沙星(levofloxacin,Lfx)和Ofx敏感；A74S+D94G双重突变对所有氟喹诺酮类药物均产生交叉耐药性[16]。

少数(5%～15%)耐氟喹诺酮类药物的菌株可见DNA旋转酶β亚单位编码基因(gyrB)突变，如T511N、P592S；N538D、E540V 和R485C+T539N均可导致Mfx、CIP、Lfx和Ofx耐药；D500H和D500N只产生Lfx和Ofx耐药；N538K和E540D只导致Mfx耐药；T539N、T539P或N538T+T546M导致Mfx低水平耐受[16]。

四是为调解协议的全面履行提供了法律保障。人民调解协议一经司法确认，就具备了与民事判决书、调解书、裁定书同等的法律效力。如果一方当事人不履行协议，另一方即可向人民法院申请强制执行。由于“一站式”司法确认机制方便、快捷、及时和高效，为人民调解协议的全面履行，提供了更为坚实的法律保障。

八、乙硫异烟胺耐受的分子机制

Mtb耐Eto是由于其作用靶分子inhA编码基因和启动子区域突变所致。最近发现其激活剂单氧酶编码基因rv3854c(etaA或ethA)突变可使Eto的最低抑菌浓度(MIC)升高(>50 μg/ml)[17]；ethA与inhA结构基因同时突变引起相对高水平的Eto耐受(约76%分离株MIC>50 μg/ml)[18]。ethA基因突变也会导致对Eto、氨硫脲、硫卡利特(tiocarlide)之间产生交叉耐药性。约4%的Mtb分离株是由于ethA转录抑制因子ethR(Rv3855)突变而导致对Eto耐受[17]。

九、其他抗结核药物耐受的分子机制

1. AK和Km、Cm和Vm：rrs基因突变会导致Mtb对这些二线抗结核药物耐受；rrs基因突变率为50%～84%，最常见的突变是A1401G置换(60.5%)[19]，极少数分离株发生C1402T置换[20]。Mtb对Cm与Vm是完全交叉耐受。rrsA1401G突变出现于60%～84%耐Km菌株、50%～80%耐AK或Cm菌株和7% Cm敏感株，这些菌株对Vm敏感，rrs1401位基因突变可能是高水平的AK-Km-Cm交叉耐药的重要标志物。rRNA转甲基酶编码基因tlyA(rv1694)突变也会导致Cm和Vm耐药，tlyA和rrsA1401G同时突变时，Km和AK MIC与rrsA1401G突变株相似，但Cm和Vm MIC高于tlyA突变株或rrsA1401G突变株；Km低水平耐药株一般对Cm敏感，无rrs突变；Km高水平耐药株一般对Cm也耐药，有rrsA1401G或G1484T突变。Mtb 特异的增强细胞内存活(enhanced invracellular survival，eis)基因或启动子区域突变也可能与氨基糖苷类药物耐受有关，如-10、-35位及V163I、A207T、V396I氨基酸改变。

2.PA-824：最近发现83%的Mtb耐 PA-824菌株有下列5个基因之一突变[21]：与PA-824前体活化相关的硝基还原酶基因ddn(rv3547，29%)和葡萄糖-6-磷酸脱氢酶基因fgd1(7%)；与辅酶F420脱氮黄素生物合成途径间接相关的2-磷酸-L-乳酸转移酶基因fbiA(19%)、fbiB(rv3262，2%)和7,8-二脱甲基-8-羟基-5′脱氮核黄素-5′-磷酸盐合成酶基因fbiC(26%)，这些突变位于蛋白质的催化结构域内，抑制了PA-824前体活化所需酶的活性从而导致耐药。

3. Cfz和Bdq：Mtb对Cfz和Bdq有交叉耐受性，外排泵MmpS5-MmpL5 编码基因转录抑制因子rv0678基因突变导致外排泵过表达而产生Cfz和Bdq耐受[22-23]。约97%的Cfz耐受菌株存在rv0678基因突变，193位(43.8%)和466位(11.5%)碱基是常见的突变位点，少数菌株出现A202G突变。在没有rv0678基因突变的菌株中也发现rv1979c和rv2535c突变，但其与Cfz耐受的关系尚需进一步证实[24]。

5. Cs：Mtb耐受Cs可能与谷氨酸脱羧酶编码基因(gadA)和D-丙氨酸消旋酶编码基因(alrA)突变有关，已证明其作用靶标alrA启动子突变(G>T)而导致Cs耐受；辅酶Q和甲基萘醌类代谢相关的基因也可能参与了Cs耐受[26]。

十、耐药基因的表达调控

抗结核药物耐受不仅与耐药相关基因突变有关，还与耐药基因表达调控有关。分枝杆菌氟喹诺酮类药物耐受蛋白A(MfpA)是新鉴定的DNA旋转酶抑制剂，可以模拟DNA双螺旋结构，与DNA旋转酶相互作用，从而阻断氟喹诺酮的结合；MfpA突变会降低Mtb对氟喹诺酮类药物的抗性。分枝杆菌喹诺酮耐受蛋白B(MfpB)是一个小GTP酶，以GTP结合的形式与MfpA直接相互作用，通过抑制MfpA的活性来调控DNA旋转酶的活性和保护DNA旋转酶免受氟喹诺酮类药物的影响；MfpB突变GTP酶活性降低，对DNA旋转酶的保护减弱而增加对药物的易感性。MfpA和MfpB过表达均会提高耐多药Mtb对氟喹诺酮的抗性[27]。这为进一步了解对氟喹诺酮类药物抗性形成的机制和开发新的氟喹诺酮类药物和药物靶标提供了理论基础。

sigI是Mtb调节基因之一，它可直接作用于katG启动子区从而调控katG的转录表达。已证实sigI基因缺失或改变会导致Mtb对INH耐受。

药物外排泵机制

药物外排泵(EPs)系统也是Mtb耐药的一种机制，EPs由蛋白质组成，主要为膜蛋白，也被称为转运蛋白，Mtb可将进入菌体的抗结核药物从细胞浆泵出细胞外，使细胞内药物浓度降低不能达到抑菌、杀菌的作用。这种泵是需要能量的，目前在分枝杆菌发现的EPs属于下列4个家族：ATP结合盒超家族(ABC)(如Rv0194、Rv1218c-Rv1217c、Rv1273c-Rv1272c、Rv1348-Rv1349、Rv1456c-Rv1457c-Rv1458c、Rv1473、Rv1667c-Rv1668c、Rv1686c-Rv1687c、Rv1819、Rv2477、Rv2688c-Rv2687c-Rv2686c和drrA-drrB-drrC)；主要促进剂超家族(MFS)[如Rv0037c、Rv0191、Rv0783c、Rv0849、Rv1250、Rv1258c、Rv1410c(P55)、Rv1634、Rv1877、Rv2333c、Rv2456c、Rv2459、Rv2846c (efpA)、Rv28994、 Rv3239c和Rv3728]；耐受小结分裂家族(RND)(如mmpL7、mmpS5-mmpL5)和小的耐多药家族(SMR)[如mmr(Rv3065)]。

增高EPs活性可能是细菌耐药产生的第一步。Gupta等[28]发现Mtb暴露于不同抗结核药物后，应用DNA微阵列分析25个药物EPs，下列10个基因过表达：Rv3065、Rv2938、Rv1819、Rv2209、Rv2459、Rv2477c、Rv2688、Rv2846、Rv2994和Rv3728。目前的研究已证明EPs抑制剂(如氯丙嗪、甲硫哒嗪、维拉帕米、利血平或奥美拉唑洛赛克)与抗结核药物联合应用可减少耐药的产生，但仍需进一步临床试验证明EPs抑制剂联合用于治疗结核病确实安全、有效。目前已发现的与Mtb耐药相关的外排泵蛋白见表2。

EP基因的转录调节子也可能参与了Mtb对抗结核药物的耐药机制[29]。Mtbrv1258c和rv1473调节子表达激活，使耐多药系统中的whiB7基因在细菌生长晚期和平台早期转录表达增高5倍，导致对药物耐受。另一转录调节子marA主要正调节RND家族的EP，在Mtb和耻垢分枝杆菌中过表达时，可导致对RFP、INH、EMB、四环素和氯霉素的耐受增加。此外，Mtbrv1931c、rv3736和rv3833基因与marA基因有30%的同源性，也可能调节EP基因的过表达。但EP转录调节机制与Mtb临床耐药的相关性仍需进一步的研究。

表2 Mtb对抗结核药物耐药相关的外排泵蛋白对药物的耐受情况

细胞壁渗透性改变机制

Mtb细胞壁渗透性的改变导致药物摄入量的减少也可能是耐药产生的原因之一。目前研究发现，在抗结核药物存在下鸟胞内分枝杆菌复合群细胞壁结构会改变，形成细胞壁渗透屏障而降低了RFP摄入导致耐药。Mtb细胞壁缺陷如L型也是形成耐药的一个重要机制[30]。

双组分系统与耐药的相关性

Mtb双组分系统(two-component systems，TCS)由一个组氨酸激酶和一个反应调节子组成，是细菌感应体内外环境变化做出相应反应以适应微环境并得以生存的重要的调控系统。目前，发现了11对完全的Mtb TCS、2个单独的反应调节子和4个单独的组氨酸激酶，它们也可能通过调控药物EPs或细胞壁渗透性而与耐药相关，在抗结核药物中表达显著升高的TCS如Rv0491、Rv3133c、Rv3246c和Rv3143可能是Mtb耐药的重要机制之一[31]。但TCS与耐药的关系尚需进一步的深入研究。

存在的问题及展望

Mtb的耐药机制尚未完全研究清楚，目前的研究表明大多数Mtb菌株对一线、二线抗结核药物耐受主要是因为其作用靶标或其调控系统的改变，少数菌株是由于外排泵机理所致，但菌体细胞壁通透性改变和TCS等也参与了少数菌株耐药的发生。因此，Mtb临床耐药性产生可能是在化疗过程中原始感染的敏感株通过多种耐药机制协同作用而逐步演变成耐药株。但仍有许多问题值得进一步研究，如仍有部分耐药分离株不能用现有的耐药机制解释，说明可能存在其他的耐药机理，有待研究；耐药菌株播散的地区差异导致不同性质突变的发生率不完全一样，深入了解不同区域耐药基因突变的分布，有助于Mtb耐药分子流行病学调查；某些耐药基因位点突变与耐药表型之间的关系仍需进一步研究，以确定其临床意义；Mtb对许多二线抗结核药物的耐药机制尚不清楚，可借鉴原核生物的研究成果进行这方面的研究；不同药物之间的交叉耐药性尚需进一步研究。耐药机制的阐明不仅有利于建立快速的耐药检测方法、开发新的抗结核药物，而且有助于发明新的化疗方法，如采用耐受通路的抑制剂，可使Mtb耐受的药物复活或增效，而使耐药的细菌恢复对抗生素的敏感性。

[1] 沈静,赵雁林,逄宇,等. 131株耐多药结核分枝杆菌对利福布丁与利福平交叉耐药的研究. 中国防痨杂志, 2015,37(4): 377-382.

[2] de Vos M, Müller B, Borrell S, et al. Putative compensatory mutations in the rpoC gene of rifampin-resistantMycobacteriumtuberculosisare associated with ongoing transmission. Antimicrob Agents Chemother, 2013, 57(2): 827-832.

[3] 马峻，陈高瞻，董洁莉，等. 武汉地区耐异烟肼结核分枝杆菌临床分离株katG基因突变的分子特征分析. 中国防痨杂志, 2015，37(1)：95-97.

[4] Lee AS, Lin IH, Tang LL, et al. Contribution ofkasAanalysis to detection of isoniazid-resistantMycobacteriumtuberculosisin Singapore. Antimicrob Agents Chemother, 1999, 43(8):2087-2089.

[5] Ando H, Miyoshi-Akiyama T, Watanabe S, Kirikae T. A silent mutation in mabA confers isoniazid resistance onMycobacteriumtuberculosis. Mol Microbiol, 2014, 91 (3): 538-547.

[6] Cheng S, Cui Z, Li Y, et al. Diagnostic accuracy of a molecular drug susceptibility testing method for the antituberculosis drug ethambutol: a systematic review and Meta-analysis. J Clin Microbiol,2014, 52(8):2913-2924.

[7] Brossier F, Sougakoff W, Bernard C,et al. Molecular analysis of theembCABlocus andembRgene involved in resistance to ethambutol in clinical isolates ofMycobacteriumtuberculosisin France. Antimicrob Agents Chemother, 2015, 59(8):4800-4808.

[8] Verma JS, Gupta Y, Nair D, et al. Evaluation ofgidBalterations responsible for streptomycin resistance inMycobacteriumtuberculosis. J Antimicrob Chemother, 2014, 69(11):2935-2941.

[9] Ramirez-Busby SM, Valafar F. A systematic review of mutations in pyrazinamidase associated with pyrazinamide resistance inMycobacteriumtuberculosisclinical isolates. Antimicrob Agents Chemother, 2015, 59(9):5267-5277.

[10] Bhuju S, Fonseca Lde S, Marsico AG, et al.Mycobacteriumtuberculosisisolates from Rio de Janeiro reveal unusually low correlation between pyrazinamide resistance and mutations in thepncAgene. Infect Genet Evol, 2013, 19:1-6.

[11] Tan Y, Hu Z, Zhang T, et al. Role of pncA and rpsA gene sequencing in detection of pyrazinamide resistance inMycobacteriumtuberculosisisolates from Southern China. J Clin Microbiol,2014,52(1):291-297.

[12] Zhang S, Chen J, Shi W, et al. Mutations in panD encoding aspartate decarboxylase are associated with pyrazinamide resistance inMycobacteriumtuberculosis. Emerg Microbes Infect,2013,2(6):e34.

[13] Avalos E, Catanzaro D, Catanzaro A, et al. Frequency and geographic distribution ofgyrAandgyrBmutations associated with fluoroquinolone resistance in clinicalMycobacteriumtuberculosisisolates: a systematic review. PLoS One, 2015, 10(3):e0120470.

[14] Mayer C, Takiff H. The Molecular Genetics of Fluoroquinolone Resistance inMycobacteriumtuberculosis.Microbiol Spectr,2014,2(4):MGM2-0009-2013.

[15] Willby M, Sikes RD, Malik S, et al. Correlation betweenGyrAmutations and ofloxacin, levofloxacin and moxifloxacin cross-resistance inMycobacteriumtuberculosis. Antimicrob Agents Chemother, 2015, 59(9):5427-5434.

[16] Malik S, Willby M, Sikes D, et al. New insights into fluoroquinolone resistance inMycobacteriumtuberculosis: functional genetic analysis ofgyrAandgyrBmutations. PLoS One, 2012, 7(6):e39754.

[17] Morlock GP, Metchock B, Sikes D, et al.ethA,inhA, andkatGloci of ethionamide-resistant clinicalMycobacteriumtuberculosisisolates. Antimicrob Agents Chemother, 2003, 47(12):3799-3805.

[18] Vilchèze C, Jacobs WR Jr. Resistance to Isoniazid and Ethionamide inMycobacteriumtuberculosis: Genes, Mutations, and Causalities. Microbiol Spectr, 2014, 2(4):MGM2-0014-2013.

[19] Du Q, Dai G, Long Q, et al.MycobacteriumtuberculosisrrsA1401G mutation correlates with high-level resistance to kanamycin, amikacin, and capreomycin in clinical isolates from mainland China. Diagn Microbiol Infect Dis, 2013, 77(2):138-142.

[20] 孙勇，邢青，张治国，等. 北京地区对卷曲霉素和阿米卡星耐药结核分枝杆菌的rrs和tlyA基因突变研究. 中国防痨杂志, 2015，37(6)：616-621.

[21] Haver HL, Chua A, Ghode P, et al. Mutations in the F420 biosynthetic pathway and a nitroreductase 2 enzyme are the primary resistance determinants in spontaneous in vitro selec-ted PA-824 mutants ofMycobacteriumtuberculosis. Antimicrob Agents Chemother, 2015,59(9):5316-5323.

[22] 左小淑, 王彬, 徐建付, 等. 结核分枝杆菌对氯法齐明耐药的体外诱导实验研究. 中国防痨杂志， 2015，37(6)：632-636.

[23] Andries K，Villellas C，Coeck N，et al．Acquired resistance ofMycobacteriumtuberculosisto bedaquiline．PLoS One，2014，9(7)：e102135．

[24] Zhang S, Chen J, Cui P, et al. Identification of novel mutations associated with clofazimine resistance inMycobacteriumtuberculosis. J Antimicrob Chemother, 2015, 70(9):2507-2510.

[25] Buriánková K, Doucet-Populaire F, Dorson O, et al. Molecular basis of intrinsic macrolide resistance in theMycobacteriumtuberculosiscomplex. Antimicrob Agents Chemother，2004, 48(1): 143-150.

[26] Hong W, Chen L, Xie J. Molecular basis underlyingMycobacteriumtuberculosisD-cycloserine resistance. Is there a role for ubiquinone and menaquinone metabolic pathways? Expert Opin Ther Targets, 2014, 18(6):691-701.

[27] Tao J, Han J, Wu H, et al. Mycobacterium fluoroquinolone resistance protein B, a novel small GTPase, is involved in the regulation of DNA gyrase and drug resistance. Nucleic Acids Res, 2013, 41(4):2370-2381.

[28] Gupta AK, Katoch VM, Chauhan DS, et al. Microarray analy-sis of efflux pump genes in multidrug-resistantMycobacteriumtuberculosisduring stress induced by common antituberculous drugs. Microb Drug Resist, 2010, 16(1):21-28.

[29] da Silva PE, Von Groll A, Martin A, et al. Effux as a mechanism for drug resistance inMycobacteriumtuberculosis. FEMS Immunol Med Microbiol, 2011, 63(1):1-9.

[30] 王和，罗振华，徐艳，等.细胞壁缺陷结核分枝杆菌耐药性的基因研究.中国抗生素杂志，2007,32(10):636-640.

[31] 周磊，马越云，黄芳，等.耐多药结核分枝杆菌双组份系统反应调节子表达的研究.中华检验医学杂志，2011，34(9):800-804.

(本文编辑：王然 薛爱华)

Research progress in the mechanism of drug resistance in Mycobacterium tuberculosis

ZHANG Jun-xian, WU Xue-qiong.

Institute for Tuberculosis Research,Army Tuberculosis Prevention and Control Key Laboratory, Beijng Key Laboratory of New Techniques of Tuberculosis Diagnosis and Treatment,the 309th Hospital of Chinese People’s Liberation Army,Beijing 100091, China

WU Xue-qiong，Email: xueqiongwu@139.com

Mycobacteriumtuberculosis(Mtb) resistance to drugs is one of the difficult problems to be solved in the treatment of tuberculosis (TB). In the last 20 years, some molecular mechanisms of drug resistance in Mtb have been clarified, and some molecular drug susceptibility test methods for the common anti-TB drugs have been established and used to direct the chemotherapy in the clinic. This paper briefly overviews four molecular mechanisms of drug resistance in Mtb and its new progress: (1) The mutations of Mtb drug-resistance associated genes；(2) The over-expression of Mtb efflux pump genes; (3) The change of Mtb cell wall permeability; (4) The high expression of Mtb two component system. We also point out the existing problems and future research direction, which will lay the foundation for developing new detection methods of Mtb drug resistance and studying new anti-TB drugs.

Mycobacteriumtuberculosis； Antitubercular agents； Drug resistance, bacterial

10.3969/j.issn.1000-6621.2015.11.014

100091 北京，解放军第三〇九医院全军结核病研究所 全军结核病防治重点实验室 结核病诊疗新技术北京市重点实验室

吴雪琼，Email: xueqiongwu@139.com

2015-07-30)