体外诱导人脐带华通胶间充质干细胞向内皮细胞分化过程中APJ表达变化

曹芳英，张宁坤，高连如，朱智明

·心血管疾病与转化医学·

体外诱导人脐带华通胶间充质干细胞向内皮细胞分化过程中APJ表达变化

曹芳英，张宁坤，高连如，朱智明

目的研究人脐带华通胶间充质干细胞（human umbilical cord Wharton′s Jelly-mesenchymal stem cells，HUW-MSCs）体外诱导向内皮细胞分化过程中表面APJ受体表达的变化，探讨APJ是否可作为鉴定内皮细胞的早期细胞表面标志物。方法剖宫产取脐带后分别用酶消化和组织贴壁法培养获得脐带华通胶间充质干细胞，用酶消化法获得人脐静脉内皮细胞（human umbilical vein endothelial cells，HUVECs）。取2×107第2代HUW-MSCs用单克隆APJ-APC荧光抗体标志后行流式分选，测定HUW-MSCs实验前细胞表面表达APJ的水平。实验分3组：诱导组MSCs用含血管内皮细胞生长因子5μg／L、碱性成纤维细胞生长因子10μg／L、表皮生长因子10μg／L和10%胎牛血清（fetal bovine serum，FBS）M199培养基培养；共同培养组MSCs先与HUVECs在Transwell 6孔培养板中，用含10%FBS的M199培养5～7 d后转入25 cm2培养瓶中继续培养，培养液为含10%FBS的M199和培养1 d内皮细胞的M199（2∶1）混合培养基；单纯培养组细胞培养基为含10% FBS的M199。培养周期为14 d。分别于第7、10、14天流式检测各组细胞APJ表达水平，同时检测内皮细胞表面APJ水平作为阳性对照。另外于第7、14天检测3个实验组、内皮细胞组、HUW-MSCs组内皮细胞早期标志物CD309表达变化情况，比较各实验组之间APJ与CD309变化趋势。结果HUW-MSCs流式分选出5× 103APJ＋-HUW-MSCs，表面表达APJ基本呈阴性。诱导组、共同培养组和单纯培养组细胞形态均较HUWMSCs有显著改变，诱导组呈圆形、线性、网状，共同培养、单纯培养组细胞呈卵圆形、长梭形。另外，诱导组生长最快，增殖能力最强；单纯培养组次之；共同培养组细胞生长缓慢，增殖能力最弱。第7、10、14天，3组细胞CD309表达分别为诱导组1.8%、2.6%和8.8%，共培养组0.5%、2.5%和4.7%，单纯培养组0.3%、2.1%和2.7%。第7、10、14天各组APJ阳性表达率分别为诱导组0.5%、0.9%和5.2%，共培养组0.4%、0.8%和3.0%，单纯培养组0.2%、0.6%和2.1%。结论HUW-MSCs表面APJ表达基本呈阴性，HUW-MSCs向内皮细胞诱导分化过程中APJ表达逐渐上调，与内皮细胞早期标志物CD309变化趋势基本一致，可作为早期内皮细胞鉴定的标志物。

脐带华通胶；间充质干细胞；血管内皮细胞；APJ受体；细胞标志物

1993年O′Dowd发现了7次跨膜的G蛋白偶联受体APJ，由位于11号染色体q12基因编码。APJ的内源性配体是Apelin，Apelin／APJ系统与肾素-血管紧张素系统存在高度的交互作用，在心血管系统中主要起正性变力、血容量和血压调节作用。1996年研究发现内皮细胞和胚胎中的脉管系统前体细胞表达APJ。近期，Vodyanik等［1］研究人胚胎干细胞定向诱导分化为中胚层细胞时，发现中胚层中存在表达APJ阳性的细胞，他们称为间质成血管细胞（mesenchymoangioblast），是间充质干细胞和内皮细胞共同的前体细胞。本文研究体外经血管内皮细胞生长因子（vascular endothelial growth factor，VEGF）、碱性成纤维细胞生长因子（basic fibroblast growth factor，bFGF）及表皮生长因子（epidermal growth factor，EGF）等细胞因子和内皮细胞非接触共同培养两种方法，定向诱导HUW-MSCs向内皮细胞分化，观察诱导过程中细胞表面APJ受体表达的变化，探讨APJ是否可作为内皮细胞的早期鉴定的细胞表面标志物。

1 材料与方法

1.1 主要试剂与仪器 达尔伯克改良伊格尔培养液（Dulbecco′s modified Eagle′s medium，DMEM）、M199培养液、胎牛血清（fetal bovine serum，FBS）美国Gibco公司，VEGF、bFGF、EGF美国PeproTech公司，APJ-APC美国R＆D公司，CD309-澡红蛋白（phycoerythrin，PE）美国BD公司，Dil标记乙酰化低密度脂蛋白（Dil-labeled acetylated low density lipoprotein，DIL-Ac-LDL）美国Invitrogen公司，血管假性血友病因子（von Willebrand factor，vWF）武汉博士德生物公司，Transwell美国Corning公司，CO2培养箱美国Thermo公司，倒置显微镜日本Olympus公司，流式细胞仪美国BD公司。

1.2 实验方法

1.2.1 HUW-MSCs的分离与培养 经医院伦理委员会批准及孕妇知情同意后，取无菌新鲜的足月剖宫产健康胎儿脐带。用磷酸盐缓冲液（phosphate saline buffer，PBS）洗净血污后剪成数段，沿脐静脉剪开后剔除脐静脉和脐动脉，剥离华通胶，用组织剪将无菌培养皿中华通胶剪碎成1 mm×1 mm×1 mm及以下组织块，分别转入75 cm2的培养瓶和50 ml离心管中。培养瓶中加入10 mL含有10%胎牛血清（fetal bovine serum，FBS）及1%青、链霉素的DMEM后置37℃，5%CO2饱和湿度的CO2培养箱中培养。离心管中加入Ⅱ型胶原酶浸没华通胶组织后，置于37℃水浴箱消化12 h，待华通胶消化完全后，向消化液加入含20%FBS的DMEM（体积比1∶4）后分装于75 cm2的培养瓶中后置入培养箱中培养。显微镜观察细胞生长情况，待贴壁法和消化法培养瓶中开始出现细胞后首次半量换液，以后每3～4 d换液处理，细胞融合至90%左右传代。

1.2.2 HUVECs的分离、培养与鉴定 将剥离的脐静脉放入15 mL离心管中，加入0.25%胰酶浸没组织后置于37℃水浴箱中消化13min，加入1mL FBS终止消化，收集消化液1 500 r／min×10 min离心，弃上清，加入含有10 mL 10%FBS及1%青、链霉素的M199培养液混匀，移入25 cm2的培养瓶中后置入培养箱中培养，每3～4 d换液处理，细胞融合至90%左右传代。取第2代细胞消化离心，用PBS重悬后，以每管体积100μL分装于3个15 mL离心管中，其中1、2管分别加入10μL CD309-PE和APJAPC等荧光抗体后孵育30min，第3管为对照组，将各组细胞进行流式细胞仪检测。同时，将细胞分别接种于24孔板和96孔板，待细胞贴壁24 h，向24孔板中加入10μg／mL DIL-ac-LDL培养24 h后倒置荧光下观察细胞摄取DIL-ac-LDL情况。96孔板细胞按照免疫组化试剂盒步骤检测vWF。

1.2.3 HUW-MSCs分选与分组培养 取2×107第2代HUW-MSCs与APJ-APC抗体用1.2.2同样方法孵育后进行流式细胞分选APJ＋-HUW-MSCs。重新取第2代HUW-MSCs分为3组，诱导组、共培养组和单纯培养组。诱导组细胞用含有VEGF 5μg／L、β-FGF 10μg／L、EGF 10μg／L和10%FBS＋1%青、链霉素M199培养液培养，共培养组为HUW-MSCs与HUVEC于Transwell中非接触共同培养5～7 d转入25 cm2培养瓶中继续以HUVECs培养基与10% FBS＋1%青、链霉素M199混合液（1∶2）培养。单纯培养组细胞以10%FBS＋1%青、链霉素M199培养液培养。

1.2.4 流式细胞仪检测各亚组细胞APJ表达 细胞培养至第7、10、14天消化诱导组、共培养组、单纯培养组及HUW-MSCs组细胞后制成细胞悬液，分别加入10μL APJ-APC及CD309-PE抗体孵育，然后流式细胞仪检测4组细胞APJ及CD309的表达情况。流式细胞仪检测前的细胞处理同1.2.2。

2 结果

2.1 HUW-MSCs培养与观察 采用贴壁法培养的HUW-MSCs细胞一般7～10 d在组织块周围可见有爬出；消化法培养的细胞出现略早，5 d左右可在培养瓶底观察到细胞贴壁生长。显微镜观察两种方法培养的细胞形态一致，均为短梭形（图1a），呈克隆样生长，3～5 d后细胞迅速融合。原代细胞消化传代后生长加快，每3 d左右可传代。HUW-MSCs扩增到第2代时，细胞形态稳定。

2.2 HUVECs鉴定 显微镜下观察HUVECs细胞呈椭圆形或多角形，呈铺路石样排列（图1b）。HUVECs摄取DIL-ac-LDL，显微镜下观察到红色荧光（图1c），vWF免疫组化（图1d）结果呈阳性。流式检测CD309和CD31表达率分别为1.8%和1.0%（图2）。

2.3 HUW-MSCs、HUVECs、诱导组、共培养组和单纯培养组细胞流式检测CD309 流式检测HUWMSCs和HUVECs表面CD309表达率分别为0.2%和1.8%（图3）。第7、10、14天3个实验组CD309的表达率逐渐上调，诱导组分别为1.8%、2.6%和8.8%，共同培养组为0.5%、2.5%和4.7%，单纯培养组分别为0.3%、2.1%和2.7%（图4）。

2.4 HUW-MSCs、HUVECs、诱导组、共培养组和单纯培养组细胞流式检测APJ HUW-MSCs表面APJ表达极低，2×107第2代HUW-MSCs经流式分选出5×103，表达基本呈阴性。APJ受体在HUVECs表达较HUW-MSCs高，表达率为0.7%（图5）。诱导组、共培养和单纯培养组细胞于第7、10、14天流式检测APJ表达，结果显示各组细胞APJ表达均呈上调趋势；其中诱导组分别为0.5%、0.9%和5.2%，共培养组分别为0.4%、0.8%和3.0%，单纯培养组分别为0.2%、0.6%和2.1%（图6）。3组表达APJ及CD309变化趋势见图7。

图1 HUW-MSCs细胞培养和HUVECs鉴定

图2 HUVECs表面CD309和CD31表达率

图3 HUW-MSCs和HUVECs表面CD309表达率

图4 3组CD309的表达率

图5 HUVECs和HUW-MSCs表面APJ表达率

图6 3组细胞APJ表达率

图7 3组细胞表面表达CD309和APJ的变化趋势

3 讨论

APJ是7次跨膜的G蛋白偶联受体，跨膜区氨基酸序列与血管紧张素Ⅰ受体有54%的同源性；但不结合血管紧张素Ⅱ，两者在心血管系统解剖分布中存在重叠，因此又称为Apelin受体。人和鼠的APJ氨基酸序列的同源性达74%。Apelin是APJ目前已发现的唯一天然配体，广泛存在于乳腺、肺、脑、脂肪和心脏等多个组织中，有Apelin-13、Apelin-17和Apelin-36等亚型。APJ与Apelin的分布不完全一致，主要在血管内皮、心肌、血管平滑肌及脂肪组织，目前尚未发现APJ有亚型。Apelin／APJ系统的生理功能尚不明确。在循环系统，Apelin／APJ系统主要通过血管内皮和平滑肌细胞发挥血压和血容量调节的作用，在血管发生、抑制内皮凋亡和平滑肌细胞增殖过程中也起重要作用，并与动脉粥样硬化过程有关［2-3］。Gao等［4］认为Apelin／APJ系统与骨髓间充质干细胞移植后与心肌再生和功能修复过程有关。在机体内，容量、压力负荷和血管紧张素Ⅱ均可调节APJ的表达［5］。Sheikh等［6］研究显示，心血管疾病患者心脏和血管组织中APJ表达水平显著下调，而低氧刺激能够诱导缺血性心力衰竭的小鼠心肌细胞APJ表达上调。

间充质干细胞是中胚层来源的多能干细胞。本实验中，发现HUW-MSCs表面APJ的表达接近于阴性，而既往文献报道骨髓间充质干细胞中APJ表达阳性［4，7］。我们推测造成这种结果的原因可能有：①脐带华通胶间充质中由中胚层中间质成血管细胞分化而来的干细胞数量极其稀少；②既往研究细胞APJ表达主要采用免疫组化，而本实验中采用的是APJ单克隆荧光抗体，两种检测方法的结果可能存在一定差异。脐静脉内皮是大血管内皮细胞，是目前体外研究最常用的人内皮细胞，在本实验中发现脐静脉内皮细胞表达APJ，但阳性率不高。这与Kleinz等［8］研究显示在HUVECs的整个细胞质中APJ-LI表达水平很低，而在靠近细胞核膜的细胞器中的APJ-LI稍高结果一致。实验还发现血管紧张素Ⅰ刺激HUVECs后其APJ表达上调［9］。既往文献报道在成人的整个脉管系统中的内皮细胞始终表达与APJ受体一致，但在脉管系统发育的早期阶段，内皮细胞和内皮前体细胞的APJ表达非常受限，而在新生血管的内皮细胞中表达较高。目前还发现在肿瘤血管的内皮细胞中APJ表达明显提高［10］。对锯齿类和两栖类动物的胚胎发育的研究显示：在胚胎早期，APJ于发育来源为背主动脉（dorsal aorta）的新生血管的内皮细胞上表达，而在已存在的背主动脉内皮细胞中APJ不表达［9］；内皮前体细胞和新生的血管结构中APJ表达水平较高，但随着机体的发育成熟，APJ逐渐消失［9］。CD309又称Flk-1、KDR，是血管内皮细胞生长因子受体-2。文献报道在干细胞向内皮细胞分化第7天表达CD309，可作为内皮细胞分化的早期标志物［11］。本研究中，发现各个实验组细胞表面APJ和CD309表达均上调。3组APJ表达于第10天左右APJ检测与HUVECs阳性率相当，且3组CD309在第7～10天之间达到HUVECs表达水平。但受实验经费所限，未能进行大量重复实验，比较各组间不同时期APJ阳性表达差异。因此，我们推测APJ和CD309一样，可作为内皮细胞早期的表面标志物。

另外，我们观察到采用M199培养液培养的MSCs，其形态和增殖能力较DMEM培养的细胞有显著变化，流式细胞仪检测结果也证实其APJ表达阳性率提高。这与Saleh等［12］报道的内皮细胞条件培养基显著影响MSCs的生物学行为相符。有研究者用基础培养基（CR2）和完全培养基（M199）分别培养生殖细胞，结果显示两者对细胞分裂影响的差异没有统计学意义，因此认为不是所有完全培养基中的化学组分是细胞分裂所必需的［13］。同时，该研究显示血清或血清衍生物比基础培养基中的化学组分对细胞的影响更大，而血清的影响主要是其包含的生长因子起作用［13］。Lutolf等［14］则认为外部因素包括细胞外基质成分、机械刺激，氧浓度、营养扩散及临近细胞分泌的可溶性的调节因子均对细胞的生物学行为有影响。

内皮细胞可通过影响外周环境调节MSCs的行为和分化能力［15］。Lozito等［16］研究显示大血管和微血管的内皮细胞的基质成分明显不同，与MSCs共培养时对MSCs分化的影响作用机制也不同。HUVEs来源于胚胎组织与成体来源的内皮细胞存在差异［17］。因此，本实验中采用了MSCs和HUVECs共培养的方法。在MSCs和HUVECs共培养体系中，我们发现MSCs随着培养时间增殖能力显著下降，这与既往文献报道结果一致［15］。Saleh等［15］研究还显示在内皮细胞与间充质干细胞的共同培养体系中内皮细胞能够调控间充质干细胞的生物学行为，例如显著影响MSCs增殖和成骨、成脂分化过程并促进Wnt／BMP信号系统激活等。另外，Ronkainen等［18］发现体外培养的心肌细胞能表达Apelin。因此，我们推测共同培养组较单纯培养组APJ阳性细胞百分率更高的原因可能与HUVECs分泌Apelin或VEGF等细胞因子有关。

间充质干细胞具有诱导分化为内皮细胞的特性，使用VEGF、β-FGF、IGF及EGF等细胞因子可将MSCs成功诱导分化为血管内皮细胞。VEGF能激活酪氨酸激酶受体，特异性地促进细胞分裂；在许多病理生理状态下，VEGF对血管内皮细胞的增殖、迁移和干细胞分化为血管内皮细胞等过程中起主要作用［7］。β-FGF创造了促进MSCs向血管内皮样细胞分化的微环境；EGF可刺激内皮细胞增殖。本实验中采用VEGF、β-FGF及EGF 3种细胞因子联合诱导MSCs后发现，诱导组细胞生长、分裂能力增强伴细胞形态学变化，同时APJ表达上调且幅度较共培养及单纯培养组更加显著。Kidoya等［9］研究也显示VEGF、β-FGF在体外均能上调内皮细胞APJ和Apelin的表达；同时，还发现在VEGF的作用下，Apelin具有促进内皮细胞的增殖和细胞与细胞之间的聚集作用［9］，但Apelin促进内皮细胞迁移和增殖的效应不是通过上调VEGF或FGF等生长因子表达而实现的［19］。

［1］Vodyanik MA，Yu J，Zhang X，et al.A mesoderm-derived precursor formesenchymal stem and endothelial cells［J］. Cell Stem Cell，2010，7（6）：718-729.

［2］Hashimoto T，Kihara M，Imai N，et al.Requirement of apelinapelin receptor system for oxidative stress-linked atherosclerosis［J］.Am JPathol，2007，171（5）：1705-1712.

［3］Chun HJ，Ali ZA，Kojima Y，et al.Apelin signaling antagonizes AngⅡ effects in mouse models of atherosclerosis［J］.JClin Invest，2008，118（10）：3343-3354.

［4］Gao LR，Zhang NK，Bai J，et al.The apelin-APJ pathway exists in cardiomyogenic cells derived from mesenchymal stem cells in vitro and in vivo［J］.Cell Transplant，2010，19（8）：949-958.

［5］Pitkin SL，Maguire JJ，Kuc RE，et al.Modulation of the apelin／APJ system in heart failure and atherosclerosis in man［J］.Br JPharmacol，2010，160（7）：1785-1795.

［6］Sheikh AY，Chun HJ，Glassford AJ，et al.In vivo genetic profiling and cellular localization of apelin reveals a hypoxia-sensitive，endothelial-centered pathway activated in ischemic heart failure［J］.Am JPhysiol Heart Circ Physiol，2008，294（1）：H88-H98.

［7］Zeng X，Yu SP，Taylor T，etal.Protective effectofapelin on cultured rat bone marrow mesenchymal stem cells against apoptosis［J］.Stem Cell Research，2012，8（3）：357-367.

［8］Kleinz MJ，Skepper JN，Davenport AP.Immunocytochemical localisation of the apelin receptor，APJ，to human cardiomyocytes，vascular smoothmuscle and endothelial cells［J］.Regul Pept，2005，126（3）：233-240.

［9］Kidoya H，Ueno M，Yamada Y，et al.Spatial and temporal role of the apelin／APJsystem in the caliber size regulation of blood vessels during angiogenesis［J］.EMBO J，2008，27（3）：522-534.

［10］Kidoya H，Kunii N，Naito H，et al.The apelin／APJ system induces maturation of the tumor vasculature and improves the efficiency of immune therapy［J］.Oncogene，2012，31（27）：3254-3264.

［11］Oswald J，Boxberger S，Jørgensen B，et al.Mesenchymal stem cells can be differentiated into endothelial cells in vitro［J］.Stem Cells，2004，22（3）：377-384.

［12］Saleh FA，Whyte M，Ashton P，et al.Regulation of mesenchymal stem cell activity by endothelial cells［J］.Stem Cells Dev，2011，20（3）：391-403.

［13］Wang S，Liu Y，Holyoak GR，et al.The effects of bovine serum albumin and fetal bovine serum on the development of pre-and postcleavage-stage bovine embryos cultured in modified CR2 and M199 media［J］.Anim Reprod Sci，1997，48（1）：37-45.

［14］Lutolf MP，Gilbert PM，Blau HM.Designingmaterials to direct stem-cell fate［J］.Nature，2009，462（7272）：433-441.

［15］Saleh FA，Whyte M，Genever PG.Effects of endothelial cells on humanmesenchymal stem cell activity in a three-dimensional in vitromodel［J］.Eur CellMater，2011，22：242-257.

［16］Lozito TP，Kuo CK，Taboas JM，et al.Humanmesenchymal stem cells express vascular cell phenotypes upon interaction with endothelial cell matrix［J］.J Cell Biochem，2009，107（4）：714-722.

［17］Goldbrunner RH，Wagner S，Roosen K，et al.Models for assessment of angiogenesis in gliomas［J］.JNeurooncol，2000，50（1／2）：53-62.

［18］Ronkainen VP，Ronkainen JJ，Hänninen SL，et al.Hypoxia inducible factor regulates the cardiac expression and secretion of apelin［J］.FASEB J，2007，21（8）：1821-1830.

［19］Cox CM，D′Agostino SL，Miller MK，et al.Apelin，the ligand for the endothelial G-protein-coupled receptor，APJ，is a potent angiogenic factor required for normal vascular development of the frog embryo［J］.Dev Biol，2006，296（1）：177-189.

·资 讯·

每日服用阿司匹林可降低卵巢癌风险

美国国家癌症研究所一项新研究显示，每天服用阿司匹林女性罹患卵巢癌风险可以降低20%。卵巢癌是女性健康的一大威胁，每年仅美国就有逾2万例确诊患卵巢癌，1.4万名女性死于这种疾病。早期卵巢癌可成功治疗，但早期卵巢癌症状与消化系统疾病和膀胱疾病类似，因此卵巢癌常常到晚期才被发现。

阿司匹林具有抗炎症的效果，之前研究显示每日服用阿司匹林能够降低罹患结肠直肠癌、黑色素瘤等癌症的风险，因而开展了迄今最大型的研究来评估阿司匹林与卵巢癌风险之间的关系。

研究人员分析了来自约8 000例卵巢癌患者和近1.2万名未罹患卵巢癌女性的数据，这些人中有18%经常服用阿司匹林。结果发现，与每周服用阿司匹林不到1次的女性相比，每天服用阿司匹林的女性患卵巢癌风险降低了20%。其机制可能通过诱导凋亡、抑制血管生成及增加细胞免疫发挥作用。相关论文发表在Journal of the National Cancer Institute杂志上。研究表明，阿司匹林也可以降低卵巢癌风险，但这一结果不应影响当前的临床实践，还需要更多的研究以探索这种潜在防癌药物的风险与益处的平衡。

（摘自：Tsoref D，Panzarella T，Oza A.Aspirin in prevention of ovarian cancer：arewe at the tipping point？［J］.JNatl Cancer Inst，2014，106（2）：djt453. 编辑部）

Expression and variance of APJ in umbilical cord-derived hum an mesenchymal stem cells induced into endothelial cell in vitro

CAO Fangying1，2，ZHANG Ningkun2，GAO Lianru2，ZHU Zhiming2
（1.Department of Reseach，Southern Medical University，Guangzhou Guangdong 510515，China；2.Heart Center，Navy General Hospital，Beijing 100048，China）

ObjectiveTo explone the expression and variation，induced by cytokines in vitro，of APJ inmesenchymal stem cells from human umbilical cord Wharton′s Jelly.To identify APJ is whether a surface mark of vascular endothelial cell or not in prophase of differentiation.MethodsThe umbilical cord was obtained from cesarean section.We isolated the Wharton′s Jelly and umbilical veins endothelial cells and cultured the adherent cells.Cells labeled with monoclonal fluorescent antibody reaching up to 2×107of P2 generation were undergone sorting through flow cytometer.Cells were divided into 3 subgroups，induction，coculture and haplo-cultivation.The concentration ofVEGF，β-FGF and EGF in culture media，M199，for induction subgroup was 5μg／L，10μg／L，10 μg／L respectively.MSCs were first cocultured with HUVEC in non-contact system by Trans well for 5－7 days，then we fed them withmixed M199making up with fresh media and suction from endotheliocyte in volume ratio of 1∶2 in common culture flask.All of the M199 contained 10%FBS and 1% mycillin.The whole cultivation cycle was fortnight，and we checked out the APJ in 3 subgroups in d7，d10 and d14 and CD309 in d7，d10 and d14 respectively.ResultsAbout five thousands of APJ＋-HUW-MSCswas obtained after sorting.Morphous of cells in 3 subgroups had changed dramatically compared to MSCs cultured by EMEM／F12，which presented shapes as follow round，filate and reticulum cells in induction group，oval and elongated fusiform cellswere coculture and haplo-cultivation.As for reproductive activity，the most was induction，the weakest was coculture.Expression of CD309 in d7，d10 and d14 of the induction，coculture and haplo-cultivation were（1.8%vs.2.6% vs.8.8%），（0.5%vs.2.5%vs.4.7%）and（0.3%vs.2.1%vs.2.7%）respectively.The percentage of APJpositive cells in induction were（0.5%vs.0.9%vs.5.2%）in d7，d10 and d14，（0.4%vs.0.8%vs.3.0%）respectively with coculture.In haplo-cultivation，they were（0.2%vs. 0.6%vs.2.1%）.ConclusionExpression of receptor APJ in the surface of MSCs is approaching to negative.In the induction of HUW-MSCs into vascular endothelial cells，APJexpression enhance gradually in accordance with CD309，a pristine mark of vascular endothelial cells，and APJmay be a new mark of identification of vascular endothelial cells in prophase of differentiation.

Wharton′s Jelly；Mesenchyma stem cells；Vascular endothelial cell；APJ receptor；Surface mark

R329.2＋4；Q254

A

2095-3097（2014）01-0031-06

10.3969／j.issn.2095-3097.2014.01.008

2013-03-13 本文编辑：徐海琴）

海军总医院创新培育基金（CX201101）

510515广东广州，南方医科大学研究生部（曹芳英）；100048北京，海军总医院心脏中心（曹芳英，张宁坤，高连如，朱智明）

朱智明，E-mail：zhuzhiming6542＠sina.com