布鲁氏菌的致病机制与细胞免疫机制研究进展＊

董炳梅，王金良，唐 娜，苗立中，沈志强，

布鲁氏菌病是由布鲁氏菌（Brucella spp．，Bru）感染引起的一种严重人兽共患传染病，人在接触患病动物或被污染的动物产品后即可发病，世界上每年布鲁氏菌病发病人数超过50万［1］。Bru是一种兼性细胞内感染细菌，菌体表面最主要的抗原是脂多糖（LPS）和外膜蛋白等，其感染的靶细胞主要是巨噬细胞与胎盘滋养层细胞，但也可在树突状细胞（dendritic cell，DC）中生长繁殖。该菌不仅具有抵抗吞噬细胞杀菌作用的能力，并可阻止抗原特异性T细胞对其识别，从而形成有利于其生存和繁殖的微环境，导致慢性持续感染［2－3］。该病主要以Th1型细胞免疫应答为主，由DCs诱导的细胞免疫应答在机体抗Bru感染中发挥着重要作用。本文在分析Bru主要抗原分子生物学特性的基础上，就Bru的致病机制及巨噬细胞与DCs参与的机体抗Bru过程的研究进展作一综述。

1 布鲁氏菌主要抗原的分子生物学特性

Bru的细胞膜结构可分为3层，从内层到外层依次为细胞质膜、外周胞质膜与外膜。外膜与肽聚糖（peptidoglycan，PG）层紧密结合组成细胞壁，含有LPS、蛋白质和磷脂层［4］。Bru 细胞膜中含有的LPS和外膜蛋白等，与细菌的毒力及免疫原性密切相关。近年来随着研究的深入，越来越多的相关抗原及其作用机制被发现证明，在此仅对Bru引起免疫应答的主要抗原做一简要介绍。

1．1 脂多糖 LPS是革兰氏阴性菌的主要表面成分，被认为是炎症应答与免疫调节的激活剂，目前革兰氏阴性菌的脂多糖几乎与内毒素一词成为同义词。但是与大肠杆菌等肠道菌群具有的经典LPS有所不同，Bru LPS诱导的人类单核细胞仅释放了少量TNF－α与IL－1β。确定LPS作为Bru的毒力因子有以下两个依据：第一，Bru的LPS比肠杆菌科的LPS免疫原性小，因此非化脓性Bru LPS不能明显激活补体替代激活途径，对B细胞是一个刺激较小的有丝分裂原，要引起动物致死和诱导产生干扰素，需要的Bru LPS的量是肠杆菌科内毒素量的10倍，因此推测由Bru LPS刺激宿主产生的较小的生物反应，或许是这些病原体在吞噬细胞内存活的一个重要原因。第二，LPS缺陷Bru突变株对补体和多粘菌素B介导的溶菌作用是敏感的。目前，公认光滑型LPS在Bru进入吞噬体的早期表现出重要的作用。最近的研究还表明，Bru2308株的光滑型LPS还潜在地具有维持细菌在宿主巨噬细胞中长期生存的免疫调节活性。

1．2 外膜蛋白 革兰氏阴性菌的外膜蛋白被证明能够调节吞噬细胞的功能，能够激活细胞活素的产生。Bru主要的外膜蛋白在20世纪80年代首次被鉴定具有免疫原性和抗原保护作用［5］。Bru外膜蛋白分组首先由Verstreate等在1982年提出，即将去污剂连续处理抽提法提取的外膜蛋白经SDSPAGE后分为3组：第一组分子量范围88kD～94 kD，多数菌在94kD出现一条带，但有的出现在88 kD，此组蛋白有热稳定性。研究表明，第二组蛋白质其分子量范围在35kD～40kD。第三组蛋白分子量范围在25kD～34kD之间，此组蛋白表现为异质性，SDS－PAGE迁移率有所不同。Santos等对牛种、绵羊附睾种、犬种、羊种Bru粗糙型菌株外膜蛋白经SDS－PAGE后分为两类：一种是粗糙型牛种、绵羊附睾种和犬种Bru，与光滑型牛种Bru一致含有三组主要蛋白质；另一种是粗糙型羊种Bru，在第一组和第二组蛋白质之间多了一条分子量为48kD的带。Afzal发现绵羊附睾种的第二组蛋白有54kD蛋白质，因此第二组蛋白在数量上是多变的，这可能是由于提取方法不同、菌株变异或不同培养条件等原因造成的。

随着分子生物学技术的快速发展，大量研究表明，Bru的外膜蛋白有很强的免疫原性，可能与Bru在巨噬细胞内存活有关。目前，分子生物学上研究的Bru主要外膜蛋白有7种［6］，即10kD，16．5kD，19kD，25kD～30kD，31kD～34kD，36kD～38 kD和89kD～94kD。除这些主要外膜蛋白外，已鉴定出的Bru胞蛋白、外周蛋白及一些膜蛋白中也有许多蛋白质具有免疫原性。它们除能够引起宿主体液反应外，更多的是与Bru在巨噬细胞内存活和抗巨噬细胞杀伤能力有关。

1．3 VirBⅣ型分泌系统 编码BruⅣ 型分泌系统的操纵子VirB是一种膜相关转运体（membraneassociated transporter），可以释放底物分子靶向宿主细胞。Ⅳ 型分泌系统对于Bru抵抗宿主细胞内环境的改变是至关重要的，pH值的改变以及宿主细胞营养物质的减少都会诱导Bru VirB操纵子的表达［7］。研究表明，Bru VirBⅣ 型分泌系统不仅可促进机体Th1细胞免疫应答的产生，而且更加能够促进Th2体液免疫应答的产生，并加快IgM与IgG的分泌与循环。羊种、猪种、牛种Bru拥有由12种VirB操纵子成分编码的Ⅳ型分泌系统，能有效地防止吞噬了Bru的吞噬小体与溶酶体的融合，从而阻止Bru被消化，使其能在吞噬细胞中寄生［6］。而且VirB与细菌N型分泌系统同源，该系统分泌的效应分子决定了Bru进入内质网复制相关区。研究表明，VirB1为 Ⅳ 型分泌系统非必需成分，可溶解糖基转移酶位点，从而使 Ⅳ 型分泌系统更易装配与集合；VirB1、VirB9与VirB1l的蛋白亲和力十分相近，且VirB1具有与VirB9同源性很高的C末端，说明在 Ⅳ 型分泌系统形成过程中，VirB1对其它VirB蛋白的产生具有重要影响。VirB2和VirB5蛋白可能是细菌表面菌毛结构蛋白。VirB5和VirB8可引发吞噬细胞产生酸性吞噬空泡，主要调节Bru的吞噬作用和细胞内的运输。VirB8在 Ⅳ 型分泌系统中起主要作用，主要是与VirB9和VirB10在细胞膜上形成群体。VirB3、VirB6、VirB7和VirB10蛋白是细菌跨膜蛋白的传送信号。VirB4有一个完整的 ATP结合区，和VirB11蛋白与VirD4蛋白偶联使ATP酶从表面跨膜进入细胞质。VirB12可作为一种Bru血清学检测标记抗原。VirB操纵子可阻止感染了Bru的DCs的成熟，削弱其抗原提呈能力，从而抑制DCs诱导的Th1细胞免疫应答。

2 布鲁氏菌致病机制研究进展

Bru是一种革兰氏阴性、兼性胞内寄生菌，主要以巨噬细胞与胎盘滋养层细胞为宿主细胞。然而研究表明，Bru在两种宿主细胞中的生存却依赖截然不同的subsets of genes的产生。在自然宿主、人类、以及试验动物感染中，由于巨噬细胞表达更多的Bru模式识别受体，所以Bru优先感染巨噬细胞［8］。虽然特异性IgG和巨噬细胞INF－γ的活化促进了巨噬细胞的杀伤能力，但是强毒菌株仍能抵抗细胞杀伤作用，甚至在细胞内大量繁殖，削弱巨噬细胞吞噬功能，使巨噬细胞的细胞杀伤作用与抗原提呈功能部分丧失，从而逃避宿主的免疫防御机制，造成持续感染。

2．1 布鲁氏菌侵染巨噬细胞作用机制 Bru经常规吞噬途径侵入巨噬细胞后，在最初的4h内，80%～90%的细菌被杀死，得以存活的Bru首先定居于酸性环境并立即与早期内吞小体融合，但却能抑制与晚期内吞小体和溶酶体融合，随后Bru被转运至复制吞噬体中（replicative phagosome），复制吞噬体的内环境更有利于布鲁氏菌的生存与复制；对复制吞噬体的膜成分的研究表明，含有Bru的空泡在不断地与巨噬细胞内质网相互作用，表明Bru开始自身复制增殖［9］。当Bru在巨噬细胞的复制吞噬体中由对数生长期发展到稳定阶段时，环境会发生改变，其中包括pH值改变、ROIs的作用。此时Bru需要产生对环境改变的持续的抵抗，HF－Ⅰ是一个RNA编码的蛋白质，在多种细菌复制的稳定阶段，对细菌的基因表达发挥了至关重要的作用。另一方面它能促进CydAB的表达与活化，从而保护细菌免遭氧化。另有报道显示，在 THP－1细胞系中，Bru也可在非酸性吞噬小体中生存，可能是Bru抵抗吞噬小体的酸化，从而导致脱酸作用的结果。另有研究显示，Bru可通过抑制IFN－γ调节的相关STAT1蛋白与CBP／P300反式作用子的相互作用，从而逃避IFN－γ活化的巨噬细胞杀菌作用。

Bru光滑型LPS可保护细菌免遭补体调节的细胞杀伤作用。在早期阶段，Bru通过LPS与巨噬细胞膜表面的脂筏相互作用，从而侵入宿主细胞激活机体的初始免疫应答；随后，LPS抑制含有Bru的吞噬小体进一步与溶酶体融合，从而避免被降解。最新研究表明，光滑型LPS对Bru在巨噬细胞中的长期生存具有免疫调节作用，一方面它可以与巨噬细胞表面的 MHCⅡ 结合，形成 MHCⅡ－LPS复合物，此复合物可干扰巨噬细胞以 MHCⅡ 的方式提呈抗原，从而削弱巨噬细胞活化抗原特异性CD4＋T细胞；另一方面，它可以阻止感染了Bru的巨噬细胞的凋亡，从而促进其在宿主细胞中的生存与复制。但是巨噬细胞体外感染粗糙型Bru后，经半胱天冬酶－2与NF－κB调节，极大的促进了巨噬细胞的程序性死亡，并伴随着TNF－α及IL－1β等细胞因子的释放［10］。Bru外膜蛋白与脂蛋白是诱导机体产生抗Bru免疫应答的重要因素，研究表明，热杀死的Bru脂蛋白Omp16与Omp19与单核细胞／巨噬细胞TLR2作用，可激活细胞释放IFN－α、IL－6、IL－10与IL－12等促炎因子，并且脂蛋白 Omp19可下调IFN－γ的释放，进而抑制人类单核细胞的抗原提呈功能［11］。

2．2 布鲁氏菌侵染胎盘滋养层细胞作用机制 胎盘滋养层细胞可通过其表面热休克蛋白70与Bru结合，从而启动内吞途径，而且胎盘滋养层细胞表面IFN－γ受体的表达，也可促进其对Bru的吞噬。怀孕晚期Bru在胎盘滋养层细胞中生长繁殖，细菌大量快速的复制可以破坏胎盘的完整性或感染胎儿，最终导致流产或产下弱仔、带菌胎儿。目前对感染了Bru的胎盘滋养层细胞中的环境变化知之甚少，反刍动物胎盘滋养层细胞感染Bru后可产生大量的赤藻糖醇，此物质可刺激细菌在细胞中的生长繁殖。

2．3 树突状细胞与布鲁氏菌相互作用机制 DCs是目前所知道的功能最强、能激活初始性T细胞的专职APCs。它不仅可以通过MHCⅠ、MHCⅡ 类途径提呈抗原，而且还拥有提呈脂类抗原的CD1分子。DCs摄取抗原主要有两条途径，一为巨吞饮作用，即细胞骨架依赖型的、由膜皱折和囊泡形成的液相内吞作用；第二条是由甘露糖受体、TLR等受体介导的内吞途径。

DCs主要表达 TLR2、TLR3和 TLR4，其中TLR2与TLR4已被证明主要识别菌类抗原。研究表明，APCs对G＋／G－菌、结核分枝杆菌、螺旋菌与支原体表面的脂磷壁酸、肽聚糖与LPS等抗原的识别需要TLR2进行信号传导［12］，而 TLR4不能识别革兰氏阳性菌及其抗原，但已被公认为是LPS的主要信号传导受体。被CD14与TLR转染后的CHO细胞系可经TLR2与TLR4识别Brucella abortus，但LPS与类脂质A只能通过TLR4识别，且从光滑型Bru分离的类脂质A更能引起DCs的成熟［13］。对热杀死的Brucella abortus，TLR2可促进机体分泌TNF，但不依赖于TLR4。体内外实验表明，Bru Btp1蛋白与DCs TLR2受体作用，可抑制 DCs的成熟［14］。Sebgupta Dola发现 Bruspp．基因组编码的TcpB蛋白与Toll／IL－1有很高的同源性，它的表达可致磷酸纤维素的降解，阻止MyD88－adapter－like（MAL）信号的形成，有助于Bru逃避天然免疫系统的识别［15］。另有研究表明，Bru通过结合一个长链脂肪酸渣C28而改变LPS的结构，从而逃避与宿主细胞TLR4受体结合。由于Bru鞭毛素蛋白某个区域缺失，因此与TLR5结合的能力较弱。DCs与巨噬细胞膜表面含有大量的甘露糖受体，据研究，位于结核分枝杆菌细胞壁上的 ManLAM（mannose－capped lipoarabinomannan）结合到甘露糖受体上，可限制吞噬小体与溶酶体融合，从而得以在巨噬细胞中生存，造成持续感染［16］。兔热杆菌在血浆调理素缺乏的情况下，可竞争性的抑制甘露糖受体与甘露聚糖的活化，从而降低肺胶原凝集素表面活化剂蛋白A的调理作用，构成有利于兔热杆菌生存的胞内微环境［17］。研究表明，高浓度甘露糖结合凝集素可竞争性的结合于单核DCs，从而抑制Bru LPS诱导单核DCs的成熟与TNF－α等细胞因子的释放［18］。虽然 VirB操纵子在Bru感染巨噬细胞过程中发挥着重要作用，但是对DCs的成熟与DCs诱导的Th1细胞免疫应答没有作用。Bru侵入DCs后，可依赖其外膜蛋白Omp25抑制TNF－α的分泌，从而进一步抑制感染了Bru的DCs的成熟与提呈抗原给初始性T细胞的功能，并且可抑制IL－12的分泌［19－20］。另有研究证明，Bru脂蛋白Omp19能够促进DCs的成熟与T细胞向Th1免疫应答的发展［21］。因此，在Bru感染过程中，DCs的活化在刺激与调节T细胞分泌IFN－γ方面发挥了重要作用。

2．4 巨噬细胞、树突状细胞与布鲁氏菌相互作用机制 巨噬细胞是Bru的主要靶细胞，Bru侵入巨噬细胞后可通过抑制TNF－α的分泌而抑制巨噬细胞凋亡，从而可在细胞内生存并大量繁殖，削弱巨噬细胞吞噬功能，使巨噬细胞的杀伤作用与抗原提呈功能部分丧失，最终逃避宿主的免疫监视；另一方面，巨噬细胞激活初始T细胞的能力较弱，也不表达有抗原提呈功能的CD1分子，故不能有效提呈脂类抗原给NKT细胞；这可能是导致Bru持续感染形成的原因。而DCs是目前所知功能最强大、且能激活初始性T（naïve T cell）细胞的专职抗原提呈细胞。DCs的抗原提呈是一个动态过程［22］。非淋巴样组织内定居的未成熟DCs，具有强大的抗原摄取功能，是机体进行免疫防御的前哨细胞。因此在Bru感染过程中，巨噬细胞与DCs的相互作用机制成为了近期研究的热点。

DCs是连接天然免疫应答与适应性免疫应答的桥梁，研究表明，热杀死的Brucella abortus作用于DCs与巨噬细胞TLR9受体，一方面刺激DCs分泌IL－12p40，诱导IFN－α与IFN－γ等细胞因子的释放，从而促进Th1细胞免疫应答。另一方面，Bru活化的巨噬细胞可提高 NK细胞的杀菌活性［23］。脂蛋白Omp16与巨噬细胞／DCs TLR4受体结合，从而刺激机体产生抗Bru特异性Th1样细胞免疫应答，而且该蛋白被证明是第一个不需要佐剂便可启动抗Bru免疫应答的蛋白［24］。外膜蛋白Omp25可刺激巨噬细胞与DCs释放等量的TNF－α。机体感染Bru后，MyD88对于DCs的成熟及TNF－α、IL－12的分泌有重要作用，而且IL－12的产生依赖于TLR2受体，但是对于巨噬细胞，IL－12的分泌却与TLR2、TLR4受体无关，TLR9基因敲除小鼠感染Bru后，体内含菌量明显高于正常小鼠，证明TLR9对于清除Bru有重要作用［25］。据报道，在体外培养体系中，DCs对 Brucella suis、Brucella abortus与Brucella melitensis表现出更大的易感性［19］，但我们的研究发现，巨噬细胞对Brucella suis的吞噬能力要明显强于DCs，巨噬细胞体外负载Bru12h后出现类似于坏死性凋亡的现象，而DCs却始终保持形态结构的完整。Cristel Archambaud等研究发现，鼻内接种Brucella abortus后，Brucella abortus优先感染肺泡巨噬细胞，肺泡巨噬细胞的清除促进了DCs向引流淋巴结的迁移［26］。然而与肺脏接种Bru结果不同的是，本课题组在证明阴道DCs具有提呈Bru抗原能力的基础上，发现阴道巨噬细胞的清除，不仅没有使DCs表现更多的迁移，相反，却出现了DCs不向引流淋巴结迁移的现象，表明在Bru感染过程中，DCs捕获Bru并向淋巴结迁移的过程具有巨噬细胞依赖性，同时巨噬细胞的清除降低了机体抗Bru的Th1型细胞免疫应答水平［27］。

3 小 结

Bru含有不同的毒力因子，可降低抗原提呈细胞的吞噬能力与抗原提呈能力，延缓细胞成熟，抑制细胞凋亡，减少相关细胞因子的释放。Bru通过改造细胞内环境，从而得以在抗原提呈细胞（巨噬细胞与DCs）中生长繁殖。机体对抗Bru主要以细胞免疫应答为主，主要包括巨噬细胞、DCs等抗原提呈细胞及CD4＋与CD8＋T细胞的活化，其他细胞如NK细胞、Vγ9Vδ2T细胞等也可促进细胞免疫应答。Bru感染初期主要以Th1细胞免疫应答为主，该反应对于清除Bru是至关重要的，但Bru可通过扰乱天然免疫系统的作用从而不同程度的破坏Th1细胞免疫应答及T细胞的作用。Bru诱导的Th1免疫应答可引起IFN－γ与IL－2等因子的释放，IFN－γ可激活巨噬细胞强大的杀菌作用，刺激CD8＋T细胞产生细胞毒作用以及诱导感染了Bru的巨噬细胞凋亡，而且IFN－γ与IL－2促进了巨噬细胞与DCs的抗原提呈及共刺激分子的表达。作为Bru的宿主细胞，DCs与巨噬细胞在抗原提呈及诱导机体免疫应答方面具有重要作用，但是由于不同种Bru的免疫原性的不同，其与相关宿主的关系及诱导的机体的免疫应答还有待进一步研究。

［1］Franco MP，Mulder M，Gilman RH，et al．Human brucellosis［J］．Lancet Infect Dis，2007，7（12）：775－786．DOI：10．1016／S1473－3099（07）70286－4

［2］Roop RM 2nd，Gaines JM，Anderson ES，et al．Survival of the fittest：how Brucellastrains adapt to their intracellular niche in the host［J］．Med Microbiol Immunol，2009，198（4）：221－238．DOI：10．1007／s00430－009－0123－8

［3］Barrionuevo P，Cassataro J，Delpino MV，et al．Brucella abortus inhibits major histocompatibility complex class II expression and antigen processing through interleukin－6secretion via Tolllike receptor［J］．Infect Immun，2008，76（1）：250－262．DOI：10．1128／IAI．00949－07

［4］Moriyón I，López－Goñi I．Structure and properties of the outer membranes of Brucella abortus and Brucella melitensis［J］．Int Microbiol，1998，1（1）：19－26．

［5］Cloeckaert A，Vizcaíno N，Paquet JY，et al．Major outer membrane protein of Brucella spp．：past，present，and future［J］．Vet Microbiol，2002，90（1－4）：229－247．DOI：10．1016／S0378－1135（02）00211－0

［6］Tibor A，Decelle B，Letesson JJ．Outer membrane proteins Omp10，Omp16，and Omp19of Brucella spp．are lipoproteins［J］．Infect Immun，1999，67（9）：4960－4962．

［7］de Jong MF，Rolán HG，Tsolis RM．Innate immune encounters of the（Type）4th kind：Brucella［J］．Cell Microbiol，2010，12（9）：1195－1202．DOI：10．1111／j．1462－5822．2010．01498．x

［8］Hashimoto D，Miller J，Merad M．Dendritic cell and macrophage heterogeneity in vivo［J］．Immunity，2011，35（3）：323－335．DOI：10．1016／j．immuni．2011．09．007

［9］Martirosyan A，Moreno E，Gorvel JP．An evolutionary strategy for a stealthy intracellular Brucellapathogen［J］．Immunol Rev，2011，240（1）：211－234．DOI：10．1111／j．1600－065X．2010．00982．x．

［10］Chen F，Ding X，Ding Y，et al．Proinflammatory caspase－2－mediated macrophage cell death induced by a rough attenuated Brucella suis strain［J］．Infect Immun，2011，79（6）：2460－2469．DOI：10．1128／IAI．00050－11

［11］Pasquevich KA，Estein SM，García Samartino C，et al．Immunization with recombinant Brucellaspecies outer membrane protein Omp16or Omp19in adjuvant induces specific CD4＋and CD8＋T cells as well as systemic and oral protection against Brucella abortus infection［J］．Infect Immun，2009，77（1）：436－445．DOI：10．1128／IAI．01151－08

［12］Yoshimura A，Lien E，Ingalls RR，et al．Cutting edge：recognition of Gram－positive bacterial cell wall components by the innate immune system occurs via Toll－like receptor 2［J］．J Immunol，1999，163（1）：1－5．

［13］Campos MA，Rosinha GM，Almeida IC，et al．Role of Toll－like receptor 4in induction of cell－mediated immunity and resistance to Brucella abortus infection in mice［J］．Infect Immun，2004，72（1）：176－186．DOI：10．1128／IAI．72．1．176－186．2004

［14］Salcedo SP，Marchesini MI，Lelouard H，et al．Brucella control of dendritic cell maturation is dependent on the TIR－containing protein Btp1［J］．PLoS Pathog，2008，4（2）：e21．DOI：10．1371／journal．ppat．0040021

［15］Sengupta D，Koblansky A，Gaines J，et al．Subversion of innate immune responses by Brucellathrough the targeted degradation of the TLR signaling adapter，MAL［J］．J Immunol，2010，184（2）：956－964．DOI：10．4049／jimmunol．0902008

［16］Kang PB，Azad AK，Torrelles JB，et al．The human macrophage mannose receptor directs Mycobacterium tuberculosis lipoarabinomannan－mediated phagosome biogenesis［J］．J Exp Med，2005，202（7）：987－999．DOI：10．1084／jem．20051239

［17］Balagopal A，MacFarlane AS，Mohapatra N，et al．Characterization of the receptor－ligand pathways important for entry and survival of Francisella tularensis in human macrophages［J］．Infect Immun，2006，74（9）：5114－5125．DOI：10．1128／IAI．00795－06

［18］Wang M，Zhang Y，Chen Y，et al．Mannan－binding lectin regulates dendritic cell maturation and cytokine production induced by lipopolysaccharide［J］．BMC Immunol，2011，12：1．DOI：10．1186／1471－2172－12－1

［19］Billard E，Cazevieille C，Dornand J，et al．High susceptibility of human dendritic cells to invasion by the intracellular pathogens Brucella suis，B．abortus，and B．melitensis［J］．Infect Immun，2005，73（12）：8418－8424．DOI：10．1128／IAI．73．12．8418－8424．2005

［20］Billard E，Dornand J，and Gross A．Brucella suis prevents human dendritic cell maturation and antigen presentation through regulation of tumor necrosis factor alpha secretion［J］．Infect Immun，2007，75（10）：4980－4989．DOI：10．1128／IAI．00637－07

［21］Zwerdling A，Delpino MV，Barrionuevo P，et al．Brucellalipoproteins mimic dendritic cell maturation induced by Brucella abortus［J］．Microbes Infect，2008，10（12－13）：1346－1354．DOI：10．1016／j．micinf．2008．07．035，

［22］Soloff AC，Barratt－Boyes SM．Enemy at the gates：dendritic cells and immunity to mucosal pathogens［J］．Cell Res，2010，20（8）：872－885．DOI：10．1038／cr．2010．94

［23］Huang LY，Ishii KJ，Akira S，et al．Th1－like cytokine induction by heat－killed Brucella abortus is dependent on triggering of TLR9［J］．J Immunol，2005，175（6）：3964－3970．

［24］Pasquevich KA，García Samartino C，Coria LM，et al．The protein moiety of Brucella abortus outer membrane protein 16is a new bacterial pathogen－associated molecular pattern that activates dendritic cells in vivo，induces a Th1immune response，and is a promising self－adjuvanting vaccine against systemic and oral acquired brucellosis［J］．J Immunol，2010，184（9）：5200－5212．DOI：10．4049／jimmunol．0902209

［25］Macedo GC，Magnani DM，Carvalho NB，et al．Central role of MyD88－dependent dendritic cell maturation and proinflammatory cytokine production to control Brucella abortus infection［J］．J Immunol，2008，180（2）：1080－1087．

［26］Archambaud C，Salcedo SP，Lelouard H，et al．Contrasting roles of macrophages and dendritic cells in controlling initial pulmonary Brucella infection［J］．Eur J Immunol，2010，40（12）：3458－3471．DOI：10．1002／eji．201040497．

［27］Dong BM，He YN，Wang B，et al．Macrophage－dependent initiation of immune response triggered by dendritic cells against Brucella［J］．Chin J Zoonoses，2009，25（6）：567－572．（in Chinese）董炳梅，何媛娜，王蓓，等．巨噬细胞在树突状细胞启动抗布鲁氏菌免疫应答中的作用［J］．中国人兽共患病学报，2009，25（6）：567－572．