种植抗异丙隆转基因水稻和施用异丙隆对转基因水稻根际微生物群落的影响

摘要：【目的】明确种植抗异丙隆转基因水稻和施用除草剂异丙隆对转基因水稻根际微生物群落的影响，为抗异 丙隆水稻种植的生态风险评价提供科学依据。【方法】基于盆栽试验，采用高通量测序技术分析2个抗异丙隆转基因水 稻株系及其亲本和施用异丙隆转基因在不同水稻生长阶段的根际微生物群落多样性与组成的差异。【结果】高通 量测序结果显示，在水稻所有生长阶段，变形菌门（Proteobacteria）、酸杆菌门（Acidobacteria）、芽单胞菌门（Gemmati- monadota）、拟杆菌门（Bacteroidota）和粘球菌门（Myxococcota）是根际微生物中的优势细菌门；罗兹菌门（Rozellomy- cota）、子囊菌门（Ascomycota）、担子菌门（Basidiomycota）、球囊菌门（Glomeromycota）和被孢霉门（Mortierellomy- cota）是根际微生物中的优势真菌门。在水稻相同生长阶段，无论是种植抗异丙隆转基因水稻、非转基因水稻还是 施用除草剂异丙隆，水稻根际微生物群落的丰富度指数、辛普森多样性指数和香农多样性指数均未受到显著影 响（Pgt;0.05，下同）；抗异丙隆转基因水稻、施用异丙隆的转基因水稻与非转基因水稻根际微生物中多数优势微生物门 类相对丰度无显著差异，个别优势微生物门在水稻特定的生长阶段发生变化。基于相对丰度前15位微生物属的聚类 分析显示，在水稻某些生长阶段根际微生物群落的组成在抗异丙隆转基因水稻、施用异丙隆的转基因水稻与非转基 因水稻间存在一定差异。根际微生物群落的主成分分析显示，抗异丙隆转基因水稻、施用异丙隆的转基因水稻和非 转基因水稻根际微生物群落组成间无显著差异，但不同生长阶段的根际微生物群落组成出现空间分异。根际微生物 群落变差分解分析显示，水稻生长阶段对根际土壤中的细菌群落结构变化的影响为45.62%，而品种和施用异丙隆对 根际土壤中细菌群落结构变化的影响分别为1.15%和2.76%；水稻生长阶段对根际土壤中真菌群落结构变化的影响 为48.36%，而品种和施用异丙隆对根际土壤中真菌群落结构变化的影响分别为1.36%和2.45%。【结论】种植抗异丙隆 转基因水稻和施用异丙隆并未对转基因水稻根际微生物群落产生显著影响，但根际土壤中的细菌和真菌群落一定程 度上受水稻生长阶段的影响。

关键词：转基因水稻；除草剂；异丙隆；根际微生物群落；高通量测序

文章编号：2095-1191（2024）04-1010-13

中图分类号：S154.3；S511

文献标志码：A

Effects of planting isoproturon–resistant transgenic rice （Oryza sativa） and applying isoproturon on rhizospheric microbial communities of transgenic rice

SU Xiang-ning1， LI Chuan-ying1， LIU Xue-song2， ZHANG Yu-ping1*

（1Research Institute of Plant Protection， Guangdong Academy of Agricultural Sciences/Key Laboratory of Green Prevention and Control of Fruits and Vegetables in South China， Ministry of Agriculture and Rural Affairs/Key Laboratory of High Technology for Plant Protection of Guangdong Province， Guangzhou， Guangdong 510640， China; 2Institute of

Agricultural Facilities and Equipment， Jiangsu Academy of Agricultural Sciences， Nanjing， Jiangsu 210014， China）

Abstract：[Objective]The effects of planting isoproturon-resistant transgenic rice and application of herbicide isopro-turon on rhizospheric microbial communities of transgenic rice were studied to provide a scientific basis for ecological risk assessment of herbicide-resistant rice cultivation. 【Method】Based on pot experiments， the differences in rhizosphere mi- crobial community diversity and composition between two isoproturon-resistant transgenic rice lines and their parents and isoproturon-treated transgenic rice at different rice growth stages were analyzed by high-throughput sequencing technique.【Result 】The results of high-throughput sequencing showed that the dominant bacterial phyla in rhizospheric microbial communities at all growth stages of rice were Proteobacteria， Acidobacteriota， Gemmatimonadota， Bacteroidota， and Myxococcota. The dominant fungal phyla in the rhizosphere microorganisms were Rozellomycota， Ascomycota， Basidio- mycota， Glomeromycota， and Mortierellomycota. Regardless of the cultivation of isoproturon-resistant transgenic rice， non-transgenic rice or the application of herbicide isoproturon， the richness index， Simpson diversity index， and Shannon diversity index of rice rhizosphere microbial communities were not significantly affected at the same growth stage of rice （Pgt;0.05， the same below）. There was no significant difference in the relative abundance of most dominant microbial phyla in the rhizosphere microorganisms of isoproturon-resistant transgenic rice， isoproturon-treated transgenic rice and non-transgenic rice. Individual dominant phyla changed at specific growth stages of rice. The cluster analysis based on the top 15 abundant microbial genera also showed that there were some differences in the composition of rhizospheric micro- bial communities among isoproturon-resistant transgenic rice， isoproturon-treated transgenic rice， and non-transgenic rice at some growth stages of rice. The principal component analysis of rhizosphere microbial communities showed that there was no significant difference in the composition of rhizospheric microbial communities among isoproturon-resistant trans- genic rice， isoproturon-treated transgenic rice， and non-transgenic rice， but there were spatial differentiation at different growth stages in the composition of rhizosphere microbial communities. The results of variation partitioning analysis of rhizosphere microbial community showed that the influence of rice growth stage on bacterial community structure varia- tions in rhizospheric soil was 45.62%， while the influences of varieties and application of isoproturon on bacterial commu- nity structure variations in rhizospheric soil were 1.15% and 2.76% respectively. The influence of rice growth stage on fun- gal community structure variations in rhizospheric soil was 48.36%， while the influence of varieties and application of isoproturon on fungal community structure variations in rhizospheric soil were only 1.36% and 2.45% respectively. 【Con- clusion JThe planting isoproturon-resistant transgenic rice and application of isoproturon causes no significant effect on rhi- zosphere microbial communities of transgenic rice. However， the bacterial and fungal communities in rhizosphere soils are influenced by the growth stages of rice to some extent.

Key words： transgenic rice; herbicide; isoproturon; rhizospheric microbial communities; high-throughput sequencing

Foundation items： National Natural Science Foundation of China （32001451）; Guangdong Basic and Applied Basic Research Project （2021A1515111108）

0引言

[研究意义]转基因作物商业化的23年间，转基因作物在全球的累计种植面积达27亿ha，为全球带来2249亿美元的经济效益（国际农业生物技术应用服务组织，2021）。统计数据显示，2019年全球共种植1.904亿ha的转基因作物，其中我国转基因作物种植面积为320万ha，包括棉花和木瓜等作物（宋亚娜等，2024）。近3年来，农业农村部先后批准了一批转基因玉米生产应用的安全证书，转基因玉米即将加人我国转基因作物商业化种植。可见，种植转基因作物能带来一定的经济效益，但同时其潜在环境风险问题也引起了公众的广泛关注，如对根际微生物群落组成及功能的影响（Lu et al.，2017）。土壤是生命赖以生存的基础，根际土壤是靠近植物根系的狭窄土层，是植物一土壤一微生物互作的主要发生场所，土壤中根际微生物的数量和丰度远大于非根际（Bardgctt ct al.，1999）。根际微生物参与了许多植物和土壤的生理生化过程，如土壤有机质分解、腐殖质形成和养分转化循环等（Wiehe and Hoflich，1995;刘智等，2022;唐芬芬等，2023）。此外，根际微生物还具有平衡土壤生态系统、净化土壤环境和生物修复等重要作用（陈晓雯等，2011）。转基因作物可能会通过基因平移和根系分泌外源蛋白等方式影响根际微生物群落的组成和结构，最终影响土壤物质能量循环和土壤生态系统的稳定性和可持续性（Aira et al.，2010; Inccoglu et al.，2010; Yang， 2011）。此外，种植转基因抗除草剂作物导致除草剂的大量使用，可能会影响根际微生物群落的多样性（Tanget al.，2019）。因此，研究种植转基因作物和施用除草剂对根际微生物的影响具有重要的生态学意义。【前人研究进展】多年来，种植转基因作物对土壤微生物群落是否具有影响一直存在争议。部分研究认为，种植转基因作物对土壤微生物群落的影响很小或无影响，而且这种影响往往是暂时的。如，SUV3转基因耐盐水稻（Oryza sativa）、原卟啉氧化酶（PPO）转基因水稻和Bt转基因水稻对根际土壤细菌和真菌的多样性及丰度无影响（Liu et al.，2008；Chun et al.，2012;Sahoo et al.，2015）;crylAc/cpti抗虫转基因水稻连续种植4年后对稻田土壤细菌或真菌的群落组成及丰度无显著影响（Song et al.，2014）；抗真菌合成几丁质酶（NiC）转基因油菜（Brassica napus）对根际土壤中细菌、真菌和放线菌的数量、多样性及群落结构无显著影响（Khan et al.，2017）；2种抗草铵膦油菜及施用草铵膦对根际微生物群落的多样性影响相对较小，但其受油菜生长阶段的影响更大（Gyamfi et al.，2002;Tang et al.，2019）;CrylAb/Ac转基因棉花根际土壤中细菌和真菌的群落多样性、优势菌群和物种相对丰度等指标与对照相比差异不显著（Xie et al.，2016;Qi et al.，2018）。但也有部分研究表明转基因作物对根际微生物有特定的影响。如，不同生长阶段转Bt抗虫棉通过Bt蛋白对根际土壤细菌的相对丰度和群落结构产生影响，但不影响其Alpha多样性，（王甜甜等，2021）；Bt转基因抗虫水稻及其转基因杂交水稻提高了稻田土壤细菌或真菌群落多样性，改变了细菌或真菌主要种类的相对丰度，但对细菌或真菌群落及功能组成的影响不显著（宋亚娜等，2024）。还有研究表明，抗虫转基因棉花使根际土壤中细菌或真菌的多样性和丰度均发生变化（Donegan et al.，1995）；抗虫转基因玉米对根际土壤细菌群落也能产生一定影响（Castaldini et al.，2005）；转Bt玉米和非转Bt玉米在Alpha多样性和根际土壤细菌群落组成方面存在显著差异（vanWyk"Deidré et al.，2017）。关于转基因作物对根际微生物影响的研究结果不一，部分原因是由根际微生物群落组成的高度复杂性及检测技术的局限性所致。随着高通量测序技术的发展，实现了根际微生物大规模基因测序，为研究根际微生物的种类、结构和多样性提供了丰富信息（Zhang et al.，2021）。水稻是全球超过35亿人口的主要粮食作物。全球约90%的水稻种植在亚洲，我国水稻种植面积占世界种植面积的1/3，是世界上最大的稻米生产国和消费国（Liuet al.，2022）。异丙隆（Isoproturon，IPU）是我国最常使用的除草剂之一，由于异丙隆残效期长、土壤吸附性差，导致其在土壤、地表水和地下水中频频检出（Lu et al.，2016）。环境中残留的异丙隆及其部分次生代谢产物对生物具有一定的毒性效应，不仅会抑制后茬敏感作物（水稻等）的生长（Spirhanzlova etal.，2019），还会在其体内富集，甚至在谷物中累积，对我国粮食安全构成严重威胁（Luet al.，2016）。培育推广具有抗除草剂能力的水稻品种是解决上述问题的有效途径，其中，利用转基因技术将外源抗性基因转入水稻是获得抗除草剂水稻品种快速有效的方法。目前，抗草甘膦基因和抗草铵膦基因在转基因作物中应用最广泛。抗草甘膦基因包括cp4 epsps、goxv247、gat4601、mepsps、2mepspsepsps、epsps和grg23ace5，抗草铵膦基因主要包括bar和pat。但关于抗除草剂转基因水稻对根际微生物的影响研究较少，有研究表明，转bar基因水稻与其亲本在水稻成熟期时的根际土壤中细菌多样性指数差异不显著，但个别属的丰度存在显著差异（He et al.，2019）。【本研究切入点】目前，有关抗异丙隆转基因水稻对其根际微生物群落多样性和组成结构的影响尚不明确。【拟解决的关键问题】采用高通量测序技术对抗异丙隆转基因水稻及其亲本和施用异丙隆的转基因水稻在不同生长阶段的根际土壤中细菌16SrRNA和真菌ITS序列进行分析，以明确种植抗异丙隆转基因水稻及施用异丙隆对转基因水稻根际微生物群落组成和多样性的影响，为抗异丙隆转基因水稻种植的生态风险评价提供科学依据。

1材料与方法

1.1试验材料

1.1.1供试水稻品种

2个抗异丙隆转基因水稻株 系转基因1和转基因2（以下简称OE1和OE2）是以 水稻日本晴为亲本受体，通过基因工程方法过表达 一个糖基转移酶OsIRGTI基因获得抗除草剂能力的 水稻材料，由南京农业大学理学院杨红课题组提供； 该水稻材料能显著增强对除草剂异丙隆的耐受能 力（Su et al.，2019）。非转基因日本晴水稻（Nippon-bare）（以下简称NP）由南京农业大学理学院杨红课 题组提供。

1.1.2供试药品

异丙隆原药（纯度为98.9%）（广州毅田生物技术有限公司）。

1.1.3试验土壤

采自广东省农业科学院植物保 护研究所大丰试验基地（23°09'N，113°22'E）2～ 10cm的稻田土，无转基因作物种植史且土壤未施 用过农药。供试土壤为红壤，基本理化性质：pH5.96、 全氮1.16 mg/kg、全磷0.61 g/kg、全钾19.54 g/kg、有效氮128.72mg/kg、有效磷22.27 mg/kg和速效钾 82.42 mg/kg。

1.2试验方法

1.2.1试验设计与土壤样本采集

盆栽试验在广东省农业科学院植物保护研究所试验大棚（23：08'N，113°20'E）进行。水稻播种前，将土壤经20 目筛网去除杂质，并在15～20 ℃的室内风干。用搅拌器将土壤搅拌均匀，保证土壤理化性质均匀，微生物分布均匀。土壤经过10 d的预湿润期，以改善土壤初始微生物定殖。土壤装入直径35 cm、高40 cm的盆中，每盆装入15 kg土壤，每盆1棵水稻，每处理5棵水稻，每处理6次重复。试验期为2023年5-9月。

试验设4个处理：（1）野生型日本晴水稻（NP）；（2）抗异丙隆转基因水稻株系1（OE1）；（3）抗异丙隆转基因水稻株系2（OE2）；（4）抗异丙隆转基因水稻株系1，并在水稻2～3叶期施用4mg/L异丙隆（推荐浓度）（OE1+IPU）。分别于水稻播种前、苗期、分蘖期、拔节期、开花期和成熟期6个阶段采集水稻根际土壤，取样时采用抖根法采集根际土壤样本，每处理采集6份土壤样本，于-80℃冰箱中保存待用。

1.2.2根际微生物DNA提取

采用强力土壤DNA提取试剂盒（美国MOBIO公司）提取根际微生物总DNA。称取0.5g解冻后的土壤样本，按试剂盒操作说明进行根际微生物总DNA提取，采用1.2%琼脂糖凝胶电泳检测提取基因组DNA的纯度和浓度。DNA样品于-20°℃冰箱保存待用。

1.2.3根际微生物高通量测序

将DNA样本用干冰包装后送至上海欧易生物医学科技有限公司进行微生物基因高通量测序。利用引物343F：5'-TACGGRAGGCAGCAG-3'和798R：5'-AGGGTATCTAATCCT-3'对细菌16S rRNA的V3～V4区进行PCR扩增。利用引物ITS1F：5'-CTTGGTCATTTAGAGGAAGTAA-3'和ITS2R：5'-GCTGCGTTCTTCATCGATGC-3'对真菌ITS的V1区进行扩增。PCR反应体系50μL：2×Premix Tag 25 pL，上、下游引|物（10mmol/L）各1 pL，DNA（20ng/μL）模板3μL，无菌水补足至50 μL。扩增程序（细菌）：95℃预变性2min；95°℃30s，55℃30s，72℃45s，进行30个循环；72°℃延伸10min。扩增程序（真菌）：95℃预变性2min；95°℃30s，58℃30s，72℃45s，进行33个循环；72℃延伸10min。采用Illumina MiSeq测序平台进行测序（上海欧易生物医学科技有限公司）。

1.3统计分析

使用QIIME2（2020.11）软件包对原始序列进行分析（Bolyen et al.，2019）。通过Cutadapt对原始数据进行序列去噪、聚类和嵌合体去除，获得扩增子序列变体（Amplicon sequence uariant，ASV），统计每个样本中被分类为ASV的标签数量，从而得到每个样本中每个签名序列的丰度；在97%相似度水平对高质量序列聚类，获得门、纲、目、科和属各水平下的分类单元。利用QIIME2（2020.11）计算丰富度指数（Chao1）、辛普森多样性指数（Simpson）和香农多样性指数（Shannon）。以Alpha多样性指数为基础，计算多样性指数在各组间的差异显著性（Kruskal Wal-lis/Wilcoxon）。采用基于Bray-Curtis距离矩阵算法进行群落组成的主成分分析（PCA），同时进行样本间的Adonis和Anosim等差异显著性分析，评价各组间样本群落的分布。使用R语言进行微生物群落变差分解分析（VPA）。

采用Excel2010对试验数据进行统计和整理，采 用SPSS 22.0进行单因素方差分析（One-way ANOVA）及LSD显著性检验。运用Origin Graph 2018制图。

2结果与分析

2.1水稻根际微生物高通量测序结果的质量分析

水稻根际微生物高通量测序序列经质控过滤 后，获得75892～77909条细菌16SrRNA高质量序列，获得72204～76961条真菌ITS高质量序列（表1）。 细菌和真菌序列的平均样本覆盖率分别为96.12%和93.78%，表明测序取样深度涵盖了大部分根际土 壤中的细菌和真菌，测序结果可反映大多数根际微 生物群落的结构和组成。

2.2水稻根际微生物群落多样性分析结果

通过对水稻根际土壤中细菌16SrRNA及真菌 ITS的高通量测序，分析种植抗异丙隆水稻及其亲本 和施用异丙隆转基因水稻的根际微生物群落Alpha 和Beta多样性。

由表2可看出，在水稻同一生长阶段，非转基因 水稻（NP）、转基因水稻（OE1、OE2）和施用异丙隆的转基因水稻（OE1+IPU）的根际土壤中细菌和真菌群落的Chao1指数、Simpson指数和Shannon指数均无显著差异（Pgt;0.05，下同），但在水稻不同生长阶段， 4个处理的根际土壤中细菌和真菌群落的Chao1指 数、Simpson指数和Shannon指数存在显著差异（Plt; 0.05，下同）。由此可见，种植抗异丙隆转基因水稻 和施用异丙隆对根际微生物群落的多样性和物种丰 富度没有影响，但水稻不同生长阶段的根际微生物 群落丰富度和多样性存在显著变化。

水稻根际土壤中细菌及真菌群落的Beta多样性 主成分分析结果显示，不同处理间的细菌群落组成 在第一主成分（PC1）和第二主成分（PC2）的解释度分别为2.96%和2.40%，真菌群落组成在PC1和PC2 的解释度分别为2.83%和2.76%，表明不同处理间根 际土壤中细菌（真菌）群落组成在PC1与PC2方向上的分布差异相近（图1-A和图1-C）。因此，不同处理 间水稻根际土壤中细菌（真菌）群落组成间差异不大。 在水稻不同生长阶段，根际土壤中细菌（真菌）群落 组成PC1与PC2的解释度差异较大，细菌群落组成 解释度分别为12.72%和2.57%，真菌群落组成解释度分别为12.63%和2.45%（图1-B和图1-D）。因此，水稻不同生长阶段根际土壤中细菌（真菌）群落组成间差异较大。

2.3水稻根际微生物群落的物种组成

本研究水稻根际土壤中共鉴定出46个细菌门和17个真菌门。细菌16SrRNAV3～V4区高通量测序的物种分类注释与组成分析表明，根际土壤中的细菌主要包括变形菌门（Proteobacteria）、酸杆菌门（Acidobacteria）、芽单胞菌门（Gemmatimonadota）、拟杆菌门（Bacteroidota）和粘球菌门（Myxococcota）等5门，共计占细菌总量的 83.31%，变形菌门、酸杆菌门、芽单胞菌门、拟杆菌门和粘球菌门依次占44.88%、13.50%、9.67%、9.21%和6.05%。

由图2可看出，水稻苗期时，施用异丙隆的转基因水稻的根际土壤中变形菌门和粘球菌门的相对丰度均显著低于其他3个处理，拟杆菌门的相对丰度显著低于OE2；水稻开花期时，抗异丙隆转基因水稻的根际土壤中酸杆菌门相对丰度均显著低于非转基因水稻。

根际土壤中真菌ITSV1区高通量测序的物种分类注释与组成分析表明，罗兹菌门（Rozellomy-cota）、子囊菌门（Ascomycota）、担子菌门（Basidiomy-cota）、球囊菌门（Glomeromycota）和被孢霉门（Mor-tierellomycota）是主要优势种群。其中，罗兹菌门、子囊菌门和担子菌门依次占真菌总量的40.23%、29.38%和10.48%。

由图3可看出，水稻分蘖期时，施用异丙隆的转基因水稻的根际土壤中罗兹菌门的相对丰度显著低于其他3个处理，子囊菌门的相对丰度显著低于抗异丙隆转基因水稻。

根据所有样本在属水平的物种注释，选择细菌和真菌平均相对丰度前15位的属物种绘制聚类热图。由图4可看出，水稻拔节期时，水稻根际土壤中细菌属的物种组成首先在转基因水稻OE1与OE2聚类，说明水稻拔节期2个抗异丙隆转基因水稻株系的细菌群落物种组成相似（图4-A）；水稻开花期时，水稻根际土壤中细菌属的物种组成在转基因水稻OE1与非转基因水稻NP首先聚类，而水稻分蘖期二者聚类较远，说明转基因水稻OE1的细菌群落物种组成与非转基因水稻NP相似，而水稻分蘖期二者差异较大；水稻成熟期时，水稻根际土壤中细菌属的物种组成首先在转基因水稻OE2与非转基因水稻NP之间聚类，说明转基因水稻OE2的细菌群落物种组成与非转基因水稻NP相似。

在水稻苗期时，水稻根际土壤中真菌属的物种组成首先在非转基因水稻NP与转基因水稻OE1之间聚类，而开花期时二者聚类距离最远（图4-B），说明水稻苗期非转基因水稻NP的真菌群落物种组成与转基因水稻OE1相似，但水稻开花期时二者差异增大;在水稻分蘖期时，水稻根际土壤中真菌属的物种组成在非转基因水稻NP与施用异丙隆的转基因水稻OE1之间聚类，而拔节期和开花期时二者聚类距离最远（图4-B），说明水稻分蘖期非转基因水稻NP的真菌群落物种组成与施用异丙隆的转基因水稻相似，但水稻拔节期和开花期时二者差异变大。

2.4影响根际微生物群落变化的因素

用R语言进行微生物群落变差分解分析，结果显示，水稻生长阶段对细菌群落结构变化的影响为45.62%，而品种和施用异丙隆对细菌群落结构变化的影响仅为1.15%和2.76%（图 5-A）。水稻生长阶段对真菌群落结构变化的影响为 48.36%，而品种和施用异丙隆对真菌群落结构变化的影响仅为 1.36%和2.45%（图5-B）。表明根际微生物群落的分布明显受水稻生长阶段的影响。

3讨论

随着第三代测序技术的发展，可实现高通量全长细菌16S rRNA和真菌ITS 测序，不需要对土壤中细菌和真菌进行分离培养即可获得土壤中所有微生物群落的基因全长信息，具有高通量和物种鉴定准确等优点，已成为研究微生物群落的重要手段。本研究利用高通量测序技术分析了2个抗异丙隆转基因水稻株系及其亲本和施用异丙隆的转基因水稻在不同生长阶段根际微生物群落的差异。在所有样本中，水稻根际土壤的优势细菌门主要包括变形菌门、酸杆菌门、芽单胞菌门、拟杆菌门和粘球菌门等；优势真菌门为罗兹菌门、子囊菌门、担子菌门、球囊菌门和被孢霉门等，与前人的研究结果（宋亚娜等，2024）类似。

在根际微生物群落多样性和物种组成方面，在水稻同一生长阶段，抗异丙隆转基因水稻及其亲本和施用异丙隆的转基因水稻的Alpha多样性指数和Beta多样性的主成分分析均无明显差异。在物种相对丰度方面，抗异丙隆转基因水稻及其亲本和施用异丙隆的转基因水稻在相同生育期大多数根际微生物的优势菌门相对丰度无显著差异，只有在水稻个别生长阶段存在差异。如，在水稻苗期时，施用异丙隆的转基因水稻的变形菌门和粘球菌门相对丰度均显著低于其他3个处理，拟杆菌门的相对丰度显著低于转基因水稻OE2；水稻开花期时，抗异丙隆转基因水稻的酸杆菌门相对丰度均显著低于非转基因水稻。酸杆菌门是一个高度多样化的细菌门，在酸性土壤中尤其丰富，酸性土壤环境有利于酸杆菌群的生长，其相对丰度与土壤pH呈负相关（Schabereiter-Gurtner et al.，2002;Liu et al.，2014;王怡等，2019;杨立宾等，2019）。因此推测抗异丙隆转基因水稻在开花期土壤pH升高是导致酸杆菌群相对丰度下降的原因。根际土壤中优势真菌只在水稻分蘖期存在差异，即施用异丙隆的转基因水稻的根际土壤中罗兹菌门的相对丰度显著低于其他3个处理，子囊菌门的相对丰度显著低于抗异丙隆转基因水稻。变差分解分析也显示抗异丙隆转基因水稻及其亲本对根际微生物群落结构变化的影响较小。这一结果与许多学者的研究结论类似，如CaMSRB2转基因水稻和OsrHSA转基因水稻在根际微生物多样性与非转基因水稻无显著差异（Zhang et al.，2015;Sohn et al.，2016）。转基因美洲杨74/76与非转基因杨树根际细菌群落的丰富度和多样性均无显著差异（Fan et al.，2020）。

水稻不同生长阶段，无论是根际微生物群落的Alpha多样性指数还是Beta多样性的主成分分析，抗异丙隆转基因水稻及其亲本和施用异丙隆的转基因水稻均存在较大差异。变差分解分析显示水稻生长阶段对根际微生物群落结构变化有明显影响，说明水稻不同生长阶段对根际微生物群落的影响较大。研究表明，土壤微生物群落结构受多种因素影响，如作物的生长阶段、品种、土壤类型、种植年限和耕作方式（Weinert et al.，2011;Hannula et al.，2012;荣梓玉等，2022）等。另有研究发现，影响转基因作物根际微生物群落结构的主要因素是作物的生长期和种植年限，而非转基因因素（Lü et al.，2014；Guanet al.，2021）。Locke等（2008）研究了转基因抗草甘膦玉米和抗草甘膦棉花根际微生物群落结构多样性，发现非转基因与转基因作物之间无显著差异，而作物生长阶段是影响微生物群落结构的主要因素；转CrylIe基因玉米和非转基因玉米的根际土壤中细菌丰富度和多样性指数及群落结构均无显著差异，但主成分分析表明苗期、花期、成熟期的转基因玉米和亲本均存在显著差异（Liang et al.，2018）；转几丁质酶基因棉花根际土壤中的细菌群落随棉花的生长阶段发生显著改变，但同一生育期转几丁质酶棉花根际土壤中细菌的群落结构和功能菌数量与非转基因棉差异不显著（Shahmoradi et al.，2019）。

另外，基于相对丰度前15位微生物属的聚类分析也表明，在水稻某些生长阶段其根际土壤中细菌或真菌群落组成在抗异丙隆转基因水稻、施用异丙隆的转基因水稻与非转基因水稻间存在一定差异。研究表明，转bar基因水稻与常规水稻的根际土壤中细菌多样性指数差异不显著，但个别属的丰度存在显著差异，其中厌氧菌属含量显著高于常规水稻（He et al.，2019）。Qiao 等（2017）研究发现，在转基因棉花苗期时，丝核菌属（Rhizoctonia）和链格孢属（Alternaria）的相对丰度高于非转基因棉，镰孢菌属（Fusarium）相对丰度降低;在棉花花蕾期，亡革菌属（Thanatephorus）、轮枝孢属（Verticillium）、赤霉菌属（Gibberella）和镰孢菌属的相对丰度升高，而丝核菌属的相对丰度降低。这些研究结果的差异可能归因于外源基因类型及除草剂使用浓度等因素（Tang etal.，2019）。

转基因抗除草剂作物的广泛应用不可避免地增加了相关除草剂的使用量。喷施化学农药可能会影响水稻根际微生物的群落结构和功能，影响程度与喷施农药的浓度密切相关（李鸿波和吴朝晖，2018）。因此，长期大量施用除草剂对根际微生物多样性和结构组成的影响值得关注。研究表明，田间施用异丙隆对土壤中的酸杆菌门、放线菌门（Actinobacte ria）、变形菌门、拟杆菌门、厚壁菌门（Firmicutes）、芽单胞菌门、疣微菌门（Verrucomicrobia）、浮霉菌门（Planctomycetes）和泉古菌门（Crenarchaea）的丰度无显著影响（Storck et al.，2014）。本研究结果显示，苗期施用4mg/L异丙隆的转基因水稻和未施用异丙隆转基因水稻的根际微生物群落多样性和物种组成无显著差异，变差分解分析也显示施用异丙隆对根际微生物群落结构变化的影响较小。因此，在异丙隆推荐使用浓度下不会影响土壤微生物群落结构多样性和物种组成。在以往的研究中，转基因作物种植后施用对根际微生物群落组成的影响存在不同研究结果。种植抗草铵膦转基因油菜Z7B10和施用草铵膦对根际土壤中细菌群落组成无不利影响（Tang et al.，2019）。然而，在一些种植了抗草甘膦转基因作物的地区，大量使用草甘膦已导致根际微生物群落的健康状况恶化，在干旱或土壤变得贫瘠的情况下，这种影响会更加严重（Tang et al.，2019）。Means等（2007）发现，在种植抗草甘膦转基因大豆时，大量施用草甘膦会促进土壤中镰孢菌属和腐霉菌属（Pythium）的生长。因此，后续研究中可通过田间试验，分析种植该转基因水稻与施用异丙隆后根际微生物群落组成与功能、水稻根系分泌物代谢及土壤pH、养分含量等根际微环境的变化状况，进一步明确种植抗除草剂转基因水稻对根际微生物群落的影响并深入探讨其机制。

4结论

种植抗异丙隆转基因水稻和施用异丙隆并未对 转基因水稻根际土壤中的细菌和真菌群落多样性、 优势菌群种类和物种相对丰度等指标产生显著影 响，但根际土壤中的细菌和真菌群落一定程度上受 水稻生长阶段的影响。

参考文献（References）：

陈晓雯，林胜，尤民生，杨广，王锋.2011.转基因水稻对土壤 微生物群落结构及功能的影响[J].生物安全学报，20（2）：151-159.陈晓伟，林生，尤明生，杨克，王。2011。转基因水稻对土壤微生物群落结构和功能的影响[J].生物安全杂志，20（2）：151-159。]

国际农业生物技术应用服务组织.2021.2019年全球生物技 术/转基因作物商业化发展态势[J].中国生物工程杂志，41 （1） ： 114-119.获得农业生物技术应用的国际服务。2021.2019年全球生物技术/转基因作物商业化发展[J].中国生物技术，41 （1）： 114-119。] doi： 10。13523/j.cb.2012100

李鸿波，吴朝晖.2018.水稻根际微生物的影响因素研究进展

[J].杂交水稻，33（4）：1-6.[LiH B，Wu C H.2018.Research

progress on factors influencing rhizosphere microorganisms of rice [J]. Hybrid Rice，33（4） ： 1-6.] doi： 10.16267/j.

cnki.1005-3956.20180329.095.

刘智，张虹，罗会婷，王仲伟，汤诗杰.2022.不同种植模式下 凤丹根际微生物群落结构和多样性分析[J].江苏农业学

报，36（2）：502-511.[Liu Z，Zhang H，Luo HT，Wang ZW， Tang S J. 2022. Analysis on community structure and diversity in rhizosphere microorganisms of Paeonia ostii under different planting patterns[J]. Jiangsu Journal of Ag- ricultural Sciences ， 36 （2） ： 502-511.] doi ： 10.3969/j.issn.

1000-4440.2022.02.026

荣梓玉，凌键，李惠霞，张莉，张园园，王乐.2022.草田轮作模 式下土壤微生物群落结构和多样性分析[J].甘肃农业

大学学报，57（6）：155-163.[RongZY，LingJ，LiHX， Zhang L， Zhang Y Y， Wang L. 2022. Analysis on soil microbial community structure and diversity in fodder-crop rotation system[J]. Journal of Gansu Agricultural Univer- sity，57（6）：155-163.] doi：10.13432/j.cnki.jgsau.2022.06.

019.

宋亚娜，陈在杰，林艳，胡太蛟，吴明基，王锋.2024.抗虫转基 因水稻及其杂交水稻对土壤微生物群落多样性与组成 的影响[J].中国生态农业学报（中英文），32（1）：15-29.[Song Y N， Chen Z J， Lin Y，Hu T J， Wu M J， Wang F.

2024. Effect of insect-resistant transgenic rice and its hybrid combination rice on diversity and composition of soil microbial community[J]. Chinese Journal of EcoAgriculture，32（1）： 15-29.] doi： 10.12357/cjea.20230267.

唐芬芬，杨伟克，谢昆，张祖芸，李娜.2023.马铃薯块茎蛾取 食胁迫下马铃薯根际土壤微生物代谢功能多样性变化 [J].河南农业科学，52（11）：104-112.[Tang F F，Yang W K， Xie K， Zhang Z Y， Li N. 2023. Changes of metabolic functional diversity of potato rhizosphere soil microorgani- sms under feeding stress of potato tuber moth， Phthori- maea operculella Zeller [J]. Journal of Henan Agricultural Sciences，52（11）：104-112.] doi：10.15933/j.cnki.1004-3268.2023.11.012.

王甜甜，闫冰，陈彦君，关潇，李俊生.2021.不同生育期转基 因抗虫棉根际土壤细菌群落特征[J].环境科学研究，34（7）：1728-1736.[Wang T T，Yan B，Chen Y J，Guan X，Li J S. 2021. Characteristics of bacterial community of rhizosphere soil of transgenic insect-resistant cotton at different growth stages[J]. Research of Environmental Sciences， 34（7）：1728-1736.] doi： 10.13198/j.issn.1001-6929.2021.04.11.

王怡，常彬河，刘月，梁建军，薛芷筠，张泽文，何冬兰.2019.基于MiSeq测序分析酸性农作物土壤细菌群落结构与多样性[J].环境科学研究，32（9）：1575-1583.[WangY，Chang B H，Liu Y，Liang J J，Xue Z J，Zhang Z W，He DL. 2019. Analysis of bacterial community composition anddiversity in acid soil using MiSeq sequencing[J]. Researchof Environmental Sciences， 32 （9） ： 1575-1583.] doi： 10.13198/j.issn.1001-6929.2019.01.06.

杨立宾，隋心，崔福星，朱道光，宋翰林，倪红伟.2019.汤旺河国家公园不同演替阶段森林土壤细菌多样性变化规律 [J].环境科学研究，32（3）：458-464.[Yang L B，Sui X， Cui F X，Zhu D G，Song H L， Ni H W. 2019. Soil bacterial diversity between different forest successional stages in Tangwanghe National Park[J]. Research of Environmental Sciences，32（3） ：458-464.] doi： 10.13198/j.issn.1001-6929.2018.09.06.

Aira M， Gomez-Brandon M， Lazcano C， Baath E， Dominguez J. 2010. Plant genotype strongly modifies the structure and growth of maize rhizosphere microbial communities [J].

Soil Biology and Biochemistry， 42 （12） ： 2276-2281. doi： 10.1016/j.soilbio.2010.08.029.

Bardgett， Denton， Cook. 1999. Below-ground herbivory promotes soil nutrient transfer and root growth in grassland [J]. Ecology Letters， 2（6）：357-360. doi： 10.1046/j.1461-0248.1999.00001.×.

Bolyen E，Rideout J R，Dillon M R，Bokulich N A，Abnet C C， Al-Ghalith G A， Alexander H， Alm E J， Arumugam M， Asnicar F. 2019. Reproducible， interactive， scalable and extensible microbiome data science using QIIME 2 [J]. Nature Biotechnology， 37（8） ： 852-857. doi： 10.1038/s41587-019-0209-9.

Castaldini M， Turrini A， Sbrana C，Benedetti A， Marchionni M， Mocali S， Fabiani A， Landi S， Santomassimo F，Pietrangeli B， Nuti M P， Miclaus N， Giovannetti M. 2005. Impact of Bt corn on rhizospheric and soil eubacterial communities

and on beneficial mycorrhizal symbiosis in experimental microcosms[J]. Applied and Environmental Microbiology，

71 （11） ： 6719-6729. doi： 10.1128/AEM.71.11.6719-6729.

2005. Chun Y J，Kim H J，Park K W，Jeong S C，Lee B，Back K，Kim K C G. 2012. Two-year field study shows little evidence that PPO-transgenic rice affects the structure of soil microbial communities[J]. Biology and Fertility of Soils，48（4）：453-461. doi： 10.1007/s00374-011-0626-5.

Donegan K K， Palm C J， Fieland V J， Porteous L A， Ganio L M， Schaller D L， Bucao L Q， Seidler R J. 1995. Changes in levels， species and DNA fingerprints of soil microorganisms associated with cotton expressing the Bacillus thuringiensis var. kurstaki endotoxin [J]. Applied Soil Ecology，2（2）：111-124. doi：10.1016/0929-1393（94）00043-7.

Fan J M，Dong Y，Yu XY，Yao L Z，Li D M，Wang J M，Yang M S. 2020. Assessment of environmental microbial effects of insect-resistant transgenic Populusxeuramericana cv.

‘74/76' based on high-throughput sequencing[J]. Acta Physiologiae Plantarum， 42（11）： 167. doi： 10.1007/s11738-020-03148-3.

Guan Z J，Wei W， Stewart C N，Tang Z X. 2021. Effects of transgenic oilseed rape harboring the CrylAc gene on microbial communities in the rhizosphere soil [J]. European Journal of Soil Biology， 103： 103277. doi： 10.1016/j.ejsobi.2021.103277.

Gyamfi S， Pfeifer U， Stierschneider M， Sessitsch A. 2002. Effects of transgenic glufosinate-tolerant oilseed rape （Brassica napus） and the associated herbicide application

on eubacterial and Pseudomonas communities in the rhizosphere[J]. FEMS Microbiology Ecology，41： 181-190. doi：10.1111/j.1574-6941.2002.tb00979.x.

Hannula S E，Boer W D， Veen J V. 2012. A 3-year study reveals that plant growth stage，season and field site affect soil fungal communities while cultivar and GM-trait have minor effects[J]. PLoS One， 7（4） ： e33819. doi： 10.1371/journal.pone.0033819.

He M D，Zhang J C，Shen L B，Xu L X，Luo W J，Li D，Zhai N X， Zhao J F， Long Y， Pei X W， Yuan Q H. 2019. Highthroughput sequencing analysis of microbial community diversity in response to indica and japonica bar-transgenic rice paddy soils[J]. PLoS One， 14（9）： e0222191. doi： 10.1371/journal.pone.0222191.

Inceoglu Ö， Salles J F， van Overbeek L， van Elsas J D. 2010. Effects of plant genotype and growth stage on the betapro- teobacterial communities associated with different potato cultivars in two fields[J]. Applied Environmental Microbio- logy，76（11）：3675-3684. doi：10.1128/AEM.00040-10.

Khan M S， Sadat S U， Jan A， Munir I. 2017. Impact of transgenic Brassica napus harboring the antifungal synthetic chitinase （NiC） gene on rhizosphere microbial diversity and enzyme activities[J]. Frontiers in Plant Science，8：1307.doi：10.3389/fpls.2017.01307.

Liang J G， Luan Y， Jiao Y， Xin L T， Song X Y， Zheng X B， Zhang Z G. 2018. No significant differences in rhizosphere bacterial communities between Bt maize cultivar IE09S034 and the near-isogenic non-Bt cultivar Zong31 [J]. Plant， Soil and Environment，64（9） ：427-434. doi： 10.17221/260/2018-PSE.

Liu J J，Sui Y Y，Yu Z H，Shi Y，Chu H Y，Jin J，Liu X B，Wang G H. 2014. High throughput sequencing analysis of biogeographical distribution of bacterial communities in the black soil of northeast China [J]. Soil Biology and Biochemistry，70：113-122. doi：10.1016/j.soilbio.2013.12.014.

Liu W， Lu H H， Wu W， Wei Q K， Chen Y X， Thies J E. 2008. Transgenic Bt rice does not affect enzyme activities and microbial composition in the rhizosphere during crop development [J]. Soil Biology and Biochemistry， 40 （2） ：475-486. doi：10.1016/j.soilbio.2007.09.017.

Liu Y Y， Guo R， Zhang S W， Sun Y H， Wang F Y. 2022. Uptake and translocation of nano/microplastics by rice seedlings： Evidence from a hydroponic experiment[J]. Journal of Hazardous Materials， 421： 126700. doi： 10.1016/j.jhaz-mat.2021.126700.

Locke M A， Zablotowicz R M， Reddy K N. 2008. Integrating soil conservation practices and glyphosate-resistant crops： Impacts on soil[J]. Pest Management Science，64（4）：457-469. doi：10.1002/ps.1549.

Lu G H，Zhu Y L，Kong L R， Cheng J，Tang C Y，Hua X M， Meng F F，Pang Y J， Yang R W， Qi J L， Yang Y H. 2017. Impact of a glyphosate-tolerant soybean line on the rhizobacteria， revealed by Illumina MiSeq[J]. Journal of Microbiology and Biotechnology，27（3） ：561-572. doi： 10.4014/ jmb.1609.09008.

Lu Y C， Zhang J J， Luo F，Huang M T， Yang H. 2016. RNAsequencing Oryza sativa transcriptome in response to herbicide isoprotruon and characterization of genes involved in IPU detoxification [J]. RC Advances ， 6 （23） ： 1885218867.doi：10.1039/c5ra25986j.

Lü Y P， Cai H S， Yu J，Liu J P， Liu Q G， Guo C H. 2014. Bio- safety assessment of GFP transplastomic tobacco to rhizo- sphere microbial community[J]. Ecotoxicology， 23 （4）：718-725. doi：10.1007/s10646-014-1185-y.

Means N E， Kremer R J， Ramsier C. 2007. Effects of glyphosate and foliar amendments on activity of microorganisms in the soybean rhizosphere[J]. Journal of Environmental Science and Health Part B， 42 （2） ： 125-132. doi： 10.1080/

03601230601123227. Qi X M，Liu B，Wu H P，Song Q X，Jiang J W，Bu Y，Rui J Z， Zou B J， Zhou G H. 2018. Bacterial communities under long-term conventional and transgenic cotton farming systems using V3-V5 and V5-V9 of 16S rDNA[J] Ecotoxicology and Environmental Safety，164：618-628. doi：10.1016/ j.ecoenv.2018.08.038.

Qiao Q H，Wang F R，Zhang J X，Chen Y，Zhang C Y，Liu G D， Zhang H， Ma C L， Zhang J. 2017. The variation in the rhizosphere microbiome of cotton with soil type， genotype and developmental stage[J]. Scientific Reports，7（1）：3940.doi：10.1038/s41598-017-04213-7.

Sahoo R K， Ansari M W， Tuteja R， Tuteja N. 2015. Salt tolerant SUV3 overexpressing transgenic rice plants conserve physicochemical properties and microbial communities of rhizospher[J]. Chemosphere， 119： 1040-1047. doi：10.1016/j.chemosphere.2014.08.011.

Schabereiter-Gurtner C， Saiz-Jimenez C， Piñar G， Lubitz W， Rölleke S. 2002. Altamira cave Paleolithic paintings har- bor partly unknown bacterial communities[J] FEMS Micro- biology Letters， 211 （1） ： 7-11. doi ： 10.1111/j.1574-6968.2002.tb11195.x.

Shahmoradi Z S， Tohidfar M， Marashi H， MalekzadehShafaroudi S， Karimi E. 2019. Cultivation effect of chitinase-transgenic cotton on functional bacteria and fungi in rhizosphere and bulk soil[J]. Iranian Journal of Biotechnology，17（2）：e1982. doi：10.21859/ijb.1982.

Sohn S I， Oh Y J，Kim B Y， Cho H S. 2016. Effects of CaMSRB2-expressing transgenic rice cultivation on soil microbial communities[J]. Journal Microbiology Biotechnology，26（7）：1303-1310. doi：10.4014/jmb.1601.01058.

Song Y N， Su J， Chen R， Lin Y， Wang F. 2014. Diversity of microbial community in a paddy soil with crylAc/cpti transgenic rice[J]. Pedosphere，24（3）：349-358. doi：10.1016/

S1002-0160（14）60021-7.

Spirhanzlova P，Fini J B， Demeneix B， Lardy-Fontan S， VaslinReimann S， Lalere B， Guma N， Tindall A， Krief S. 2019. Composition and endocrine effects of water collected in the Kibale national park in Uganda [J]. Environmental Pollution，251：460-468. doi： 10.1016/j.envpol.2019.05.006.

Storck V， Pertile G， Evangelia P S， Rouard N. 2014. Fate and metabolism of the herbicide isoproturon in soil microcosms and its impact on soil microbial communities [C]// 13th IUPAC International Congress of Pesticide Chemistry.

Su X N，Zhang J J， Liu J T，Zhang N，Ma L Y，Lu F F，Chen Z J， Shi Z， Si W J， Liu C， Yang H. 2019. Biodegrading two pesticide residues in paddy plants and the environment by a genetically engineered approach [J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry，67（17） ：4947-4957. doi： 10.1021/

acs.jafc.8b07251.

Tang T， Chen G M， Liu F X， Bu C P， Liu L， Zhao X X. 2019. Effects of transgenic glufosinate-tolerant rapeseed （Brassica napus L.） and the associated herbicide application on rhizospheric bacterial communities[J]. Physiological and Molecular Plant Pathology ， 106： 246-252. doi ： 10.1016/j.pmpp.2019.03.004.

van Wyk Deidré A B， Adeleke R， Rhode， O H J， Bezuidenhout C C， Mienie C. 2017. Ecological guild and enzyme activi- ties of rhizosphere soil microbial communities associated with Bt-maize cultivation under field conditions in North West Province of South Africa[J]. Journal of Basic Micro- biology，57（9）：781-792. doi：10.1002/jobm.201700043.

Weinert N，Piceno Y， Ding G C，Meincke R，Heuer H，Berg G， Schloter， M， Andersen G， Smalla K. 2011. PhyloChip hybridization uncovered an enormous bacterial diversity in the rhizosphere of different potato cultivars： Many common and few cultivar-dependent taxa[J]. FEMS Microbiology Ecology， 75（3）：497-506. doi： 10.1111/j.1574-6941.2010.01025.×.

Wiehe W，Höflich G. 1995. Survival of plant growth promoting rhizosphere bacteria in the rhizosphere of different crops and migration to non-inoculated plants under field condi- tions in North-east Germany[J]. Microbiological Research，150（2）：201-206. doi：10.1016/S0944-5013（11）80057-1.

Xie M， Zhang Y J， Peng D， Wu G， Xu P， Zhao J， Zhang Z.

2016. Field studies show no significant effect of a CrylAb/ Ac producing transgenic cotton on the fungal community structure in rhizosphere soil [J]. European Journal of Soil Biology，73：69-76. doi： 10.1016/j.ejsobi.2016.01.006.

Yang Y H. 2011. Advances on the effects of genetically modified crops on soil microbial community and main countermeasures of their approaches [J]. Journal of Agricultural Biotechnology， 19（1） ： 1-8. doi： 10.3969/j.issn.1674-7968.2011.01.001.

Zhang X B，Wang X J， Tang Q L， Li N， Liu P L，Dong Y F， Pang W M， Yang J T， Wang Z X. 2015. Effects of cultivation of OsrHSA transgenic rice on functional diversity of microbial communities in the soil rhizosphere[J]. The Crop Journal，3（2）： 163-167. doi： 10.1016/j.cj.2014.11.001.

Zhang Y J，Wang P C，Long Z F，Ding L L，Zhang W，Tang H J， Liu J J. 2021. Research progress of soil microorganism application based on high-throughput sequencing technology[J]. IOP Conference Series： Earth and Environmental

Science，692：42059. doi：10.1088/1755-1315/692/4/042059.