非洲猪瘟病毒拮抗宿主cGAS-STING 信号通路的研究进展

赵鸿远 刘强 成温玉

（1.安康学院现代农业与生物科技学院, 安康 725000；2.安康学院 陕西省蚕桑重点实验室，安康 725000）

由非洲猪瘟病毒（African swine fever virus,ASFV）引起的非洲猪瘟是一种急性、热性、广泛出血性的高度接触传染性疾病，对家猪的致死率可达100%，是养猪业的“头号杀手”。自2018 年我国辽宁省报道首例ASF 疫情以来，该病迅速蔓延至全国，并传播到其他多个亚洲国家，迄今尚无安全有效的商品化疫苗和有效的治疗手段［1］。ASFV 隶属非洲猪瘟病毒科（Asfarviridae）非洲猪瘟病毒属（Asfivirus），是已知的唯一一种蜱传性的核质大DNA 病毒，其拥有170-194 kb 的线形双链DNA 基因组，包含150-167 个开放阅读框（open reading frame, ORF），编码150-200 个病毒蛋白，其中24%为结构蛋白，19%与病毒转录相关，6%参与维持病毒基因组的完整性，3%与病毒的免疫逃逸相关，还有34%功能未知［2］。ASFV 编码庞大的蛋白是其复杂生物学特征的基础，也是制约疫苗和药物开发的关键因素。

天然免疫是机体非特异性抵御病原微生物感染的第一道防线。免疫细胞表达的多种模式识别受体（pattern recognition receptor, PRR）能够识别病原微生物的相关分子模式（pathogen‑associated molecular patterns, PAMP）并诱导机体I 型IFNs 和促炎性细胞因子的产生，进一步启动获得性免疫反应。来源于病原微生物的核酸（DNA 和RNA）作为一类重要的PAMP，可被Toll 样受体（Toll‑like receptors, TLRs）家族中的TLR3、7、8 和9，AIM2 样受体（AIM2‑like receptors）中的AIM2和IFI16，RIG‑I样受体（RIG‑I‑like receptors）中 的RIG‑I、MDA5 和LGP2，DEAD‑box解旋酶家族中的DDX1、DDX9、DDX21、DDX33、DDX36 和DDX41 以及环GMP‑AMP 合成酶（cyclic GMP‑AMP synthase, cGAS）等PRRs 识别［3-5］。cGAS是陈志坚团队于2012 年发现的最关键PRRs 之一，其识别胞质中病原微生物的dsDNA 后通过构象变化将ATP 和GTP 合成2'3'‑cGAMP；cGAMP 作为第二信使与位于内质网上的STING 结合并将其激活后转运至高尔基体，进一步招募并活化TBK1 和IRF3，从而促进I 型IFNs 的产生以及NF-κB 依赖的促炎性细胞因子的表达，发挥抗病原微生物的作用［3-4］。ASFV 作为胞质复制性的dsDNA 病毒，在其生命周期中所产生的DNA 及其中间体可被cGAS 等多种PRRs 识别并诱导机体的抗病毒免疫应答［6］。然而在与宿主长期协同进化的过程中，ASFV 形成了一套能够逃逸和破坏宿主免疫系统的机制，通过调控宿主免疫应答信号通路，维持其在宿主体内的生存。目前，已经发现并证实多种ASFV 蛋白参与拮抗宿主的天然免疫应答反应，尤其是cGAS‑STING 信号通路介导的I 型IFNs 反应。为了进一步认识ASFV拮抗宿主天然免疫应答机制，深入探究病原的致病机理，本文就ASFV 蛋白如何拮抗cGAS‑STING 信号通路进行总结，以期为疫苗的创制提供参考。

1 cGAS-STING 信号通路

自2012 年陈志坚团队发现cGAS 是重要的DNA识别受体以来，一度成为免疫学研究的热点，并证实其在自身免疫疾病、肿瘤免疫、癌症以及细胞衰老等生物学过程中也发挥了重要作用［7］。作为核苷酸转移酶家族成员之一，cGAS 的N 端能非特异性地结合dsDNA 并促进其自身的激活以及决定其在细胞核的分布；C 端是催化结构域，包含重叠的核苷酸转移酶核心域（NTase）和Mab21 结构域，主要负责特异性地结合dsDNA 并使cGAS 形成二聚体，同时催化GTP 和ATP 环化成2'3'‑cGAMP。早前的研究认为，cGAS 仅定位在细胞质中，而近期的研究发现其也存在于细胞核中，能与核小体紧密结合以限制自身的催化活性。尽管cGAS 能够识别多种形式 的 核 酸（dsDNA、ssDNA、cDNA、DNA:RNA 杂合物以及环形RNA），但激活cGAS 的NTase 活性却存在差异，尤其是DNA 的长度对于激活cGAS 至关重要［7-8］。DNA 长度45 bp 被认为是激活cGAS 活性的最小长度，这与cGAS 和DNA 结合形成的cGAS‑DNA 复合体有关［8］。研究显示，cGAS 与dsDNA 只有以2n∶2（n ≥1）的形式形成复合体才能维持稳定并激活cGAS 的活性，这就要求DNA 要有一定的长度才能结合并激活NTase［8］。同时cGAS 识别DNA 的长度依赖性也避免了其对机体自身短小DNA的错误识别而引起自身免疫疾病［9］。

STING 是定位于内质网上重要的接头蛋白，包括N 端的4 个跨膜螺旋结构（transmembrane domain,TMD）、C 端 的 配 体 结 合 结 构 域（ligand‑binding domain, LBD）和末端尾部结构域（C‑terminal tail,CTT）［10］。TMD 在STING 维持特定的空间结构和形成二聚体中起到重要作用；LBD 由4 个α 螺旋和5个β 折叠构成了蝴蝶形状的结构以利于2'3'‑cGAMP及其他环二核苷酸（cyclic di‑nucleotide, CDN）的结合；CTT 包含一段与TBK1 结合位点相同的序列D/ExPxPLRS/TD（x 代表任何氨基酸）以招募TBK1进而调控STING 下游信号传导［10］。静息态的STING与内质网滞留蛋白STIM1 互相作用定位于内质网，一旦被扩散的cGAMP 结合后，STING 从STIM1 蛋白上释放后与COPII 囊泡上的衣被蛋白SEC24C 结合，并通过内质网-高尔基体中间体（ER‑Golgi intermediate compartments, ERGICs）从内质网转运至高尔基体［10-11］。转移至高尔基体后，多聚化的STING 通过CTT 招募TBK1 并使STING 和IRF‑3 被TBK1 磷酸化，磷酸化的IRF3 入核后调控I 型IFNs及ISGs 的表达［10］。此外，TBK1 也可以激活IκB 激酶（Iκκ），使核转录因子κB（nuclear factor‑kappa B,NF-κB）的抑制因子IκB 磷酸化，磷酸化的IκB 从NF-κB 三聚体（由IκB、p65 和p50 形成）解离后形成p65‑p50 二聚体并入核诱导炎症细胞因子和趋化因子的产生［12］（图1）。

图1 cGAS-STING 信号通路示意图Fig.1 Schematic diagram of cGAS-STING signal pathway

2 ASFV 对cGAS-STING 信号通路的调控

ASFV 可通过网格蛋白介导的内吞作用和巨胞饮（macropinocytosis）途径侵入宿主细胞，内化的病毒粒子在细胞质中释放的基因组DNA 被cGAS 等PRRs 识别并诱导宿主产生I 型IFNs。无论是ASFV感染的细胞模型还是家猪都可在早期检测到I 型IFNs 的表达［13-15］。García‑Belmonte 等［13］分别利用强毒株（Armenia/07）和弱毒株（NH/P68）感染猪肺泡巨噬细胞（porcine alveolar macrophages, PAM）后发现二者均可在感染早期（4-16 hpi）诱导IFN-β及ISGs 的表达，但强毒株诱导IFN-β 表达的水平显著低于弱毒株。进一步研究证实，ASFV 诱导PAM产生I 型IFNs 主要由cGAS‑STING 信号通路所介导，而强毒株具有显著抑制cGAS‑STING 信号通路的能力［13］。目前已发现ASFV 可编码多个蛋白调控宿主cGAS‑STING 信号通路中不同靶点发挥拮抗天然免疫应答反应的能力。

2.1 靶向cGAMP

2'3'‑cGAMP 作 为 连 接cGAS 与STING 信 号 的第二信使分子，将外源性DNA 的危险信号传递并激活下游的免疫信号通路，启动机体免疫应答的功能。在多种感染哺乳动物的病毒和细菌中均存在靶向2'3'‑cGAMP 的蛋白，以逃逸宿主cGAS‑cGAMP‑STING 免疫应答［16］。EP364R 和C129R 是ASFV 编码的靶向cGAMP 病毒蛋白，二者属于核酸酶的类似物，具有磷酸二酯酶活性，能将cGAS 合成的2'3'‑cGAMP 裂 解 成GMP 和AMP，使 得STING 不被激活［17］。特别是EP364R 含一个类似于STING的2'3'‑cGAMP 结合结构域，其竞争性地结合2'3'‑cGAMP 并依赖于自身的磷酸二酯酶活性对其进行降解，阻断了下游STING 的活化［17］。

2.2 靶向STING

结构蛋白作为ASFV 病毒粒子的主要成分，在维持病毒结构、吸附、侵入和组装过程中起到重要作用。ASFV p17 蛋白是由D117L 基因编码的主要结构蛋白之一，存在于病毒的衣壳和内囊膜中，在促进病毒膜前体组装成二十面体中间体的过程中发挥重要作用。除了参与病毒的构成外，p17 被证实也参与负向调控宿主cGAS‑STING 介导的抗病毒免疫应答［18］。作为晚期跨膜蛋白，p17 借助于跨膜区（第39-59 位氨基酸）与STING 的N 端（第1-190 位氨基酸）和中间区（第153-339 位氨基酸）直接结合，阻碍后者招募下游的TBK1 和IKKϵ，使得STING 下游的通路不被激活，从而抑制宿主的抗病毒反应［18］。p17 与细胞内质网有着固有的亲和力，在病毒感染的细胞中也发现其广泛存在于内质网及高尔基体，而这与STING 被激活后从内质网转移至高尔基体的路径一致，暗示p17 通过靶向STING 以促进ASFV逃逸宿主的免疫应答中起到重要作用［18］。与p17 相似，E184L 是最近被证实的又一靶向STING 的免疫抑制性蛋白，其作为ASFV 毒力相关蛋白，通过N末端的一段结构（第1-20 位氨基酸）与STING 相互作用，从而阻断了后者对TBK1 和IRF3 的募集，使得STING 下游的信号通路受到抑制［19］。采用同源重组技术缺失ASFV 的E184L 基因（ASFVΔE184L）后，ASFVΔE184L 不仅诱导比亲本毒株更强的免疫反应，而且对感染猪的致死率也显著降低［19］。同时，利用ASFVΔE184L 免疫接种猪后，对猪起到很好的免疫保护作用，且可用作标记基因区分感染动物与接种疫苗动物［20］。因此E184L 有望成为开发ASFV减毒疫苗新的分子靶标。

CD2v 是ASFV EP402R 基因编码的晚期表达病毒外膜糖蛋白，因其氨基酸序列与T 细胞表面黏附受体CD2 的序列高度相似而得名。CD2v 包含N 端信号肽、胞外的高度糖基化的免疫球蛋白样结构域、疏水跨膜区以及C 端的胞内结构域等4 个结构域，其中C 端胞内结构域中含有的重复的六肽序列在不同毒株间存在较大差异，因此CD2v 又被作为ASFV的遗传标记基因［21］。同时，基于CD2v 和C 型凝集素的血细胞吸附抑制的血清型特异性，该分子又被用作ASFV 血清型鉴定的标志蛋白［21］。作为ASFV的热点靶标，CD2v 除了在介导病毒与宿主血细胞吸附、诱导保护性免疫应答和增强病毒在软蜱体内复制等方面发挥重要作用之外，该分子也参与了宿主免疫逃逸。Huang 等［22］研究发现，过表达CD2v抑制I 型IFNs 和ISGs 的表达；敲除EP402R 基因（ASFV-ΔEP402R）后，ASFV-ΔEP402R 不仅丧失了血细胞吸附能力，而且比野生毒株（HLJ/18）诱导PAM 细胞产生更强的I 型IFNs 应答能力。采用双荧光素酶报告实验和免疫共沉淀分析证实，CD2v 通过N 末端与STING 的跨膜域结合，阻碍被cGAMP激活的STING 从内质网向高尔基体转运，从而抑制下游细胞因子的活化。此外，CD2v 被证实还能与IFNα 受体（IFNAR）1 和2 结合，分别阻碍了IFNAR1 与TYK2 和IFNAR2 与JAK1 之间的相互作用，抑制了下游的ISGs 产生［22］。相较于野生毒株，ASFV-ΔEP402R 的毒力以及对猪的致病力明显减弱［22］，提示CD2v 可作为ASFV 基因缺失疫苗的潜在靶点。

除 了p17、E184L 和CD2v 之 外，ASFV 多 基因 家 族（multi‑gene family, MGF）中 的MGF505‑7R和MGF505‑11R 也可通过与STING 结合调控cGAS‑STING 介导的抗病毒免疫应答［23-24］。MGF505 是ASFV 基因组两端5 个多基因家族之一，因其编码蛋白的氨基酸平均数为505 个而得名，包含9-10 个基因成员。早前的研究发现，缺失MGF505 家族部分基因的ASFV 致弱毒株可提升宿主I 型IFNs 的表达水平［25］，暗示MGF505 家族的成员参与调控宿主免疫应答。MGF505‑7R 能够显著抑制cGAS‑STING 介导的I 型IFNs 反应，其依赖于自身的跨膜结构域（第1-175 位氨基酸）与STING N 末端的跨膜域结合并上调自噬相关蛋白ULK1 的表达以促进STING 的降解，从而拮抗宿主的天然免疫应答反应［23］。通过CRISPR‑Cas9 以及DNA 同源重组技术敲除ASFV 的MGF505‑7R 基因后，基因缺失毒株对细胞中STING的表达和IFN 转录水平的抑制能力明显减弱，并且对猪的致病力也明显降低［23］。与MGF505‑7R 类似，ASFV 编码的非必须蛋白L83L 也能与STING 结合并招募胞质中的Toll 作用蛋白（Toll‑interacting protein,Tollip），进一步通过Tollip 介导的选择性自噬途径对STING 进行降解，导致下游的信号通路不被激活［26］。由此可见，ASFV 借助宿主的蛋白质降解途径负向调控STING 的激活是其拮抗免疫应答的重要途径之一。此外，MGF505‑7R 还能靶向NLRP3 和IKKα，分别通过抑制NLRP3 炎症小体的形成和NF-κB 的激活，进而拮抗宿主IL‑1β 等炎症因子产生［27］。MGF505家族的另一成员MGF505‑11R 也能与STING 相互作用，并通过溶酶体途径、蛋白酶体和自噬途径将STING 降解，从而阻断下游TBK1 和IRF3 的激活，影响I 型IFNs 的表达［24］。鉴于MGF505 家族基因广泛的免疫调节功能，尤其是MGF505‑7R 既能拮抗宿主的I 型IFNs 应答，又能调控宿主的炎症反应，是ASFV 的关键毒力基因。因此，以MGF505 家族以及其他MGF 家族蛋白为靶点，构建基因缺失疫苗是当前研发ASFV 疫苗的主要方向。

2.3 靶向TBK1

TBK1 作为天然免疫通路中关键性的信号转导激酶，是连接上游多个PRR 识别信号并激活下游IRF3/7 和NF-κB 通路的关键。在cGAS‑STING 通路被活化的过程，STING 招募TBK1 后，TBK1 被磷酸化激活，进而募集IFR3 并使之磷酸化，从而入核后触发I 型IFNs 的产生［11］。因此，在ASFV 感染宿主的过程中，TBK1 成为病毒调控宿主免疫应答的重要靶点。DP96R 是ASFV 编码的早期表达蛋白，也是其关键的毒力因子，敲除该蛋白对应的基因（ASFVΔDP96R）后，ASFV 对猪的致病性明显减弱，且诱导宿主更强的免疫反应，暗示该蛋白可能参与调控宿主免疫反应［28］。Wang 等［29］采用双荧光素酶报告实验证实，DP96R 具有调控cGAS‑STING‑TBK1 信号通路介导的I 型IFNs 应答的能力，其依赖于C 末端靶向抑制TBK1 的磷酸化，从而阻断下游IRF3 磷酸化激活和IFNs 的表达。在cGAS‑STING‑TBK1 活化的通路中，STING 招募TBK1 后，TBK1 首先发生K63 泛素化后才被磷酸化激活［11］。与DP96R 不同，尽管ASFV 编码的pI215L 也可抑制TBK1 的磷酸化水平，但其主要作用于TBK1 的K63位泛素化水平［30］。作为目前唯一已知由病毒编码的泛素结合酶，pI215L 在病毒DNA 的复制和晚期基因表达的过程中发挥重要作用［31］。Huang 等［30］发现pI215L 显著抑制了cGAMP 诱导的I 型IFNs 的表达，其在不依赖自身泛素结合酶的情况下，通过招募RNF138 并增强RNF138 与RNF128 相互作用进而促进RNF138 降解RNF128，导致RNF128 对TBK1的K63 位无法进行泛素化修饰，从而阻断了TBK1下游信号的进一步传导，最终抑制cGAS‑STING 介导的I 型IFN 的表达。

ASFV 除了干扰TBK1 的磷酸化和泛素化修饰外，还可通过降解TBK1 阻碍cGAS‑STING 的免疫应答。pA137R 是ASFV 晚期表达的结构蛋白，与ASFV 的毒力相关［32］。通过同源重组技术敲除ASFV的A137R 基 因（ASFVΔ137R） 后，ASFVΔ137R 在PAMs 中诱导更强的I 型IFN 反应，暗示pA137R 调控了宿主的I 型IFN 应答反应［32］。进一步研究证实，pA137R 与TBK1 存在相互作用并促进后者通过自噬溶酶体途径的降解，进而阻碍了下游IRF3 的激活和核转位过程［32］。MGF360 是ASFV 另一个多基因家族的成员，包含22 个同源基因。早前的研究发现，敲除ASFV MGF360 家族的多个同源基因后，病毒的致病性明显减弱且感染PAM 后诱导较高的I 型IFNs［33］，暗示MGF360 具有逃逸宿主免疫应答的作用。现已证实MGF360 家族中至少有4 个成员参与调控宿主I 型IFNs 反应，包括MGF360‑9L、MGF360‑11L、MGF360‑12L 和MGF360‑14L［34-37］。MGF360‑11L 可通过负调控cGAS‑STING 信号通路抑制I 型IFNs 的产生，其分别与TBK1 和IRF7 相互作用并通过泛素-蛋白酶体和自噬途径将二者进行降解，同时还可依赖于其第167-353 位氨基酸抑制TBK1 和IRF3 的磷酸化，致使下游I 型IFNs 和ISGs无法表达［35］。

值得注意的是，在经典的cGAS‑STING 信通路中，TBK1 被认为是STING 下游唯一直接激活的激酶。然而在某些组织和细胞中，却存在TBK1 和IKKε 异源二聚体复合物，二者均是STING 磷酸化激活的对象，且共同参与调控下游IRFs 的级联放大反应［12］。Luo 等［38］研究发现，ASFV 也存在靶向IKKε 的病毒蛋白pS273R；采用双荧光素酶报告实验筛选到该蛋白具有抑制宿主cGAS‑STING 信号通路的活性，其依赖于自身的蛋白酶活性影响IKKε 的泛素化，阻断IKKε 与STING 相互作用，从而抑制cGAS‑STING通路介导的I 型IFN 抗病毒反应。pS273R 蛋白是由ORF S273R 编码的大小为31 kD 的蛋白水解酶，其负责将ASFV 的多聚蛋白前体pp220 和pp62 进行水解，分别形成p150、p37、p34、p14 和p15、p35 等多个核心壳蛋白［39］。另外，pS273R 被证实与细胞焦亡执行蛋白gasdermin D（GSDMD）存在相互作用，同样借助于自身的蛋白酶活性将GSDMD 切割成更短的GSDMD‑N1‑107片段，并且产生的GSDMD‑N1‑107不能诱导细胞反应，也不会影响ASFV 的增殖［40］。细胞焦亡是宿主应答病原微生物感染时的天然免疫反应，伴随细胞炎症发生和细胞死亡，而pS273R 通过切割GSDMD 阻碍细胞焦亡反应，可见pS273R 在逃逸宿主的炎症反应中也发挥了重要作用。

2.4 靶向IRF3

IRF3 是cGAS‑STING 通路以及其他多个PRRs介导的I 型IFNs 应答通路上关键转录调节因子，被TBK1 磷酸化后形成二聚体入核调控I 型IFNs 转录，因而成为病原微生物逃避宿主免疫的重要靶点。ASFV 编码多个靶向IRF3 蛋白，包括MGF360‑14L、E120R、I226R、M1249L 和pE301R［37,41-45］。E120R是AFSV 表达的晚期结构蛋白，定位于胞内病毒粒子表面，参与病毒粒子从病毒工厂向胞外的扩散传播。Liu 等［41］证实，E120R 具有逃逸宿主cGAS‑STING 介导的I 型IFNs 免疫应答能力。采用同源重组的方法完全缺失E120R 基因后AFSV 丧失了生存能力，但仅敲除该蛋白C 末端第72 和73 位氨基酸对应的基因后，其宿主I 型IFNs 的能力显著增强，发现E120R 依赖于C 末端第72 和73 位氨基酸位点与IRF3 结合并阻碍后者被TBK1 磷酸化［41］。I226R是由位于ASFV 基因组3'端I226R 基因编码的大小为27 kD 的病毒蛋白，其主要在ASFV 感染的早期和晚期表达［42］。敲除了I226R 基因（ASFVΔI226R）后，ASFV 对猪的致死性降低、临床症状减弱且诱导较强的机体免疫应答并最终清除体内的病毒，暗示该蛋白在调节宿主免疫应答起到一定的作用［42］。随后，在Hong 等［43］解析I226R 调控宿主免疫反应的研究中发现，异位表达I226R 显著降低了仙台病毒（Sendai virus, SeV）诱导的I 型IFNs 和ISGs 的表达，其主要是通过抑制IRF3 的激活并降解NF-κB 必需调节蛋白（NF-κB essential modulator, NEMO）而拮抗宿主天然抗病毒应答反应。如前所述，MGF360‑14L 也可抑制cGAS‑STING 信号通路介导的I 型IFNs反应，该分子与IRF3 结合后，招募E3 泛素连接酶TRIM21 与其相互作用，使得IRF3 的K63 位泛素化并被降解，从而下调I 型IFNs 的表达［37］。与MGF360‑14L 相类似，ASFV 晚期表达的衣壳框架蛋白M1249L 也能与IRF3 互相作用并通过溶酶体途径对其进行降解，从而逃逸宿主cGAS‑STING 介导的免疫应答［44］。另外，pM1249L 还能够阻碍TBK1 的磷酸化修饰［44］，由此可见M1249L 在ASFV 调控宿主天然免疫应答中发挥了重要作用。

为了挖掘更多调控宿主I 型干扰素应答的ASFV蛋白，Huang 等［30］采用双荧光素酶报告实验对ASFV 编码的102 个蛋白进行筛选，发现pE301R 对IFN-β 启动子活性具有较强的抑制能力，尤其是对cGAS‑STING 介导的I 型干扰素应答具有显著的负调控作用。进一步研究证实，pE301R 通过自身N 末端的第1-200 位结构区与IRF3 相互作用，阻碍了IRF3 入核，从而抑制I 型IFNs 及其他细胞因子的转录［45］。实际上，pE301R 是ASFV 编码的增殖细胞核抗原样蛋白，其作为DNA 聚合酶的辅助因子参与ASFV 基因组复制，由此可见pE301R 在ASFV 的生命周期中发挥了重要作用，选择该蛋白作为疫苗开发和药物创制的靶点具有较高的潜力。

2.5 靶向NF‑κB

被激活的cGAS‑STING 通路除了活化IRF3 并诱导I 型IFNs 的应答外，还能激活NF-κB 并促进炎症反应的发生，从而抵抗病毒的入侵和复制。ASFV 具有抑制NF-κB 活化的能力，有研究发现病毒编码的λ 样核酸外切酶pD345L 在调控cGAS‑STING 介导的NF-κB 激活通路中也发挥了一定的作用［46］。Chen等［46］通过体外过表达pD345L 后显著抑制了cGAS‑STING 介导的IFNβ 和NF-κB 激活，其在不依赖于核酸外切酶活性的条件下借助C 端与IKKα N 端的激酶结构域（kinase domain, KD）和C 端的螺旋环螺旋结构域（helix‑loop‑helix domain, HLH）以及与IKKβ的亮氨酸拉链结构域（leucine zipper domain, LZ）结合，从而阻断了IκBα 的激酶活性，使得NF-κB 通路不被激活，限制了I 型IFNs 和其他细胞因子的产生。另外，上文中所述的靶向TBK1 的pI215L 也可作用于NF-κB，通过阻断p65 的核移位致使下游细胞因子无法表达［47］，但其具体的作用机制有待进一步阐释。

MGF360‑12L 也能显著抑制IFN-β 启动子激活以及下游抗病毒基因的转录［36］。研究结果显示，MGF360‑12L 一方面可能通过经典核定位信号介导的过程抑制p50 蛋白和p56 蛋白的核定位，另一方面通过与核转运蛋白KPNA2、KPNA3 和KPNA4 结合，竞争性阻断其与p65 蛋白之间的相互作用，进而抑制NK-κB 核易位以及随后I 型IFNs 的产生，从而逃逸宿主的免疫监视［36］。

3 总结与展望

作为一种编码蛋白多、结构复杂的大型DNA 病毒，ASFV 在长期的进化过程中逐渐形成了一套多样且复杂的免疫逃逸机制，通过不同的方式逃避宿主的免疫应答。cGAS‑STING 信号通路是宿主抵御ASFV 感染最为关键的天然免疫应答通路之一，为了逃逸该通路的应答反应，ASFV 拥有多种逃避方式，主要包括：（1）病毒蛋白直接与cGAS‑STING 通路中的关键分子相互作用，抑制下游信号分子的活化；（2）病毒蛋白依赖自身的酶活性对cGAS‑STING 通路中的关键分子进行降解，阻碍信号向下游传导；（3）病毒蛋白通过调控宿主的蛋白质降解途径对cGAS‑STING 通路中的关键分子进行降解，导致下游分子无法被激活。目前，已发现参与逃逸宿主cGAS‑STING 通路的ASFV 蛋白超过了30 个，其中以靶向STING、TBK1 和IRF3 的病毒蛋白最多，这与三者在介导抗病毒天然免疫应答通路中的重要作用密切相关。STING 除了接受cGAMP 的激活外，还可被胞质中的DNA 直接激活并启动下游信号通路，同时还是其他DNA 和RNA PRRs 的关键接头分子。ASFV 拥有多个拮抗STING 的蛋白，充分说明STING 在调控宿主I 型IFNs 应答ASFV 感染时的关键作用，也提示宿主体内还存在其他依赖于STING介导的PRRs 信号通路参与了ASFV 的免疫应答。

自ASFV 的发现已超过了百年，然而目前仍无商品化的疫苗，其复杂的生物学特征和对宿主的调控能力是制约疫苗研发的关键。尽管通过国家战略计划的引导和广泛的研究，我们对于ASFV 致病机制有了一定的理解，但还有许多未解答的问题。ASFV 除了被宿主的cGAS‑STING 通路识别之外，还可能被其他PRRs 识别，而ASFV 可能同样拥有逃逸这些PRRs 介导的免疫应答策略；NF-κB 信号通路是宿主调节I 型IFNs 应答和炎症反应的关键，ASFV具有多种拮抗宿主NF-κB 信号激活的方式，可见除I 型IFNs 应答外，炎症反应对于宿主抵御ASFV 的感染也至关重要，但其具体的机制有待进一步解析；ASFV 编码近200 个蛋白，目前已知参与免疫逃逸的病毒蛋白只是少部分，还有许多未被发现的免疫调控蛋白。因此，深入挖掘参与调控宿主免疫应答的病毒蛋白并解析其调控过程的作用机制，对于ASFV疫苗的研发和抗ASFV 药物的创制十分重要。