冷鲜鹅胸肉微生物群落分析及其对挥发性风味的影响

吴利真，廖志强，史阳凯，于立梅

（仲恺农业工程学院轻工食品学院，广东省岭南特色食品科学与技术重点实验室，农业农村部岭南特色食品绿色加工与智能制造重点实验室，现代农业工程创新研究院，广东 广州 510225）

鹅是我国养殖规模十分庞大的一种家禽，鹅存栏量及屠宰量高居世界首位[1]，广东省具有全国最大的鹅养殖规模以及鹅肉食用量[2]，由于鹅肉生产与消费具有地域性，相对于其他家禽，鹅肉的研究基础相对薄弱。冷鲜肉具有营养成分损失少、肉质好、滋味鲜美等优点，但冷鲜肉相较于冷冻肉的贮藏温度高，易滋生细菌，因此极易腐败变质[3]。研究表明，微生物是造成冷鲜肉腐败变质的主要原因，并且引起不同动物肉腐败的微生物可能不同，如假单胞菌属（Pseudomonasspp.）和肠杆菌科细菌等在腐败的冷藏禽类中较常见[4]。麦栩滔等[5]发现冷鲜鸡胸肉贮藏后期的优势菌属为假单胞菌属、热死环丝菌属、不动杆菌属和希瓦氏菌属，而王辉等[6]研究发现冰鲜鸽中优势腐败菌为微小杆菌、不动杆菌、假单胞菌、金黄杆菌、肠杆菌、短食单胞菌、Joostei金杆菌。因此，抑制引起鹅肉冷藏期间腐败变质的微生物菌群是保持鹅肉品质和延长货架期的关键。

气味是判断肉类新鲜程度的有效手段，当肉类腐败时，会产生令人不愉快的气味，新鲜的肉类具有浓郁肉香味，这些香味成分通常由多种挥发性化合物组成，不同的肉其组成也不尽相同[7]。孟一等[8]研究表明丙酮、壬烷、2-戊酮、2,3-丁二酮、2-戊酮、3-甲基-1-丁醇和壬醛是新鲜牛肉的特征性成分；刘同等[9]对北京鸭的风味物质进行研究，结果表明主要风味物质为(E)-2,4-癸二烯醛、壬醛、2-辛烯醛、2-戊基呋喃、1-辛烯-3-酮。肉类在贮藏过程中，由于自身的酶和外界微生物等多重作用下，其挥发性成分组成发生变化，因此分析不同优势腐败菌对冷鲜鹅胸肉挥发性成分产生的影响对于鹅胸肉腐败进程的研究具有重要意义。

基于此，本研究通过高通量测序技术分析鹅胸肉在冷藏前期、中期、后期的菌相演替变化规律，最终确定鹅胸肉在冷藏期间的优势腐败菌，利用气相色谱-离子迁移谱（gas chromatography-ion mobility spectrometry，GC-IMS）结合固相微萃取-气相色谱-质谱（solid phase microextraction-gas chromatography-mass spectrometry，SPME-GC-MS）技术表征3 种优势腐败菌对冷藏鹅胸肉挥发性风味物质的影响，进一步探究鹅肉优势腐败菌的致腐机制，以期为开发鹅肉的新型靶向保鲜技术提供理论参考。

1 材料与方法

1.1 材料与试剂

选择达到适龄宰杀期（2 a）、健康状况良好的马岗公鹅，购于广州海珠区江湾市场。鹅新鲜宰杀后立即用无菌采样袋装到带有冰袋的保温箱中，1 h之内运至实验室。

假单胞菌CFC选择性培养基、LB肉汤培养基 青岛高科园海博生物技术有限公司；TaqPlus DNA聚合酶、引物DNA、DNA抽提试剂盒 生工生物工程（上海）股份有限公司；正构酮校准液 国药集团化学试剂有限公司。

1.2 仪器与设备

YXQ-100A型立式压力蒸汽灭菌器 上海博迅实业有限公司；SPX型智能生化培养箱 宁波江南仪器厂；3H12RI型台式高速冷冻离心机 湖南赫西仪器装备有限公司；ETC811型聚合酶链式反应（polymerase chain reaction，PCR）仪 北京东胜创新生物科技有限公司；3730xl测序仪 美国Thermo Fisher Scientific公司；FlavourSpec®GC-IMS联用仪 德国G.A.S.公司；57328-U 50/30μm（DVB/CAR/PDMS）固相微萃取针 美国Supelco公司；7890B GC-MS联用仪 美国Agilent公司。

1.3 方法

1.3.1 样品前处理

在无菌工作台中，无菌操作下将鹅胸肉修整分割，分割成大小一致的肉片（3 cm×3 cm×1 cm），裹上聚乙烯保鲜膜，置于4 ℃冰箱中贮存，于第0、3、6、9、12、15、18天取样进行菌相分析，将采集的样品依次命名为YP 1、YP 2、YP 3、YP 4、YP 5、YP 6、YP 7[10]。

1.3.2 DNA的提取

称取200～500 mg的样品，放入无菌的离心管中，加入1×磷酸盐缓冲液（phosphate buffered saline，PBS）后振荡混匀，在10 000 r/min（室温）离心3 min，弃上层液体。将2 mL管倒置于吸水纸上1 min，待没有液体流出后将样品管放入55 ℃金属浴10 min，使残留酒精完全挥发，保证后续实验操作[11]。

使用E.Z.N.A™Mag-Bind Soil DNA Kit试剂盒提取DNA，利用Qubit 3.0 DNA试剂盒对基因组DNA精确定量，确定PCR加入的DNA用量。

1.3.3 PCR扩增

16S V3～V4 引物Nobar_ 341F：CCTACGGGNGGCWGCAG，Nobar_805R：GACTACHVGGGTATCTAATCC。

1.3.3.1 第1轮扩增

反应体系：2×Hieff®Robust PCR Master Mix 15 μL、Bar-PCR Primer F 1 μL、Primer R 1 μL、PCR模板10～20 ng、H2O 9～12 μL，总体积30 μL。使用移液器轻轻吹打或振荡混匀，短暂离心将反应液离心至管底。PCR管置于PCR仪中进行扩增，反应条件：94 ℃、3 min→（94 ℃、30 s→45℃、20 s→65 ℃、30 s）循环5 次→（94 ℃、20 s→55 ℃、20 s→72 ℃、30 s）循环20 次→72 ℃、5 min→10 ℃。

1.3.3.2 第2轮扩增

反应体系：2×Hieff®Robust PCR Master Mix 15 μL、Primer F 1 μL、Index-PCR Primer R 1 μL、PCR模板20～30 ng、H2O 9～12 μL、总体积30 μL。使用移液器轻轻吹打或振荡混匀，并短暂离心将反应液离心至管底。将PCR管置于PCR仪中进行扩增，PCR条件：95 ℃预变性3 min→（94 ℃变性20 s→55 ℃退火20 s→72 ℃延伸30 s）循环5 次→72 ℃延伸5 min→10 ℃。

获得的基因序列由RDP数据库进行相似序列检索和序列比对，选取同源性较高的相关菌株的基因序列作为参比对象，序列同源性大于97%归为同一物种。

1.3.4 挥发性风味化合物分析

1.3.4.1 样品制备

将课题组前期分离纯化得到的3 株优势腐败菌（Pseudomonas helleri、莓实假单胞菌、加拿大假单胞菌，同源性大于9 9%），根据标准曲线配制6（lg（CFU/mL））左右的纯菌液，在无菌环境中将分割后的鹅胸肉用体积分数为75%的乙醇溶液浸泡2 min，用无菌水冲洗一次，沥干后使用酒精喷灯进行表面火焰喷射灭菌，再将鹅胸肉浸泡在提前调配好浓度的纯菌液中10 min，空白组浸泡到相同体积的无菌水中10 min，晾干后4 ℃冰箱贮藏12 d，分别命名为A 8-12、A 9-12、A 13-12，新鲜鹅胸肉（KB-0）作为对照。

1.3.4.2 GC-IMS测定

参考孟新涛等[12]的方法并稍作修改，取新鲜鹅胸肉（KB-0）及接种优势腐败菌的鹅胸肉各2 g置于20 mL顶空瓶中，35 ℃孵育20 min后进样，平行测3 次。测试条件如表1、2所示。

表1 GC-IMS分析条件Table 1 GC-IMS conditions

表2 GC条件Table 2 GC conditions

1.3.4.3 GC-MS分析

参考王加宾[13]的方法并稍作修改，取新鲜鹅胸肉（KB-0）及接种优势腐败菌的鹅胸肉各5 g置于20 mL萃取瓶中，加入25 μg苯乙酸异戊酯作为内标（0.5 mg/mL，50 μL），密封后置于60 ℃水浴中，500 r/min磁力搅拌平衡20 min，插入萃取针萃取30 min。萃取针使用前，在GC进样口250 ℃活化20 min。GC分析条件：进样口温度250 ℃，接口温度250 ℃，载气流速1.5 mL/min，不分流进样。升温程序：初始50 ℃，保持3 min，以5 ℃/min升温至100 ℃保持2 min；以4 ℃/min升温至140 ℃保持1 min；以4 ℃/min升温至180 ℃保持2 min；5 ℃/min升温至250 ℃保持5 min。MS条件：离子源温度230 ℃，四极杆温度150 ℃，电子电离电压70 eV，全扫描35～550 Da。

1.4 数据处理

使用SPSS 22.0软件对各数据进行方差分析及显著性分析，P＜0.05表示显著，P＜0.01表示极显著，使用Origin 2019软件作图。使用SICMA软件进行正交偏最小二乘判别分析（orthogonal partial least squares-discriminant analysis，OPLS-DA），GC-MS、GC-IMS仪测定的相关数据采用其自带软件进行数据处理。

2 结果与分析

2.1 物种多样性分析

2.1.1 丰度等级曲线分析

丰度等级曲线是分析物种多样性的一种方式，物种的丰富程度由曲线在横轴上的长度反映，曲线越宽表示物种的组成越丰富[14]；而物种组成的均匀程度由曲线的平坦程度反映，曲线越平坦表示物种组成越均匀[15]。如图1所示，YP 1、YP 2、YP 3、YP 7曲线横轴长度达到300，说明贮藏早期和贮藏末期微生物组成丰富，YP 1、YP 2曲线相对平坦，说明贮藏早期物种组成相对均匀，优势腐败菌需要一定时间积累才能发挥优势作用。

图1 丰度等级曲线Fig.1 Rank-abundance curves

2.1.2 稀释曲线分析

从样本中随机抽取一定数量的序列，抽到的序列数与它们所代表操作分类单元（operational taxonomic units，OTU）的数目构建曲线比较测序数据量不同的样本中物种丰富度，并判断样本的测序数据量是否合理[14]。样品的稀释曲线如图2所示，7 个样品的曲线趋向平坦，说明测序数据量合理，可以进行下一步数据分析。

图2 稀释性曲线图Fig.2 Rarefaction curves

2.1.3 多样性指数分析

覆盖率越高，样品中含有没被测出序列的概率越低，该指数实际反映了测序结果是否代表样品的真实情况[16]，7 个样品的覆盖率都是1.00，表明测序覆盖了样品中所有的序列，后续数据分析可靠[17]。Simpson指数越大，群落多样性越低；Shannon指数越大，群落多样性越高；Chao1指数和ACE指数越大则表示微生物群落的丰度越高。如表3所示，贮存第0天，Shannon指数、Chao1指数和ACE指数最大，Simpson指数最小，由此可以推断冷鲜鹅胸肉在贮藏初期物种多样性最丰富，贮藏过程中呈现先减少后增加趋势，进而推断生物多样性随着优势腐败菌的生长而减少，在贮藏后期特定优势菌作用减弱，物种多样性有所增加，这与Wang Taojun等[18]研究结果相似。

表3 样品多样性指数Table 3 Sample diversity indexes

2.1.4 UpSet图分析

利用UpSet图评估不同样本之间的OTU分布与组成的相似性，由图3可知，YP 7组独有OTU数量最多，为290 个，其次依次是YP 1、YP 2、YP 3，分别为235、118、52；YP 1、YP 2、YP 3共有OTU数量最多，为142 个，YP 6组和YP 7组与另外几个组共有的OTU数量相对较少，可见贮藏前期和中期群落相对丰富，但群落种类有较高的相似性，在贮藏后期，独有OTU数量明显增加，物种多样性有所上升。

图3 基于OTU的UpSet Fig.3 UpSet based on OTU

2.2 优势物种结构分析

2.2.1 基于门水平优势物种组成分析

冷鲜鹅胸肉在贮藏过程中在门水平优势物种组成分析见图4，在贮藏过程中优势物种主要由变形菌门（Proteobacteria）、拟杆菌门（Bacteroidetes）、厚壁菌门（Firmicutes）组成。变形菌门广泛存在于各个样品中，并且占据优势，是冷鲜鹅胸肉贮藏过程中的优势菌门。在第9、12、15天变形菌门相对丰度达到90%以上，贮藏到第15天时变形菌门达到了峰值，变形菌门为优势菌门，与茹志莹等[19]的研究结果相似。其次是拟杆菌门，在第0天的相对丰度为17.89%；在贮藏前期，随着贮藏期的延长其相对丰度逐渐减少；在贮藏后期随着变形菌门的减少，拟杆菌门生长趋势增强。厚壁菌门也表现出相似的趋势，在变形菌门达到峰值时，厚壁菌门相对丰度为5.94%，变形菌门的大量增殖并不能完全抑制厚壁菌门的生长。除此之外，冷鲜鹅胸肉中还有浮霉菌门（Planctomycetes）、酸杆菌门（Acidobacteria）、绿弯菌门（Chloroflexi）等低丰度的菌门，说明其在贮藏过程中微生物种类丰富，但丰度相对集中。

图4 门水平优势物种组成Fig.4 Composition of dominant phyla

2.2.2 基于属水平优势物种组成分析

冷鲜鹅胸肉在贮藏过程中属水平上总共分离出15 种优势菌群。如图5所示，在贮藏过程中微生物的种类存在较大差异，在贮藏前期和后期优势菌群种类相对较多，优势菌属主要以假单胞菌属（Pseudomonas）、乳杆菌属（Lactobacillus）、拟杆菌属（Bacteroides）以及其他未分类的菌属为主，其中假单胞菌（Pseudomonas）相对丰度最大，在第6天达到43.22%，比第3天增长了28.82%，说明假单胞菌从第3天开始大量增长，加速冷鲜鹅胸肉的腐败变质，在第9天达到峰值，为96.79%，是冷鲜鹅胸肉贮藏过程中主要优势腐败菌群，这与目前大多数冷鲜肉优势腐败菌研究结果[20-21]一致。其次是乳杆菌属（Lactobacillus）和拟杆菌属（Bacteroides），但其相对丰度不高，最高时分别为4.84%和2.73%。其他菌属检出较少甚至无法检出，随着贮藏时间的延长其他优势物种多样性和丰度降低，这可能是假单胞菌（Pseudomonas）的大量增长导致[22]，Mohareb等[23]的研究表明假单胞菌在好氧冷藏条件下影响肉类变质的主要微生物，其他细菌物种如不动杆菌、冷杆菌和莫拉氏菌无法与之进行有效竞争；但随着贮藏时间的延长，营养物质逐渐消耗，前期占优势的物种生长受到抑制[24]，第18天时，假单胞菌属（Pseudomonas）、乳杆菌属（Lactobacillus）、拟杆菌属（Bacteroides）等优势菌种相对丰度均小于0.1%，Lutibacter、Marinicella、Marivita、Thiothrix、Ignavibacterium、Muricauda、弧菌（Vibrio）等菌属被检出，说明贮藏后期优势菌群的作用已经大幅度衰减。

图5 属水平优势物种组成Fig.5 Composition of dominant genera

2.2.3 不同贮藏时间冷鲜鹅胸肉菌群多样性的主成分分析（principal component analysis，PCA）

如图6所示，PC1和PC2的贡献率分别是40.97%和37.46%，各样品能较好地分离，说明不同贮藏期微生物结构具有一定的差异性。PC1能将第0、3、18天与第6、9、12、15天区分为2 个区域，结合上文可以看出，第0、3、18天的冷鲜鹅胸肉物种多样性较多，第6、9、12、15天物种多样性较少，说明贮藏时间在PC1水平上对物种多样性影响显著；PC2也将贮藏第6天前后的样品明显区分成2 个区域，贮藏前期不同时间的样品区分明显，这说明不同贮藏时间在PC2水平上对样品菌群结构的影响显著。

图6 菌群多样性变化PCAFig.6 PCA plot showing variations in microfloral diversity

2.3 不同优势腐败菌组挥发性化合物GC-IMS分析

2.3.1 不同优势腐败菌组挥发性化合物GC-IMS谱图对比分析

图7对比了不同优势腐败菌组挥发性成分，但很难直观地进行区分分析，为观察方便，取图7俯视图进行差异对比，结果如图8所示。不同样品的挥发性有机物种类和含量不同，为明确对比样品中具体的差异物质，使用软件自带的Gallery Plot插件作指纹图谱。如图9所示，KB-0与A 8-12组、A 9-12组、A 13-12组的挥发性物质差异明显，A 8-12组、A 9-12组、A 13-12组之间也有明显差别，不同腐败菌组均具有各自的特征峰区域（1、2、3、4、5），其中新鲜鹅胸肉（KB-0组）的主要挥发性物质分布在1号区域，这些物质主要是戊醇、丁酸乙酯、2-羟基丙酸乙酯、戊酸乙酯、己醇、苯甲醛、2-戊基呋喃、壬醛和己酸乙酯等，接种腐败菌组这些成分相对含量远比KB-0组低，推测这些物质是新鲜鹅胸肉的特征挥发性成分，这与张惠朋等[2]对不同鹅肉风味物质的比较分析结果相似，醛类物质对新鲜鹅肉风味具有较大贡献。A 8-12组的主要挥发性物质集中分布在2号区域，这些物质由3-甲基丁酸乙酯、2-甲基丙酸乙酯、2-乙酰噻唑、庚酮和(Z)-3-己烯-1-醇等组成，这些物质存在于A 9-12组、A 13-12组，但含量远少于A 8-12组，推测这些物质是A 8-12组腐败菌的特征挥发性物质；A 9-12组的浓度较高的挥发性物质主要分布在3号区域，主要有羟基丙酮、2,3-丁二醇和二甲基二硫醚等物质，其中二甲基二硫醚的浓度显著比其他组高，推测二甲基二硫醚是A 9-12组的特征挥发性物质，食物系统中的甲硫氨酸可通过其侧链间接分解形成甲硫醇和二甲基二硫醚[25]，说明莓实假单胞菌加速了鹅胸肉中甲硫氨酸的降解；A 13-12组含量较高的挥发性物质主要分布在4号区域，包括3-甲基-3-丁烯-1-醇等物质，A 13-12组的含量明显高于其他组，推测3-甲基-3-丁烯-1-醇是A 13-12组的特征挥发性物质。3 个腐败菌在贮藏后期都出现5号区域的物质（戊酮等），3 组含量相近，但均远高于KB-0组，推测其为鹅胸肉腐败代谢产物。酮类物质可能通过脂肪氧化和美拉德反应产生[26]，说明假单胞菌加速鹅胸肉的脂肪氧化，孟一等[8]研究表明2-戊酮、2,3-丁二酮是表征牛肉腐败的特征性挥发物。综上，3 个腐败菌在贮藏过程中都能产生明显差异的挥发性成分，这些挥发性成分对于判断鹅胸肉的腐败情况有一定的帮助。

图7 不同优势腐败菌组挥发性化合物的3D GC-IMS对比Fig.7 Three-dimensional GC-IMS spectra of volatile compounds in goose meat samples contaminated with different dominant spoilage bacteria

图8 GC-IMS谱图（俯视图）Fig.8 Top view of GC-IMS

如表4所示，共识别出29 种挥发性成分（含部分二聚体），主要包括醇类10 种，酯类8 种，酮类4 种，醛类4 种、呋喃类1 种，与刘雅娜等[27]对新疆鹅肉挥发性风味化合物分析结果相似。其中被检测到的醇类物质有(Z)-3-已烯-1-醇、1-己醇、正己醇、戊醇、3-甲基-3-丁烯-1-醇、丙酮醇。酯类物质有2-羟基丙酸乙酯、2-甲基丙酸乙酯、3-甲基丙酸乙酯、乙酸乙酯、丁酸乙酯、己酸乙酯、戊酸乙酯。酮类物质主要有2,3-丁二酮、2-庚酮、2-戊酮。

表4 不同优势腐败菌组挥发性化合物的定性分析Table 4 Qualitative analysis of volatile compounds in goose meat contaminated with different dominant spoilage bacteria

2.3.2 不同优势腐败菌组挥发性化合物GC-IMS指纹图谱PCA

为了更加直观地分析不同腐败菌挥发性成分的差异，使用自带软件中的Dynamic PCA插件对样品进行聚类分析，结果如图10所示。PC1的贡献率为65%，KB-0组与添加腐败菌的3 个组差异显著，PC1能很好地分离，KB-0组分布在左侧，3 个添加腐败菌组分布在右侧，且样本聚集较为分散，说明3 组间也存在一定差异。

图10 优势腐败菌组挥发性成分GC-IMS的PCAFig.10 PCA plot showing variations in volatile composition of goose meat contaminated with dominant spoilage bacteria analyzed by GC-IMS

2.4 不同优势腐败菌组挥发性化合物的GC-MS分析

在肉类腐败过程中，假单胞菌代谢产生醇类、醛类、酮类、酯类等挥发性成分，当其浓度超过一定的阈值会产生令人不快的气味[28]。如图11所示，冷鲜鹅胸肉的挥发性化合物成分种类主要由醇类、酯类、酮类、醛类、烃类、酸类及其他物质组成。4 个组的挥发性物质组成存在一定的差异。与KB-0组相比，3 个添加腐败菌的冷鲜鹅胸肉挥发性化合物中酯类物质种类明显增加，醛类化合物的种类有所减少，与GC-IMS检测结果一致。由于细菌酯酶的作用，酯类主要通过肉中醇和羧酸的酯化反应产生[29]。研究表明，新鲜鸭胸肉的醛类化合物含量最高，占总化合物含量的17.26%[30]，与本研究结果相似。A 9-12组醇类、酯类、烃类化合物种类有所增加，醛类、酮类化合物种类有所减少，这可能是由于假单胞菌生长产生的醛类物质被快速酯化成醇[31]，A 13-12组化合物种类最多，醇类、酯类、酮类、烃类化合物种类都明显增加，醛类物质种类与KB-0组相近。

图11 不同优势腐败菌组的挥发性化合物组成Fig.11 Composition of volatile compounds in goose meat contaminated with different dominant spoilage bacteria

如表5所示，从鹅胸肉中共检出164 种挥发性成分，KB-0组共检出95 种，其他3 组依次为85、101、113 种。KB-0组含量相对较高的挥发性物质有乙醇、三氯甲烷、己醛、1-辛烯-3-醇、己酸乙烯酯、辛酸乙酯、己酸乙酯、反-2-辛烯醛、壬醛、2-正戊基呋喃。其中KB-0组己醛、壬醛含量明显比3 个腐败菌组高。黄可等[32]研究表明嫩鹅和老鹅的挥发性物质也是以己醛、庚醛、辛醛和壬醛等成分为主，推测己醛、壬醛是新鲜鹅胸肉的特征挥发性成分。除此之外，3 个腐败菌组中油酸乙酯含量均明显增加，其中A 9-12组含量最高。油酸乙酯与脂肪酸氧化有关，推测油酸乙酯是腐败鹅胸肉的特征挥发性成分。

表5 不同优势腐败菌组挥发性化合物定量分析Table 5 Quantitative analysis of the composition of volatile compounds in goose meat contaminated with different dominant spoilage bacteria

2.5 不同腐败菌鹅胸肉的香气成分差异分析

为了进一步分析不同香气成分对3 种不同优势腐败菌鹅胸肉的贡献率，对挥发性化合物的含量进行OPLSDA，并计算投影中的变量重要性（variable importance for the projection，VIP），根据VIP＞1的标准，筛选出28 种差异香气物质（表6），其中醇类2 种、醛类7 种、酮类1 种、酯类12 种、烃类3 种和其他3 种。己醛、壬醛、辛醛等是肉类和肉制品中的主要风味化合物，通常壬醛和辛醛具有肉质、绿色、新鲜或水果味，但接种腐败菌的肉中己醛和壬醛含量较低，表明假单胞菌可能损害肉品的风味[33]。KB-0组鹅胸肉中未检出3-羟基-2-丁酮，而A 8-12和A 13-12组均检出3-羟基-2-丁酮，酮类物质通常是由氨基酸和脂质氧化形成[34]，证明Pseudomonas helleri和加拿大假单胞菌促进了脂质和蛋白质的氧化。接种假单胞菌的肉中大部分酯类化合物含量比新鲜组高，如棕榈油酸甲酯、棕榈酸甲酯、油酸乙酯、亚油酸甲酯、亚油酸乙酯、棕榈油酸乙酯、反式油酸甲酯、反式油酸乙酯。研究表明，酯类物质的积累会导致罗非鱼产生腥味和刺鼻气味[35]，推测含量较高的酯类化合物是腐败鹅胸肉的标志性风味。由于烷烃气味阈值较高，对鹅胸肉整体风味贡献不大[36]。

表6 差异香气物质组成及含量Table 6 Contents and VIP scores of differential aroma substances

3 结论

本实验以冷鲜鹅肉为研究对象，明确冷链条件下腐败菌的菌系结构，分离优势腐败菌，研究腐败菌对鹅肉风味的影响。研究结果揭示了新鲜鹅胸肉与腐败鹅胸肉在微生物多样性和挥发性风味物质之间的差异。结果表明冷鲜鹅胸肉贮藏前期和后期菌群多样性更丰富；在门水平上，优势菌门为变形菌门、拟杆菌门、厚壁菌门，其中变形菌门相对丰度最高；假单胞菌是冷鲜鹅胸肉贮藏过程中的主要优势腐败菌群。己醛、壬醛是新鲜鹅胸肉的特征挥发性成分，接种假单胞菌的腐败鹅胸肉具有高比例的酯类化合物以及高浓度的3-羟基-2-丁酮、戊酮、二甲基二硫醚，这对预防和减少鹅胸肉的腐败具有重要意义。然而，目前基于16S rRNA的高通量测序未能准确鉴定出主导鹅胸肉腐败的微生物，因此在后续的研究中，可以使用基于第3代测序的宏基因组进一步在物种水平上表征这些微生物，并结合蛋白组学、代谢组学等多组学技术验证它们与挥发性风味物质之间的关系。