外源ABA对楸树幼苗NaCl胁迫的缓解效应及其生长生理响应特征

张 钰,陈 慧,王改萍

(南京林业大学 林学院,南京 210037)

目前,很多国家的土地正在遭受盐碱化的迫害,中国的盐渍土总面积可达3.6×107hm2,占可用耕地的4.88%,且有9.2×107hm2的耕地正面临着盐渍化的影响[1]。还有因长期的低标准田间灌溉导致泥质滨海区域几乎整体次生盐渍化,地力日趋衰退[2]。重重压力下,如何开发利用盐碱地已成为世界性的问题。而栽种、培育能够耐受盐碱的植物不仅能改良土壤,减缓盐渍化,还能实现对盐碱地的利用[1]。因此,寻求适宜方法提高植物耐盐性是关键,而利用外源物质缓解盐害、提高植物的耐盐性是近些年的热点研究。

盐胁迫指生长在高盐环境中的植物受到高渗透势的影响,从而引发离子毒害和渗透胁迫,在生理、细胞和分子水平上受到损害[3]。盐胁迫下由于叶绿素的分解和合成受到阻碍,植物的光合作用减弱,从而对光合性能产生一定影响[4]。细胞质膜是植物体内和外部的重要通道,盐胁迫会使植物细胞失去水分发生质壁分离,从而对细胞膜的选择透性造成不良影响[5]。盐胁迫还会使植物释放大量对植物体造成氧化性损伤的活性氧[6],若不能及时清除,会对植物造成不可逆的损伤。对此,植物已进化出一系列生理生化保护机制来适应盐胁迫,如通过渗透调节物质的合成、抗氧化酶活性的提高等一系列响应机制[7]。

ABA作为植物的生长抑制剂,在植物的生长发育中具有多重功能,如抑制种子萌发,促进植物叶片和果实的衰老脱落,抑制植物的生长,促进植株休眠等[8]。ABA作为公认的逆境激素或胁迫激素,在诱导提高植物抗逆性方面起着积极的调控作用,其作为一种信号物质,能够诱导植物体内抗逆基因的表达,促进植物体内渗透调节物质的积累,缓解盐浓度过高造成的渗透胁迫和离子胁迫,维持细胞水分平衡,维持细胞膜结构的稳定性,提高保护性酶的活性,从而减轻盐害[9]。

楸树(Catalpabungei),为紫葳科梓树属,高大落叶乔木,原产于中国,至今已有2 000多年栽培历史,在中国分布范围广泛,遍及暖温带及亚热带,尤以山东、江苏、河南、湖北等省分布较多[10]。楸树材质优良,是中国特有的珍贵用材林树种[11]。由于楸树质地坚韧致密,在生产工艺上具有优良特性,被国家列为重要材种。经前人研究发现楸树有一定的耐盐性[11-12],目前关于外源脱落酸和盐胁迫共同影响楸树幼苗生长的研究鲜有报道。本试验通过研究在盐胁迫条件下,不同浓度外源脱落酸对楸树幼苗生长生理特性的影响,探索重度盐胁迫下适合楸树幼苗生长的适宜外源脱落酸浓度,为楸树在盐碱地的栽培提供合理方案,为充分利用盐碱地提供理论依据。

1 材料和方法

1.1 试验材料

供试楸树(Catalpabungei)材料为‘008-1’和‘苏楸1号’品种,经前人研究成果发现对低浓度盐胁迫具有较好的适应性,2年生扦插苗,来源于南京林业大学白马教学科研基地;ABA来自合肥巴斯夫生物科技有限公司。

1.2 试验设计

试验为盆栽试验,以2年生楸树扦插幼苗为研究对象,设置1个盐浓度(0.5% NaCl)和3个ABA喷施浓度(15,25,35 mg/L)。单纯盐胁迫期间,分4个处理,分别为苏楸1号空白对照组S0(只进行清水处理);苏楸1号盐胁迫组S1(0.5% NaCl处理);008-1空白对照组Y0(只进行清水处理);008-1盐胁迫组Y1(0.5% NaCl处理)。外源ABA缓解期间分5个处理,分别为空白对照组CK1(只进行清水处理);盐胁迫对照组CK2(0.5% NaCl处理);ABA喷施组A1(0.5% NaCl+15 mg/L ABA),ABA喷施组A2(0.5% NaCl+25 mg/L ABA),ABA喷施组A3(0.5% NaCl+35 mg/L ABA)。

试验安排时间为2021年7-9月。7月上旬配制一定浓度的NaCl溶液,对长势一致、无病虫害、无损伤、生命力强的健康植株进行浇灌。每次浇盐水500 mL,分4次浇完,使土壤含盐量达到0.5%。盐害反应到一定程度即盐胁迫处理45 d后喷施外源激素ABA,外源物质喷施状态为液珠挂满叶面,6 d内喷3次(早晚喷施)。试验共计90 d。每处理设3个生物学重复,每个重复9株。

1.3 测试指标及方法

1.3.1 生长指标苗高地径测定:使用卷尺和游标卡尺于试验始末测量盆栽楸树幼苗的苗高和地径。苗高增量和地径增量均为7月到10月的差值。

盐害指数测定:盐害指数=∑(盐害级值×对应盐害级株数)/(总株数×盐害最高级值)×100。

叶片形态观察:在盐处理后的各个时期拍照记录楸树幼苗叶片状态和叶色变化。

1.3.2 生理指标叶片相对含水量(RWC)采用称重法进行测定;相对电导率(REC)采用电导率仪法进行测定;光合色素叶绿素(Chl)采用乙醇浸提法进行测定;游离脯氨酸(Pro)采用酸性茚三酮比色法测定;可溶性蛋白(SP)采用考马斯亮蓝 G-520染色法测定;过氧化物酶(POD)活性采用愈创木酚法测定;超氧化物歧化酶(SOD)活性采用氮蓝四唑(NBT)光化还原法测定;过氧化氢酶(CAT)活性采用过氧化氢分解法测定;可溶性糖(SS)采用蒽酮比色法测定[6]。单盐处理采样时间分别为盐胁迫后的7 d、14 d、21 d、28 d,ABA喷施处理采样时间为新叶萌发30 d后,每次采取植株顶端新鲜叶片15～20片。

1.3.3 内源激素含量测定楸树叶片ABA、ZR、IAA、GA3含量由中国农业大学作物化学控制研究中心采用酶联免疫吸附法(ELISA)测定。每个处理3次重复,结果取平均值。于2021年9月19采样,每份0.5 g,用锡纸包裹置于液氮速冻,30 min后放置-80 ℃冰箱保存待送样。

1.4 数据处理

使用 SPSS 软件进行one-way ANOVA统计分析,采用Duncan方法进行多重比较及差异显著性检验,采用Excel软件进行整理数据与绘图,采用Photoshop软件进行图片整合。

2 结果与分析

2.1 NaCl胁迫对楸树幼苗生长及生理特性的影响

2.1.1 NaCl胁迫下楸树幼苗的盐害指数和叶片形态观察盐胁迫期间,植物的形态变化是其受到胁迫的最直观指标,能直接表现出盐害程度。随着胁迫时间延长,苏楸1号和008-1在表型上分别表现出不同变化,主要表现为失水、萎蔫、失绿、卷曲、干枯、落叶等症状。在胁迫28 d时,苏楸1号有大部分枝枯、叶落、死亡现象,008-1大部分叶片有叶尖、叶缘焦枯、落叶和部分死亡现象。由图1可知,在盐胁迫期间,两品种楸树叶片逐渐呈现盐害反应,其中008-1盐害症状轻于苏楸1号,表1盐害指数也反映了各个时期的盐害程度。

图1 盐胁迫对楸树幼苗生长的影响Fig.1 Effects of salt stress on growth C. bungei seedlings

表1 楸树幼苗盐胁迫盐害指数Table 1 Salt stress and hazard index of C. bungei seedlings

2.1.2NaCl胁迫对楸树幼苗叶片相对含水量、叶绿素含量、相对电导率的影响

如表2所示,在胁迫14、21、28d时,两品种楸树幼苗的相对电导率相较于各自对照组均显著上升,苏楸1号分别增加6.37%、18.54%、17.83%,008-1分别增加7.96%、17.39%、13.77%;苏楸1号盐胁迫组的叶片相对含水量与对照组S0相比显著下降,分别降低3.03%、12.43%、19.49%,008-1盐胁迫组与对照组Y0相比变化不明显。随着胁迫时间的延长,苏楸1号和008-1盐胁迫组的相对电导率均呈现先升后降趋势,均在21 d达到峰值;两胁迫组的叶片含水量均呈现降低趋势,其中苏楸1号胁迫组的下降幅度大于008-1胁迫组。在胁迫21、28 d时,苏楸1号、008-1盐胁迫组的叶绿素含量比对照组S0、Y0均显著降低,其中苏楸1号胁迫组分别降低了26.03%、31.65%,008-1胁迫组分别降低了19.28%、29.19%,随着胁迫时间的延长,苏楸1号和008-1盐胁迫组的叶绿素含量均呈现降低趋势,但每个阶段008-1胁迫组的叶绿素含量均高于苏楸1号胁迫组。

表2 NaCl处理对楸树幼苗叶片相对含水量、叶绿素含量、相对电导率的影响Table 2 Effects of NaCl on relative water content, relative conductivity, and chlorophyll content of leaves of C. bungei seedlings

2.1.3 NaCl处理对楸树幼苗渗透调节物质的影响

如图2所示,在盐胁迫7、14、21 d时,苏楸1号的可溶性糖和可溶性蛋白含量均显著高于对照组,可溶性糖含量分别增加24.57%、62.32%、59.12%,可溶性蛋白含量分别增加22.72%、25.52%、81.93%,苏楸1号和008-1胁迫组的游离脯氨酸含量均显著高于对照组,苏楸1号胁迫组分别增加22.37%、29.81%、48.28%,008-1胁迫组分别增加16.91%、21.22%、21.37%。

图2 NaCl处理对楸树幼苗渗透调节物质的影响Fig.2 Effects of NaCl on osmotic adjustment substances of C. bungei seedlings

在胁迫28 d时,苏楸1号的可溶性糖含量与对照组相比显著降低了25.18%,可溶性蛋白含量与对照组相比显著降低了49.29%。

整个胁迫期间008-1胁迫组的可溶性糖含量和可溶性蛋白含量均显著高于对照,其中可溶性糖含量分别增加16.09%、66.59%、82.86%、18.59%,可溶性蛋白含量分别增加43.05%、57.62%、76.86%、39.05%。

随胁迫时间延长,苏楸1号胁迫组和008-1胁迫组的可溶性糖、可溶性蛋白和游离脯氨酸含量均呈现先上升后降低趋势,整个阶段008-1胁迫组的可溶性糖、可溶性蛋白含量均显著高于苏楸1号胁迫组。

2.1.4 NaCl胁迫对楸树幼苗保护酶活性的影响如图3所示,盐胁迫7、14、21 d时,苏楸1号胁迫组的SOD活性显著高于对照组S0,分别增加2.07%、11.68%、17.96%,胁迫28 d时,苏楸1号胁迫组的SOD活性与对照组相比显著降低26.61%。

图3 NaCl处理对楸树幼苗SOD活性的影响Fig.3 Effects of NaCl on SOD activity of C. bungei seedlings

整个胁迫期间008-1胁迫组的SOD活性均显著高于对照,分别增加2.88%、15.67%、25.33%、1.62%。

随着胁迫时间的延长,两胁迫组的SOD活性均呈现先上升后下降趋势,并且均在21 d达到峰值。整个胁迫期间,008-1胁迫组的SOD活性均显著高于苏楸1号胁迫组。

2.2 外源ABA对盐胁迫下楸树幼苗的缓解作用

2.2.1 外源ABA对盐胁迫下楸树幼苗叶片表型及生长的影响如表3所示,在0.5% NaCl处理下,楸树幼苗叶片的苗高增量和地径增量与CK1对照组显著差异,施加35 mg/L外源ABA时苗高增量与CK2组差异不显著,而施加15和25 mg/L的外源ABA处理组与CK2对照组的苗高增量差异显著,楸树幼苗的地径增量在施加15 mg/L、25 mg/L、35 mg/L浓度的外源ABA时与CK2组均无明显差异。随着盐胁迫时间的延长,各处理组表现出盐害反应,老叶逐渐掉落,并开始生长新叶,激素处理组最先冒新叶,盐胁迫对照组14 d之后方冒新叶,最终成活率除对照组CK1之外A2处理组最高。

表3 外源ABA对盐胁迫下楸树幼苗苗高、地径、新叶萌发日期和成活率的影响Table 3 Effects of exogenous ABA on seedling height, ground diameter, germination date and survival rate of C. bungei seedlings under salt stress

2.2.2 外源ABA对盐胁迫下楸树幼苗叶片相对含水量、相对电导率、叶绿素含量的影响如表4所示,0.5% NaCl胁迫下,楸树幼苗叶片含水量比CK1组显著升高,升幅为30.57%,施加浓度为25 mg/L、35 mg/L的外源ABA时叶片含水量比CK1组有所上升,但差异不显著。楸树幼苗叶片的相对电导率在0.5% NaCl胁迫下比CK1显著增加12.98%,施用外源ABA后各处理组相对电导率比CK2组均显著下降,其中浓度25 mg/L时下降幅度最大,降幅为9.14%。与对照组CK1相比,CK2的叶绿素含量有所上升,但差异不显著,施加外源ABA后各处理组的叶绿素含量均比CK2组有所增加但差异不显著。

表4 外源ABA对盐胁迫下楸树幼苗叶片相对含水量、相对电导率、叶绿素含量的影响Table 4 Effects of exogenous ABA on relative water content, relative conductivity and chlorophyll content in leaves of C. bungei seedlings under salt stress

2.2.3 外源ABA对盐胁迫下楸树幼苗渗透调节物质的影响如图4所示,0.5% NaCl胁迫下,楸树幼苗可溶性糖含量显著降低,而施加15 mg/L和25 mg/L的外源ABA处理组可溶性糖含量比CK2分别显著增加32.96%和46.93%,当外源ABA浓度为35 mg/L时与CK2无显著差异。与对照组CK1相比,CK2的可溶性蛋白含量显著下降,在施加外源ABA浓度为15 mg/L和25 mg/L时可溶性蛋白含量比CK2有所上升,但不显著,其中浓度为35 mg/L时下降幅度较大,比CK2下降了24.86%。

图4 外源ABA对盐胁迫下楸树幼苗渗透调节物质的影响Fig.4 Effects of exogenous ABA on osmotic adjustment substances of C. bungei seedlings under salt stress

楸树幼苗的脯氨酸含量在0.5% NaCl胁迫下显著下降,而施加外源ABA浓度为15 mg/L、25 mg/L的处理组脯氨酸含量比CK2分别显著增加4.19%、16.07%,当外源ABA浓度为35 mg/L时与CK2无显著差异。

2.2.4 外源ABA对盐胁迫下楸树幼苗保护酶活性的影响如图5所示,CK1对照组的SOD活性最高,0.5% NaCl胁迫下的SOD活性显著下降,降幅为7.50%,加入外源ABA后,在浓度为15 mg/L、25 mg/L处理组中盆栽楸树幼苗叶片SOD活性均有上升,15 mg/L处理组的上升不显著,25 mg/L处理组的上升显著,而浓度为35 mg/L处理与CK2无显著差异。

图5 外源ABA对盐胁迫下楸树幼苗抗氧化酶活性的影响Fig.5 Effects of exogenous ABA on antioxidant enzyme activities of C. bungei seedlings under salt stress

与对照组CK1相比,0.5% NaCl胁迫下的POD和CAT活性显著下降,降幅分别为57.84%、46.87%,加入外源ABA后,在浓度为15 mg/L、25 mg/L处理组中盆栽楸树幼苗叶片POD、CAT活性均显著上升,而浓度为35 mg/L处理组与CK2无显著差异。

2.2.5 外源ABA对盐胁迫下楸树幼苗叶片内源激素含量的影响逆境环境下,植物可通过调节内源激素含量来改变植物生长。由表5可得知,0.5% NaCl胁迫下,楸树幼苗叶片的各内源激素含量较CK1组显著降低,施加外源ABA浓度为15 mg/L时,IAA、GA3、ABA含量分别显著提升31.73%、94.55%、69.34%,ZR含量无显著变化;施加外源ABA浓度为25mg/L时,IAA、GA3、ZR、ABA含量分别显著提升54.91%、121.36%、72.70%、66.34%;施加外源ABA浓度为35mg/L时,IAA含量显著降低25.13%,GA3、ZR含量无显著变化,ABA含量显著上升9.85%。说明盐胁迫条件下,喷施外源ABA能够提高楸树植株叶片的内源激素含量,其中浓度为25 mg/L效果最佳,超过25 mg/L时效果不明显甚至降低IAA含量。

表5 外源ABA对盐胁迫下楸树幼苗叶片内源激素含量的影响Table 5 Effects of exogenous ABA on endogenous hormone contents of C. bungei seedlings under salt stress

3 讨 论

盐胁迫对植株的影响主要表现在对叶片性状、生理代谢的抑制作用[13-14]。已有研究表明,盐胁迫下,植物的生长会受到抑制,如银边吊兰(Chlorophytumcomosumvar.variegatum)的叶面积、叶生物量下降[15],高羊茅(Festucaarundinacea)株高的下降[16]。顾恒等[17]研究发现在盐胁迫下金桂(Osmanthusfragransvar.thunbergii)出现叶片枯黄、脱落甚至植株死亡的现象。本研究中,在0.5% NaCl胁迫下,两品种楸树幼苗随着胁迫时间的延长在表型上表现出不同程度的盐害反应,其中008-1品种的盐害症状轻于苏楸1号,尤其胁迫28 d时,苏楸1号有大部分枝枯、叶落、死亡现象,008-1大部分叶片有叶尖、叶缘焦枯、落叶和部分死亡现象,表明008-1品种比苏楸1号较耐盐。

叶片相对含水量和相对电导率是反映胁迫条件下植物受害程度的重要指标,叶片相对含水量反映叶片水分状况,而相对电导率反映叶片细胞膜稳定性水平,盐胁迫条件下,植物叶片相对含水量会降低,而相对电导率会提高[18-19]。本研究中苏楸1号的叶片相对含水量显著降低,随着胁迫时间的延长下降幅度远大于008-1,表明苏楸1号比008-1失水严重,生境中的大量盐离子对其造成生理干旱[20]。两品种楸树幼苗相对电导率逐渐增加,同时,植物体内的超氧化物歧化酶活性被激活,从而加大对细胞内自由基的清除作用,提高其自身清除活性氧的能力,减轻膜脂过氧化的程度,其中,超氧化物歧化酶活性逐渐上升,在21 d后开始下降,可能是盐胁迫导致植物体内产生大量的活性氧,细胞内超氧化物岐化酶等保护酶系统也受到破坏,导致活性降低,膜系统的伤害指数随之增加[21-22]。

植物体内叶绿素含量的高低是衡量其光合能力和生长状况的重要指标之一,叶绿素含量下降就会导致光合能力下降,从而影响植物的生长,因此,植物受到盐胁迫后,体内叶绿素含量可以反映植物耐盐的敏感性[23-24]。本研究中,随着胁迫时间的延长,两品种楸树叶绿素含量均呈现降低趋势,这与鲁少尉等研究发现[25]一致。苏楸1号的叶绿素含量全程低于008-1,表明盐胁迫对苏楸1号叶绿素积累的抑制作用更大。

植物的渗透调节物质在盐胁迫的适应中起着重要作用,其中可溶性糖、可溶性蛋白、游离脯氨酸等一些代谢产物均发挥了重要作用。植物通过积累这些渗透保护物质来响应渗透胁迫,这些物质存在于细胞质中,在渗透胁迫下可以维持细胞膨胀[26]。林双冀等[27]研究表明芙蓉菊(Crossostephiumchinense)的脯氨酸含量随盐胁迫时间延长增加,在胁迫15 d后下降。李娜娜等[28]研究表明菥蓂(Thlaspiarvense)的可溶性蛋白含量随盐胁迫时间的延长呈现先增加后降低的趋势。丁燕等[29]研究表明随盐胁迫时间的延长菠萝蜜(Artocarpusheteophyllus)叶片可溶性糖含量呈现先增后降趋势。本研究中两品种楸树幼苗在盐胁迫条件下3种渗透调节物质均随着时间的延长呈先上升后降低趋势,其中苏楸1号的3种渗透调节物质含量均显著低于008-1,可能是盐胁迫前期植物积极调动体内渗透调节物质对抗盐害,随胁迫时间延长,渗透调节物质积累能力减弱,这与童辉等[30]在黄瓜(Cucumissativus)上的研究结果一致。008-1品种的渗透调节物质积累能力优于苏楸1号,反映了前者比后者对盐胁迫的耐受能力更强。

脱落酸作为公认的逆境激素或胁迫激素,在诱导提高植物抗逆性方面起着积极的调控作用[31]。李振华等[32]研究结果发现喷施外源ABA能使盐胁迫下高羊茅的叶长有所增加。本研究中,盐胁迫下楸树幼苗叶片逐渐损害,喷施外源ABA后,苗高增量有所提高,地径增量无明显变化,新叶萌发时间提前,表明外源ABA一定程度上缓解了盐胁迫对楸树幼苗生长的抑制,增强了楸树幼苗对盐胁迫的耐受能力。肖强等[33]研究发现对盐胁迫下甘薯(Dioscoreaesculenta)幼苗喷施70 μmol/L ABA可以显著降低相对电导率。本研究中,盐胁迫下楸树幼苗相对电导率显著升高,喷施外源ABA后均显著降低,其中浓度15 mg/L、25 mg/L处理降低幅度最大,表明施加外源ABA在一定程度能够缓解盐胁迫通过降低楸树幼苗叶片细胞膜透性使电解质渗透率提高而带来的伤害。关于渗透调节物质,盐胁迫下可溶性糖含量、可溶性蛋白含量、游离脯氨酸含量均显著下降,喷施外源ABA后,各渗透调节物质含量有所上升,表明外源ABA能够促进楸树幼苗渗透调节物质的积累,增强楸树幼苗的渗透调节能力,从而使楸树幼苗能够适应盐胁迫环境,其中25 mg/L处理调节效果最好,这与朱菲菲等[34]研究结果一致。SOD、POD和CAT是生物膜保护酶系统的重要成员,它们协同作用,防御活性氧或其他过氧自由基对膜系统的伤害,抑制膜脂过氧化减轻盐胁迫等对细胞的伤害[35-37]。本研究发现外施ABA可以提高盐胁迫下楸树幼苗的SOD、POD和CAT活性,其中25 mg/L ABA处理的效果最好。植物内源激素在调节植物对生物及非生物胁迫响应中具有重要作用,逆境环境下,植物可通过调节内源激素含量来改变植物的生长,主要包括脱落酸(ABA)、玉米素核苷(ZR)、生长素(IAA)、赤霉素(GA3)等[38-39]。本研究中,喷施外源ABA能够提高楸树植株叶片的内源激素含量,其中浓度为25 mg/L效果最佳,超过25 mg/L时效果不明显甚至降低IAA含量。

4 结 论

综上所述,0.5% NaCl胁迫对苏楸1号和008-1品种的盆栽楸树幼苗植株生长具有一定的抑制作用,其中苏楸1号盐害反应严重,008-1盐害反应较轻;添加外源ABA可在一定程度上缓解盐胁迫,提高盆栽楸树幼苗植株耐盐性;其中,本次试验所拟定的3个外源ABA浓度,25 mg/L效果最佳,但ABA浓度超过35 mg/L时可能对楸树幼苗产生新的胁迫,不利于楸树幼苗生长。