经颅磁刺激调控中枢神经系统髓鞘形成的研究进展

高振坤, 申鑫雅, 韩 宇, 韩萍萍综述, 毕 霞审校

中枢神经系统(central nervous system,CNS)髓鞘形成涉及多种细胞、信号通路和细胞因子的调控。少突胶质细胞(oligodendrocyte,OL)是CNS的髓鞘形成细胞,提供营养支持轴突和产生髓鞘包裹轴突；少突胶质前体细胞(oligodendrocyte progenitor cell,OPC),可增殖分化补充OL；小胶质细胞可以释放炎症分子影响OL的发育和髓鞘修复,也可以吞噬髓鞘碎片；星形胶质细胞释放多种因子调控OL的发育和髓鞘化。

经颅磁刺激(transcranial magnetic stimulation,TMS)是一种安全精准的非侵入性大脑刺激技术。TMS利用置于头部表面的通电线圈,产生磁场作用于大脑皮质,通过改变神经元动作电位调节神经元兴奋性、增加细胞内钙水平和细胞因子的释放[1]。自1985年英国学者Barker[2]开创TMS,其在临床和动物课题中已经有了广泛的研究。每一种胶质细胞都能直接或间接地对磁刺激作出反应,它们很可能是TMS的细胞效应物。因此,TMS具有促进适应性髓鞘形成的潜力,并最终应用于脱髓鞘疾病的治疗。本文以TMS为切入点,对TMS与CNS胶质细胞相互作用共同促进髓鞘形成的相关研究作一阐述。

1 经颅磁刺激对少突胶质谱系细胞的影响

1.1 少突胶质前体细胞 OPC是由来自脑室下区的神经祖细胞(neural progenitor cell,NPC)分化来的,TMS不仅可以促进OPC的增殖分化,也可以促进NPC的增殖分化。Liu等[3]对大鼠海马中培养的NPCs进行10 Hz重复经颅磁刺激(repetitive transcranial magnetic stimulation,rTMS)(每天960 次刺激,强度1.75 T,共3 d),发现rTMS显著促进NPC的增殖分化。也有研究证明1 d、3 d、7 d的rTMS(频率1 Hz,每次25 s,5次/d)均可显著促进帕金森病小鼠侧脑室下区NPC增殖[4]。石海杉等[5]用1 Hz、10 Hz、11 Hz的rTMS(每天刺激15 min,刺激强度500 Gs,1 次/d,共14 d)干预缺血再灌注大鼠,发现3种rTMS均可促进大鼠海马区NPC的激活,其中10 Hz的rTMS可以促进NPC增殖。

血小板衍生生长因子受体α(platelet-derived growth factor α,PDGFR-α)作为OPC的标记蛋白,可以促进OPC的增殖和分化。 Lee等[6]分别使用0.5 Hz和10 Hz的TMS(每天20 min,刺激强度1 T,共3 d)刺激小鼠神经母细胞瘤细胞,观察到10 Hz的rTMS可以提高PDGFR-α表达和神经母细胞增殖。对成年小鼠施加10 Hz间隙性Theta 爆发式磁刺激(intermittent theta burst stimulation,iTBS)(每天600次刺激,刺激时间1 min,1 次/d,共28 d),在初级运动皮质(M1)、初级躯体感觉皮质(M2)和次级视觉皮质(V2)发现大量PDGFR-α阳性细胞[7]。Akt通路可以促进OPC增殖分化,雷帕霉素(mammalian target of rapamycin,mTOR)作为Akt的下游分子,可以促进OPC向OL分化[8]。Yang等人[9]证明10 Hz的rTMS(每天1 次,刺激强度1 T,共14 d)可以提高微重力条件下大鼠运动皮质的p-Akt/mTOR蛋白表达,减轻步行能力下降、对侧肢体失衡等步态障碍。也有文献[10]发现电针和0.5 Hz rTMS(每天100次刺激,强度1.44 T,共14 d)的联合使用可改善血管性痴呆大鼠海马区的p-Akt/mTOR蛋白表达。

1.2 少突胶质细胞 少突胶质细胞转录因子(oligodendrocyte transcription factor,OLIG)可以促进OL的增殖和分化。Dolgova等[11]用40 Hz的iTBS(每天20 min,刺激2 s,间隔8 s,共5 d)刺激神经祖细胞培养基,观察到神经祖细胞大量表达OLIG1。有实验对成年小鼠进行10 Hz的iTBS(每天600次刺激,刺激时间192 s,1次/d,共28 d),发现小鼠初级运动皮质和初级感觉皮质中OLIG2阳性细胞数量升高[7]。髓鞘碱性蛋白(myelin basic protein,MBP)是构成髓鞘支架的重要蛋白,可以反映OL的功能和髓鞘含量。10 Hz的rTMS(刺激2 s,间歇 5 s,总刺激量960个,强度3.5 T,共10 d)刺激局灶性脑缺血大鼠,发现OLIG 1和MBP表达明显升高,且rTMS刺激后神经功能缺损评分降低,表明OLIG 1和MBP可能与rTMS刺激改善脑缺血损伤大鼠后神经功能损伤有关系[12]。崔桂雪等[13]用10 Hz的rTMS(40%强度,总刺激量400 个,共14 d)刺激阿尔兹海默症大鼠,发现海马MBP的数量和密度明显增加,且脑细胞萎缩情况和学习记忆能力明显改善。

脑源性神经营养因子(brain-derived neurotrophic factor,BDNF)可以促进髓鞘形成,是调节OL分化的关键蛋白[14]。有实验分别用20 Hz的rTMS(120%强度,每天800 次刺激,共10 d)和20 Hz的iTBS(80%强度,每天800 次刺激,共10 d)刺激缺血再灌注损伤大鼠,发现两种刺激均能上调梗死周围纹状体BDNF和p-TrkB表达,改善神经功能[15]。细胞外信号调控蛋白激酶1/2(extracellular signal-regulated kinase1/2,ERK1/2)通过细胞内信号级联转导细胞外信号,调控OL增殖、分化和存活的相关基因[16]。40 Hz的低场强磁刺激(每天20 min,刺激2 s,间隔8 s,共5 d)干预胶质祖细胞培养基,观察到TGF-β-ERK1/2通路蛋白表达升高,未成熟OL标记物O4的细胞比例增加[11]。Feng等[17]证明15 Hz的rTMS(100%强度,每天1000次刺激,共21 d)干预抑郁症大鼠,可以逆转抑郁症引起的海马区BDNF和p-ERK1/2表达下降,而且在停用rTMS刺激14 d后,其治疗效果依然存在。mTOR也参与OL的mRNA翻译,mTOR缺失会导致CNS中成熟OL的数量减少,髓鞘相关蛋白的表达出现异常[18]。使用1 Hz和5 Hz的rTMS(两种刺激均为每天900 次刺激,强度0.5 T,共10 d)干预血管性痴呆大鼠,发现两种刺激上调海马CA1区mTOR蛋白和mTOR下游分子eIF-4E的表达,表明rTMS通过mTOR-eIF-4E途径减少神经元死亡,逆转血管性痴呆大鼠的学习记忆障碍[19]。Akt是mTOR通路的上游因子,对OL的增殖分化有重要作用。有实验使用40 Hz的iTBS(每天20 min,刺激2 s,间隔8 s,共5 d)刺激体外神经祖细胞,观察到祖细胞中Akt的表达增加,而且大量祖细胞分化为表达OLIG1的OL[11]。

OL为了维持髓鞘和轴突的营养支持,需要长期暴露在高代谢周转的细胞毒性副产物中,但是OL的抗氧化水平较差,所以容易受到氧化应激的影响,引起DNA损伤[20]。Hui等[21]用rTMS(每天刺激3组,每组20个序列,序列间隔1 s,每组间隔1 min,共14 d)刺激缺血性卒中大鼠,观察到梗死脑组织丙二醛(malondialdehyde,MDA)含量降低,超氧化物歧化酶 (superoxide dismutase,SOD)活性增加,神经功能缺损减少。Medina-Fernandez等[22]用60 Hz的TMS(每天刺激2 h,每周5 次,强度0.7 mT,共21 d)刺激实验性自身免疫性脑脊髓炎大鼠,发现大脑中脂质过氧化和氧化蛋白产物的表达显著降低,谷胱甘肽(glutathione,GSH)的表达升高。如上结果表明rTMS可通过提高动物的抗氧化能力,减少OL损害并促进髓鞘生成。

2 经颅磁刺激对小胶质细胞的影响

小胶质细胞激活后极化为M1和M2两种表型,促炎表型的M1小胶质细胞分泌促炎细胞因子引起邻近OL和髓鞘的损伤,抗炎表型的M2小胶质细胞分泌抗炎细胞因子保护OL免受神经炎症损伤[23]。有文献发现10 Hz的rTMS(每天1200 次刺激,每列20 次脉冲,间隔10 s,强度1.26 T,共28 d)刺激缺血性卒中大鼠,激活的小胶质细胞向抗炎表型极化,肿瘤坏死因子-α(tumor necrosis factor-α,TNF-α)和白细胞介素-1β(interleukin-1β,IL-1β)的表达下降,IL-4和IL-10的表达升高[24]。Zuo等[25]用15 Hz的rTMS(每天1000 次刺激,强度1.76 T,共28 d)刺激抑郁症小鼠,观察到海马和前额叶皮质小胶质细胞的激活被抑制,小胶质细胞从M1表型向M2表型的极化转变加快,促炎因子IL-6、IL-1β和TNF-α的高表达也被抑制。

M1型小胶质细胞分泌促炎分子构建组织损伤后的炎症微环境,引起脱髓鞘和OL损伤。Yang等[26]用30～40 Hz的深层rTMS(每个刺激持续2 s,间隔8 s,每天2 min,共14 d)刺激脱髓鞘模型小鼠,发现脑组织中M1小胶质细胞数量减少,IL-1β和IL-6表达下降,胼胝体和尾状核的OL丢失情况减少,海马CA3区和额叶皮质的MBP丢失减少。结果表明rTMS可能通过抑制M1小胶质细胞减少OL和髓鞘的损伤。M2型小胶质细胞释放多种神经营养因子,如转化生长因子β(transforming growth factor-β,TGF-β)。Dolgova[11]对神经胶质祖细胞实施40 Hz低场强磁刺激(每天20 min,刺激2 s,间隔8 s,共5 d),发现24 h后培养液中TGF-β1的表达瞬时升高,表达晚期OPC标记物的O4细胞数量明显增加。

3 经颅磁刺激对星形胶质细胞的影响

组织损伤后,经典激活的反应性星形胶质细胞(A1表型)释放促炎介质放大组织损伤程度,交替激活的星形胶质细胞(A2表型)释放神经营养因子调控OPC和OL的增殖分化,促进髓鞘修复[27]。有实验证明10 Hz的rTMS(每天10 min,强度0.57 T,共7 d)刺激缺血性损伤大鼠,促炎因子IL-1β和TNF-α的表达下降,抗炎因子IL-10的表达上升,A1星形胶质细胞的激活被抑制[28]。Zong等[29]对缺血性损伤大鼠施加50 Hz的连续性Theta 爆发式磁刺激(continuous theta burst stimulation,cTBS)(每天5 min,强度200 G,共5 d),观察到梗死周围区域抗炎因子的表达升高,星形胶质细胞从A1到A2的表型转换加快。

过度激活的A1星形胶质细胞可产生细胞因子抑制受损组织的修复。γ干扰素(interferon-γ,IFN-γ)可引起免疫性脑脊髓炎小鼠的低髓鞘和脑组织破坏。注射人间充质干细胞和10 Hz的rTMS(每天20 min,强度1 T,共28 d)联合治疗帕金森症大鼠,观察到脑组织中IFN-γ和TNF-α的表达下降,抗炎因子IL-10表达上升。星形胶质细胞也可以释放TNF-α诱导OPC的死亡[30]。Hong等[28]分别使用1、5、10 Hz的rTMS(每天10 min,强度0.57 T,每天1200次刺激,共2 d)刺激氧糖剥夺损伤的星形胶质细胞,观察到10 Hz的 rTMS可以抑制TNF-α和IL-1β的高表达,影响星形胶质细胞的极化。A2星形胶质细胞可分泌BNDF和血管内皮生长因子(vascular endothelial growth factor,VEGF)促进少突胶质谱系细胞的分化和存活,减少损伤后的髓鞘破坏。Zong等[31]对脑卒中大鼠实施50 Hz的cTBS(每天5 min,强度200 G,共5 d),观察到A2星形胶质细胞释放大量的PDGFR、VEGF和TGF-β,受损血管附近的A1星形胶质细胞向A2极化。

4 总结与展望

综上,从CNS胶质细胞的角度可以更深刻地观察到TMS影响髓鞘形成和再生,而且TMS的许多有益作用是神经胶质细胞二次激活的结果(见图1)。

图1 经颅磁刺激调控CNS胶质细胞促进髓鞘形成(绿色方框和箭头表示促进作用；红色方框和箭头表示抑制作用；黑色箭头表示双重作用)

但仍有几点有待完善：(1)TMS的刺激参数多样,如刺激时间,有5 d、14 d、28 d等不同时长的TMS刺激参数。目前关于髓鞘形成的研究,多选择较长的7 d和14 d。若在同一实验中,短期刺激和长期刺激是否会有不同的结果还要进一步探讨,需研究TMS针对不同特性的胶质细胞如何做出相应的调整。(2)OL是CNS髓鞘生成和修复的关键细胞,但成年后在胼胝体中出生的OL只有41%能够长期存活,躯体感觉皮质中只有22%的OL可以分化为生成髓鞘的成熟OL[32]。这些数据表明CNS的髓鞘化是一个低效且漫长的过程,需制定有效的TMS治疗方案促进OL的增殖、分化和存活。(3)小胶质细胞和星形胶质细胞均对髓鞘生成和修复有双重作用。我们可以通过TMS促进小胶质细胞向M2型极化、星形胶质细胞向A2型极化,促进少突胶质谱系细胞的再生和髓鞘修复。但是M2小胶质细胞和A2形胶质细胞与少突胶质谱系细胞的具体相互作用如何、激活 M2小胶质细胞和A2形胶质细胞的最佳TMS方案如何、M2小胶质细胞和A2形胶质细胞的数量是否越多越好都需要进一步研究。未来还需更多数量、从细胞和分子水平、更与临床贴合的动物实验探讨TMS与髓鞘形成和再生的潜在机制,为临床应用提供理论基础。