超声改性大豆亲脂蛋白-羟丙基甲基纤维素乳液的冻融稳定性

钟明明，廖 一，齐宝坤,2,3，方 琳，孙禹凡，谢凤英,2,，李 杨,2,3,

（1.东北农业大学食品学院，黑龙江 哈尔滨 150030；2.哈尔滨市食品产业研究院，黑龙江 哈尔滨 150000；3.东北农业大学 国家大豆工程技术研究中心，黑龙江 哈尔滨 150000）

乳液是两种不混溶液体的混合物，而蛋白乳液是一种非均多相分散体系，其不稳定性极大地影响食品的品质和感官特性[1]。长期以来，一直认为大豆分离蛋白（soy protein isolate，SPI）由两种主要的储存蛋白组成，即大豆球蛋白（11S）和β-伴大豆球蛋白（7S），然而，大豆储存蛋白组分中大豆亲脂蛋白质（soybean lipoprotein，SLP）含量占SPI储存蛋白的30%左右，并有望作为天然乳化剂在食品工业中得到广泛应用。羟丙基甲基纤维素（hydroxypropyl methylcellulose，HPMC）是一种可食用性纤维素，其资源丰富、健康无毒，且具有良好的水溶性、成膜性和较强的表面活性，可以控制表面压力并改善薄膜黏弹性[2]，作为良好稳定剂用于乳液制备。

食品加工过程中乳液通常会经历反复的冻融循环，在冷冻-解冻的过程中会发生多种物理化学变化[3-4]，包括脂肪结晶、水分冻结、乳液冷冻浓缩、界面相变和生物大分子构象改变等，从而影响了乳液的稳定性[5]。目前，许多研究者利用物理、化学和酶法等改变蛋白质的空间结构和分子特性，从而改善蛋白乳液的冻融稳定性。丁俭等[6]研究超声处理后的SPI与多糖协同稳定乳液的特性，并对所形成乳液在冷冻-解冻过程中失稳机理进行分析研究；Cisneros Estevez等[7]研究发现乳液的界面组成、加工条件等对乳液形成机制及冻融稳定性有一定影响；王喜波等[8]利用胰蛋白酶处理得到不同水解度的SPI水解物，随后与葡聚糖发生美拉德反应，进一步研究其对乳液冻融稳定性的影响。综上所述，目前关于乳化剂对纯油体系结晶和乳液加工方式对乳液冻融稳定性影响的研究较多，但对改性SLP与HPMC形成的乳化体系中的乳液稳定机理与乳液结构特性构效关系的研究相对较少。

本实验以不同超声功率处理的SLP作为乳化剂，HPMC作为分散剂制备乳液，研究超声改变蛋白质结构及其与纤维素交互作用对乳液冻融稳定性的影响，通过冻融前后乳液粒径、ζ电位和微观结构改变，对比分析乳液乳化性、聚结程度、出油率和浊度的差异，揭示乳液在冷冻-解冻过程中的失稳机理。

1 材料与方法

1.1 材料与试剂

‘东农42’大豆 东北农业大学大豆研究所；HPMC（I型，黏度30 mPa·s）、磷酸二氢钠、磷酸氢二钠 天津市东丽区天大化学试剂厂；葵花籽油市售；氯化钠 天津市光复精细化工研究所；硫酸北京新光化工试剂厂；试剂均为分析纯。

1.2 仪器与设备

KF-250W超声波细胞粉碎仪 宁波新芝生物科技股份有限公司；ULTRA-TURRAX UTL2000高压均质机 上海标本模型有限公司；巨霸SC-15AH冷冻干燥机 上海卓易隆有限公司；LGR20-W台式高速冷冻离心机 北京京立离心机有限公司；Mastersizer 2000激光粒度仪 英国马尔文仪器有限公司；DELTAVISIONTMOMX SR激光共聚焦显微镜 德国徕卡公司；UV-5100型高性能紫外-可见分光光度计 上海奥析科学仪器厂；JASCO-J815圆二色性分光光度计 日本Sanwa仪器公司。

1.3 方法

1.3.1 SLP的提取

SLP的分离参考Samoto等[9]的方法并作修改。大豆磨粉，过60 目筛，正己烷脱脂制备低变性大豆脱脂粉，70 ℃干热处理2 h，此时氮溶指数降至75%。称取50 g干热处理后的脱脂豆粉加入400 mL蒸馏水，用NaOH调节pH值至8.0，在20 ℃下搅抖1 h后3 000×g离心10 min，收集上清液并加入10 mmol/L Na2SO3，然后用H2SO4调节pH值至5.8，3 000×g离心10 min，用H2SO4调节上清液pH值至5.0，并在55 ℃下搅抖15 min，然后加入50 mmol/L NaCl溶液并用NaOH调节pH值至5.5，3 000×g离心10 min，沉淀即为SLP。

1.3.2 SLP超声处理

将一定量SLP溶解在10 mmol/L pH 7.4的磷酸盐缓冲液（phosphate buffered saline，PBS）中，配制质量浓度为1 g/100 mL的SLP溶液，将SLP溶液在不同超声功率（0、200、300、400、500 W）下处理5 min，处理完成后在室温下搅抖2 h备用。

1.3.3 SLP-HPMC乳液的制备

将不同超声功率处理的SLP溶液（1 g/100 mL）加入到等量HPMC溶液（0.2 g/100 mL）中，边滴加边磁力搅抖，形成复合物后，搅抖30 min，再加入5 g/100 mL葵花籽油，先于1 000 r/min条件下粗均质3 min，再在100 MPa下高压均质，制得不同超声功率处理的SLP-HPMC乳液，记为SLP（0/200/300/400/500）-HPMC，4 ℃条件下贮藏备用[10]。

1.3.4 循环冻融处理

将不同超声功率处理的SLP-HPMC乳液立即转移到50 mL的具塞塑料管中，在-20 ℃冷冻贮存22 h后，在室温下解冻2 h，取部分样品进行后续分析。按上述步骤循环操作2 次。

1.3.5 粒径和ζ电位分析

用10 mmol/L pH 7.4 PBS将各SLP-HPMC乳液稀释至0.1 g/100 mL，装入比色杯（PCS8501），使用激光粒度仪测定乳液粒径分布和ζ电位。SLP（分散相）折射率为1.450，10 mmol/L pH 7.4 PBS（连续相）折射率为1.331[11]。实验均在25 ℃下进行。

1.3.6 乳化活性和乳化稳定性测定

参考Li Chen等[12]的方法测定乳化活性指数（emulsification activity index，EAI）和乳化稳定性指数（emulsification stability index，ESI）。乳液制备完成后，分别于0、10 min从底部取样50 μL，经十二烷基硫酸钠（sodium dodecyl sulfate，SDS）稀释200 倍，充分混合后在500 nm波长处测定吸光度，以SDS作空白对照。EAI和ESI分别按式（1）、（2）计算。

式中：ρ为SLP-HPMC乳液形成前的SLP质量浓度5 mg/mL；L为比色杯厚度1 cm；φ为葵花籽油体积分数0.25%；n为稀释倍数200；常数T＝2.303；A0、A10分别为0、10 min时乳液的吸光度；Δt为10 min。

1.3.7 乳液微观结构观察

参考Hayashi等[13]的方法采用激光扫描共聚焦显微镜观察乳液微观结构，评价乳液的冻融稳定性。分别取1 mL新制和经过循环冻融处理的不同超声功率处理乳液，加入40 μL尼罗红混合均匀，染色30 min，取一滴染色后的乳液样品于带凹槽的载玻片上，盖上盖玻片，甘油密封。在488 nm激发波长处进行激光共聚焦扫描，油镜观察。采集图像分辨率为1 024×1 024。实验需避免玻片上污染物对图像的影响。

1.3.8 浊度测定

将SLP-HPMC乳液用PBS溶液稀释40 倍，以PBS为空白对照，用紫外-分光光度计于600 nm波长处测定吸光度，浊度按式（3）计算。

式中：n为稀释倍数40；I为光程0.01 m。

1.3.9 聚结程度测定

聚结是乳液中油滴分子之间经过接触合并形成大油滴的过程。利用激光粒度仪测定粒径，聚结度按式（4）计算。

式中：D[4,3]f为冻融后乳液的体积平均粒径/nm；D[4,3]i为初始乳液的体积平均粒径/nm。

1.3.10 出油率的测定

参考Palanuwech等[14]的方法并略加改动。称取0.015 g苏丹Ⅲ试剂加入到1 000 g大豆油中，室温搅抖12 h得到苏丹Ⅲ油溶液。准确称取4 g苏丹Ⅲ油溶液和16 g待测乳液于50 mL离心管中，振荡混匀后16 000×g、4 ℃离心20 min，收集上层油液于508 nm波长处测定吸光度，同时以大豆油作空白。出油率按式（5）计算。

式中：m0为苏丹Ⅲ油溶液质量/g；m1为乳液质量/g；A为离心前后苏丹Ⅲ油溶液吸光度的比值；ω为乳液中油相的质量分数/%。

1.3.11 圆二色光谱分析

参考Itoh等[15]的方法并做改动。使用圆二色光谱仪在190～260 nm、298 K范围内对不同超声功率处理的SLP溶液进行扫描，参数设定：路径长度1mm；扫描速率100 nm/min；光谱分辨率0.1 nm；响应时间1 s；步长1 nm。通过CDPro软件包计算SLP二级结构相对含量。

1.4 数据处理与分析

实验数据采用SPSS 22.0分析软件和Origin 8.0软件进行处理，采用方差分析对数据进行差异显著性分析（P＜0.05）。所有实验均重复3 次，结果取平均值或平均值±标准差。

2 结果与分析

2.1 循环冻融对超声改性SLP-HPMC乳液粒径和ζ电位的影响

图 1 循环冻融前后超声改性SLP-HPMC乳液平均粒径（A）和ζ电位（B）Fig. 1 Average particle size (A) and ζ potential (B) of sonicated SLP-HPMC emulsion before and after freeze-thaw cycles

通常蛋白乳液液滴的平均粒径越小，乳液越稳定[16]。由图1A可知，在冻融循环前不同功率超声改性SLP-HPMC乳液平均粒径均接近600 nm，经过1 次冻融循环后各乳液平均粒径均增加1 倍以上，超声功率为400 W时SLP-HPMC乳液平均粒径最小，为（1 250.0±23.2）nm。经过2 次冻融后，SLP（0）-HPMC乳液的平均粒径大幅增大，不同功率超声改性SLP-HPMC乳液平均粒径也不同程度地有所增加，其中超声功率400 W时增幅最小，说明此时乳液相对稳定。

乳液表面电荷密度能有效反映乳滴之间的静电相互作用。由图1B可知，在pH 7.4 PBS中SLP（0）-HPMC乳液原始ζ电位为-11.29 mV，随着超声功率的增加，ζ电位绝对值呈先升高后降低趋势。经循环冻融后所有乳液的ζ电位绝对值均有所下降。SLP（400）-HPMC乳液原始ζ电位为-17 mV，表面电荷密度最大，结合乳液的粒径分布和微观结构分析结果，表明超声功率为400 W时乳液的冻融稳定性最好。经过2 次冻融后，乳液表面电荷进一步降低，这是由于不同功率超声处理使蛋白的柔性区域和二级结构构象发生改变[17]，蛋白质结构构象变化影响其与多糖分子的结合，造成乳液表面所带电荷的不同。此外，加入的多糖（HPMC）可以吸附到蛋白层形成界面络合物，有效地避免界面复合物降解，从而增强乳液的稳定性[18]。Thanasukarn等[19]研究认为，在冻融处理过程中乳液蛋白分子会从油滴表面解吸出来，降低蛋白的乳化效率，同时表面电荷的减少导致乳液冷冻处理后油滴之间斥力减弱发生聚结。

2.2 循环冻融对超声改性SLP-HPMC乳液ESI和EAI的影响

图 2 冻融循环前后超声改性SLP-HPMC乳液ESI（A）和EAI（B）Fig. 2 ESI (A) and EAI (B) of sonicated SLP-HPMC emulsion before and after freeze-thaw cycles

乳化特性是衡量蛋白吸附至油-水界面能力的指标，包括EAI和ESI[19]。EAI表示蛋白稳定的油-水界面层上其所占据的单位质量，ESI用于衡量乳液抵抗混乱的能力[20]。由图2可知，与SLP（0）-HPMC乳液相比，经0～400 W超声处理后，乳液EAI与ESI均增大，这可能是由于超声处理增强了SLP的溶解性，超声处理后SLP结构打开，溶解性增大的同时疏水基团暴露，使其与HPMC之间相互作用加强[21]。此外，吸附至油-水界面上的SLP与HPMC形成了双分子层保护屏障，阻止了脂肪液滴的絮凝和聚沉[22]。

经冻融循环后EAI出现明显降低，SLP（400）-HPMC乳液经两次冻融循环后，其EAI由580.35 m2/g降低至86.55 m2/g。这可能是由于冻融过程破坏了SLP和HPMC之间的作用力，影响了SLP-HPMC构建的双分子层导致乳液EAI急剧下降。乳液经冻融后ESI变化无明显规律，SLP（400）-HPMC和SLP（500）-HPMC乳液在第1次冻融处理后ESI明显升高，但经过第2次冻融又明显降低，说明经过1 次冻融循环部分乳液能保持相对较好的稳定性，而经过2 次冻融循环后乳液会出现不同程度的分层现象。

2.3 超声改性SLP-HPMC乳液的激光共聚焦显微镜观察结果

由图3可知，激光共聚焦扫描显微镜图像中呈红色荧光的核心和呈绿色荧光的外围边界[23-24]证明界面层有SLP-HPMC复合体系存在。未经冻融循环时，SLP（0）-HPMC乳液的粒径最大，乳液的稳定性较差。SLP经超声处理后，SLP（200）-HPMC乳液粒径分布较均匀，但粒径较大，而SLP（300）-HPMC和SLP（500）-HPMC乳液出现明显的聚集现象，仅SLP（400）-HPMC乳液分散均匀且粒径较小，乳液最稳定。经1 次冻融循环后，SLP（0）-HPMC乳液的冻融稳定性最差，出现明显的水-油分离现象，同样，SLP（200）-HPMC和SLP（300）-HPMC乳液也出现大块聚集和水-油分离的现象。第2次冻融后SLP（0）-HPMC乳液乳滴出现成片聚集，这是由于未经超声处理的SLP与HPMC复合后其蛋白乳化性较差，乳液界面膜不稳定，冷冻时形成的冰晶极易刺穿界面膜，融化时油滴之间发生聚集[25]。随着超声功率的增大，这种不稳定现象逐渐减弱，较大功率下超声处理的SLP形成的乳液与HPMC复合，乳液颗粒呈球形，且粒径相对较小。SLP（400）-HPMC冻融后也发生了乳滴的部分絮凝和聚集，但粒径增加较小。SLP（500）-HPMC乳液粒径虽然最小，但水-油分离现象严重，已经不再是O/W乳液。因此，超声功率400 W时，制备的超声改性SLP-HPMC乳液稳定性最好。

图 3 冻融循环前后超声改性SLP-HPMC乳液的激光共聚焦显微镜图Fig. 3 Confocal laser scanning microscopic images of sonicated SLP-HPMC emulsion before and after freeze-thaw cycles

2.4 循环冻融对超声改性SLP-HPMC乳液乳液浊度、聚结度和出油率的影响

图 4 循环冻融前后超声改性SLP-HPMC乳液的浊度（A）、聚结度（B）、出油率（C）和实际外观图片（D）Fig. 4 Turbidity (A), aggregation degree (B), oil release rate (C) and appearance (D) of sonicated SLP-HPMC emulsion before and after freeze-thaw cycles

浊度与乳液的分散程度相关，能进一步反映乳液的稳定性。由图4A可知，不同超声功率改性SLP-HPMC初始乳液浊度类似，其中SLP（0）-HPMC乳液初始浊度为12 780.43±30.28，乳液均匀、无分层现象。经冻融循环后，部分乳液乳滴裂解，油相受疏水作用驱动重新絮凝沉降，乳液出现分层现象（图4D），浊度明显下降，经2 次冻融循环后SLP（400）-HPMC乳液浊度降低至2 744.61±18.72。结果表明，冻融循环对乳液浊度影响较明显，通过简单的混匀搅抖难以使乳液恢复其稳定性。

经过冻融循环后，乳液界面膜变得不稳定，油滴之间容易聚结。乳液的冻融循环次数越多，其聚结程度越大。由于超声处理能够将大分子质量蛋白变成分子质量相对较小的蛋白从而改变其柔性和空间结构[26]，更易与多糖结合形成致密的界面膜，从而有效抑制油滴聚集。由图4B可知，经冻融循环后，超声改性SLP-HPMC乳液聚结度明显低于SLP（0）-HPMC乳液。随着超声功率的增大，聚结度呈现先减小后增大的趋势，经过2 次冻融循环，SLP（400）-HPMC乳液聚结度仍保持最小，这可能是因为适度的超声处理能暴露蛋白的疏水基团，使其更易吸附在油滴表面抵抗冷冻对乳液稳定性的破坏，从而增加乳液的冻融稳定性。

由图4C可知，SLP（0）-HPMC乳液经2 次冻融循环后出油率由（0.3±0.2）%升高至（8.5±0.07）%，结合聚结度数据说明，此时乳液的界面膜不稳定，在冻融过程中易发生破裂。超声改性SLP-HPMC乳液也发生不同程度地聚集，但游离油释放量少于SLP（0）-HPMC乳液，而且随着超声功率的增大，超声改性SLP-HPMC乳液中游离油释放量先降低后升高，这与激光共聚焦扫描观察与粒径分析结果一致。游离油的产生是由于乳液在冻融处理的过程中降低了水相中自由水的含量，乳滴不稳定而相互靠近发生聚结，造成油脂释放。

2.5 超声功率对SLP二级结构的影响

图 5 不同超声功率下SLP的圆二色光谱图Fig. 5 Circular dichroism spectra of SLP treated at different ultrasonic powers

表 1 不同超声功率下SLP二级结构的相对含量变化Table 1 Relative contents of secondary structures in SLP treated at different ultrasonic powers

圆二色光谱是一种快速、准确、灵敏测定的蛋白二级结构技术，可以在水溶性蛋白溶液中直接测定并计算出蛋白各类型二级结构的相对含量[27]。不同超声功率下SLP的圆二色光谱见图5。由表1可知，经不同功率超声处理后，SLP中各二级结构相对含量均发生明显变化，400、500 W处理时SLP α-螺旋相对含量降低，β-折叠相对含量升高，这与前人研究结果一致，原因可能是超声作用影响了α-螺旋结构中的疏水性氨基酸区域，从而使蛋白分子展开改变其空间构象[28-30]。但当高强度（500 W）超声波作用于SLP后，蛋白质发生不溶性聚集，与HPMC间的相互作用减弱，因此α-螺旋结构又有一定程度地增加。蛋白的结构与其功能高度相关[28]，二级结构的改变使得SLP-HPMC复合物更具有均匀性和柔性的特点，使其在油-水界面上吸附更完全，这与本实验中EAI分析结果一致。超声功率为400 W时，SLP中β-折叠相对含量最高，更易于HPMC结合亲水性氨基酸区域，从而形成稳定复合物，结合物吸附在油层表面再构成稳定乳液，从而提高了乳液的冻融稳定性。

3 结 论

不同超声功率处理SLP不但可以增强SLP-HPMC乳液的EAI和ESI，还可以显著提高乳液的冻融稳定性。不同功率的超声改性SLP-HPMC乳液具有不同的冻融稳定性，SLP（400）-HPMC乳液经2 次冻融循环后乳滴聚结程度和出油率最小，稳定性较好，甚至2 次冻融循环后仍然可以观察到明显的O/W乳液结构。超声处理改变了SLP二级结构的相对含量和柔性区间，400 W超声处理SLP中β-折叠和β-转角相对含量最大，β-折叠和β-转角的松散结构使蛋白柔性增加，结构更易发生改变和伸展，进而影响乳液界面复合物的稳定性，说明乳液冻融稳定性与乳液界面层厚度和蛋白结构特性有关。