Hedgehog信号传导通路及其生物学功能①

闵 明 王婷婷 张继东

(遵义医科大学免疫学教研室 贵州省基因检测与治疗特色重点实验室，遵义 563000)

Hedgehog(Hh)信号传导通路最初是在果蝇身上发现的，是一条高度保守的信号通路途径[1]。果蝇的Hh基因突变导致幼虫体表出现许多刺突，形似刺猬，故名Hedgehog。Hh信号转导通路无论在胚胎期还是胚胎形成后，几乎对所有器官的发育都至关重要。机体内环境稳态的维持，需要Hh信号通路在特定的时间、组织细胞中被正常激活，异常的激活会导致组织细胞异常增殖分化，引发发育异常或者肿瘤。本文将综述Hh在生理和病理状态下的生物学功能，以进一步全面而深入地总结Hh信号通路的最新研究进展，旨在为更好地理解和研究此信号通路在生物体内的调控作用提供参考。

1 Hh信号传导通路

Hh信号通路主要由配体、受体、转录因子3部分构成。配体一共有3种，包括Sonic hedgehog(Shh)、Desert hedgehog(Dhh)和Indian hedgehog(Ihh)。受体有Patched(Ptch)和Smoothened(Smo)两种，Ptch受体又分为Ptch1和Ptch2。转录因子Gli(Glioma-associated oncogene)拥有3种类型：Gli1、Gli2和Gli3。Gli1参与激活目的基因转录，Gli2和Gli3既能激活又能抑制目的基因的转录。

与其他调控生长发育信号通路不同的是，脊椎动物Hh信号通路依赖于高度专业化的细胞器——初级纤毛。初级纤毛是突出于细胞表面的微管样结构的细胞器，广泛存在于各种类别细胞表面[2]。初级纤毛是具有感受能力的细胞器，能感受Hh信号，调节信号通路[3]。在没有Hh配体的情况下，Ptch受体位于初级纤毛的底部，抑制Smo向初级纤毛内转移，从而抑制其活化；Gli则被依赖环磷酸腺苷(cyclic adenosine monophosphate，cAMP)的激酶A(Protein kinase A，PKA)磷酸化后分解为Gli抑制物(GLIR)，GLIR抑制细胞核内目的基因转录。PKA的调节亚基和催化亚基都位于纤毛基底部，感受cAMP促进GLIR的生成，调节Gli2不恰当地活化[4]。当纤毛感受到Hh信号，并且Hh与Ptch受体结合，解除对Smo的抑制作用，Smo即向初级纤毛内转移，到达纤毛顶端与Sufu(Suppressor of fused homolog)相互作用，使Gli活化转导入细胞核，与目的基因启动子结合，使目的基因转录。此通路为经典的Hh信号激活途径。

经典途径的Hh信号传导高度依赖初级纤毛，要求纤毛在结构和功能上保持良好的完整性[5]。非经典的Hh信号传导则是不依赖受体，Gli直接被活化来调控目的基因的表达[6]。之前普遍认为只有初级纤毛参与Hh信号通路的调控，近来有研究报道在缺乏初级纤毛的肺部，Shh通过运动纤毛介导的非经典途径调节细胞间的cAMP，进而调节运动纤毛的运动频率和气道表面液体pH值[7]。

2 Hh信号通路介导的生物学功能

Hh也被称为成形素，调控祖细胞分化为特定成熟细胞，参与组织形成并发挥调控功能。但是Hh信号通路调控紊乱，会引起发育异常和肿瘤生成。近年来，研究者在睾丸形成、神经系统发育、免疫调节、肿瘤形成方面进行了大量的研究。

2.1Hh信号通路参与T细胞的分化发育 胸腺是T细胞分化、发育、成熟的场所。T细胞在胸腺中需经历3个连续的发育阶段：CD4-CD8-双阴性(Double negative,DN)阶段、CD4+CD8+双阳性(Double posit-ive,DP)阶段、CD4+或CD8+单阳性(Single positive，SP)阶段。DN阶段根据CD44和CD25的表达情况依次分为CD44+CD25-(DN1)、CD44+CD25+(DN2)、CD44-CD25+(DN3)、CD44-CD25-(DN4)[8]。

Hh配体参与T细胞发育每一阶段的调节，而且相同配体在细胞不同发育阶段的作用不尽相同。DN1向DN2分化时，Ihh、Shh、Gli2、Gli3能促进分化，使处于DN2时期细胞的数量增多。Dhh、Shh、Ihh阻碍DN3、DN4向DP分化。Shh-/-基因敲除会使DN3、DN4无法完成T细胞抗原受体β链(T cell receptor β-chain，TCR-β)链重排，导致DN4无法进入阳性选择而发生凋亡。Gli3在此阶段能抑制Shh作用，促使DN向DP分化[9]。在Dhh-/-基因敲除小鼠中，虽然胸腺细胞总数会增多，但是细胞多停留在DN3阶段，延迟进入阳性选择[10]。DP高表达Ihh，能反馈调节DN3，控制细胞分化进程，维持稳态。DP在Shh缺失的情况下，向SP分化的比例会增高。

另外，Hh信号通路通过调控胸腺上皮细胞(Thymic epithelial cells,TECs)的分化，间接调控T细胞的分化发育[11]。

2.2Hh信号通路参与炎性反应

2.2.1Hh信号通路参与脂肪炎性反应 脂肪组织的慢性低度炎性反应被认为是引起肥胖的关键因素。脂肪组织的炎性反应主要表现为巨噬细胞的浸润，尤以M1型巨噬细胞为主。炎性反应会使细胞损伤释放损伤相关物质，例如高迁移率族蛋白1(High mobility group box-1 protein，MGB1)、S100蛋白、氧化型低密度脂蛋白 (Low density lipoprotein，LDL)等。其中由活化的巨噬细胞释放的S100A8作为巨噬细胞的趋化物，进一步促进巨噬细胞迁移[12]。巨噬细胞作为Hh的靶细胞，受Hh信号通路的调控。Hh信号通路能抑制脂肪组织炎性反应，加强糖代谢，减轻脂肪重量。在条件敲除骨髓细胞Smo基因而创建Lys-Smo-/-小鼠模型中，小鼠在高脂饮食条件下会出现脂肪组织重量增加、炎性反应加重和糖耐量受损等症状[13]。

2.2.2Hh信号通路参与胃肠道炎性反应 研究表明，胃肠道上皮细胞主要表达Shh、Ihh配体，相应的配体与基质细胞表面受体结合，激活Hh信号通路抑制胃肠道炎性反应。在幽门螺杆菌感染的胃部，壁细胞分泌的Shh参与免疫抑制[14]。在结肠中，Hh信号通路活化后诱导基质细胞分泌抗炎因子IL-10；促使调节性T细胞参与抗炎反应[15]；抑制成纤维细胞分泌趋化因子配体趋化因子12 (C-X-C motif chemokine 12，CXCL12)，降低对炎性细胞的趋化作用，从而抑制炎性反应。反之，抑制Hh信号通路，会引起肠道性炎症，破坏肠道结构，影响肠道功能[16]。

2.3Hh信号通路参与神经系统调节 Hh信号通路对于神经系统的调控，从胚胎发育开始就显得极其重要。在胚胎期，外胚层细胞增殖、内陷，最终离开外胚层表面形成中空的神经管。神经底板和脊索分泌的Shh，在神经管内形成不同的浓度梯度[17]。神经祖细胞(Neural progenitor cells，NPCs)在不同浓度梯度的Hh信号调控下，不同区域的NPCs分化为不同类型的细胞[18，19]。神经管是中枢神经系统的原基，闭合的神经管前段发育为脑，后段发育为脊髓。

Bay等[20]发现在胚胎期小脑发育过程中，浦肯野纤维细胞分泌的Shh通过Gli调控细胞周期，刺激小脑颗粒细胞前体细胞(Cerebellar granule neuron precursors，CGNPs)分裂增殖，形成小脑的内部颗粒层。药物如糖皮质激素或基因突变使Shh、Ptch、Smo减少，引起CGNPs增殖减慢，小脑发育不良，髓母细胞瘤形成。然而添加Shh激动剂(Sonic hedgehog agonist，SAG)后，浦肯野纤维细胞的数量恢复到正常水平，小脑发育状况有所改善[21]。由此猜想，Shh参与了神经的损伤修复。

Angeloni等[22]建立大鼠海绵体神经(Cavernous nerve，CN)损伤的模型，探究Shh 对CN的修复作用。正常情况下盆底神经节(Pelvic ganglia，PG)合成的Shh被转运到CN，用于维持CN的形态结构。当CN发生损伤断裂时，Shh转运障碍，CN中的Shh降低，引起CN形态改变以及脱髓鞘和轴突变性。在较高浓度的Shh治疗下，由于胶质纤维酸性蛋白(Glial fibrillary acidic protein，GFAP)降低，从而更有效地减低CN损伤。在发生脱髓鞘反应后，胼胝体内脑室来源的少突胶质细胞在Shh信号调控下重新形成髓鞘[23]。研究者对面部神经损伤进行研究时，发现面部神经细胞中Shh表达上调，Shh作用于成纤维细胞，使成纤维细胞参与损伤神经的修复[24]。

由此可见，Shh参与神经系统的发育，并作为神经保护剂参与神经修复，维持神经系统稳态。

2.4Hh信号通路在睾丸形成中的作用 睾丸中管周肌样细胞、内皮细胞、间质细胞(Leydig)、初级精母细胞、次级精母细胞、圆形精子中都有受体Ptch1的表达[25]。Dhh与Ptch1结合，参与生殖细胞、管周肌样细胞、Leydig细胞的分化以及睾丸索的形成[26]。

Hh信号通路两个重要组分——Gli1、Sufu，在大鼠生殖细胞不同发育阶段，呈现不同的表达水平。Sufu从第9阶段(Ⅸ期)精细胞开始表达，在第10～13阶段(Ⅹ～ⅩⅢ期)表达最强，在第15～18阶段(Ⅰ～Ⅵ期)不表达。Gli的表达则不同，Gli表达于胞质，在第9～14阶段(Ⅸ～ⅩⅣ期)不表达，第16～18阶段(Ⅱ～Ⅵ期)高表达。这种差异表达说明Sufu使Hh信号通路在Ⅸ～ⅩⅣ期呈现关闭状态，使Gli停留在胞质中，抑制Hh信号通路的活化，调控生殖细胞的发育。如果加入Hh信号通路抑制剂环杷明，还会引起生殖细胞凋亡增加。所以，Hh信号通路参与生殖细胞的增殖、分化、凋亡[27]。除此以外，有研究表明Hh信号通路通过调节干细胞微环境间接调节干细胞的增殖、分化甚至凋亡[28]。

Sertoli细胞是睾丸中唯一能合成Dhh的细胞，Dhh作用于间质细胞祖细胞，使其分化为Leydig 细胞。Leydig细胞是睾丸中合成睾酮的细胞，但在胚胎期只有睾丸间质细胞干细胞(Stem Leydig cells，SLCs)不具有睾酮合成的能力。在Dhh、Wnt、Notch等信号通路和促黄体素(Luteinizing hormone，LH)、卵泡刺激素(Follicle-stimulating hormone，FSH)的共同调控下，SLGs逐步分化为睾丸间质细胞祖细胞(Progenitor Leydig cells，PLCs)、未成熟的睾丸间质细胞(Immature Leydig cells，ILCs)和成熟的睾丸间质细胞(Adult Leydig cells，ALCs)[29]。

在Dhh-/-基因敲除小鼠中，Leydig细胞分化障碍，不能有效地参与睾丸索的形成。不完整的睾丸索，不能起到很好的屏障作用，使少部分生殖细胞穿越睾丸索，零星分布在间质中。在间质中的生殖细胞不能进行减数分裂，导致生精障碍[30,31]。然而Hh信号通路的持续激活，会使苗勒管退化受阻，出现睾丸和苗勒管同时存在的现象[32]。

2.5Hh信号通路参与肿瘤形成 肿瘤之所以具有无限增殖能力，归因于肿瘤干细胞的不断自我更新的能力。研究表明Hh参与了肿瘤干细胞增殖和分化的调控，而且Hh信号通路持续异常活化，与肿瘤的发生具有很高的相关性[33，34]。Hh信号通路通过配体非依赖型、配体依赖的自分泌型、配体依赖的旁分泌型3种方式异常活化。

针对Hh信号通路异常激活这一现象，应运而生了一系列针对各组分的阻断剂。5E1是针对Ptch的单克隆抗体；XL-139、LEQ506是Smo抑制剂；Gli的拮抗剂有GANT56、GANT61等[35]。Gli的拮抗剂GANT61被证实不仅可以抑制乳腺癌细胞增殖，而且能减少细胞活力，降低癌细胞侵袭性。在传统治疗方法达不到预期的情况下，有研究者将抑制剂与传统治疗方法相结合，以期达到更好的治疗效果。例如在进行放疗和顺铂化疗治疗宫颈癌的同时加入Smo抑制剂，发现不仅没有增加胃肠道毒理作用，而且使宫颈癌细胞增殖减慢，淋巴结转移减少[36]。

但是随着一些抑制剂在临床上的广泛使用，部分患者出现了耐药现象，尤其是针对Ptch和Smo受体的阻断药。而且随着研究的深入，发现耐药机制不仅涉及编码Hh组分基因突变，也可由基因突变以外的原因引起。在使用维莫德吉治疗基底细胞瘤(Basal cell carcinomas，BCCs)出现耐药现象的患者中，就有大约50%的耐药患者不存在受体基因突变。Whitson等[37]针对这一耐药现象进行深入研究，揭示了其耐药机制，即通过RhoA-mDia(mouse Diaphanous)-actin-SRF-巨核细胞白血病1(Mega-karyoblastic leukemia 1，MKL1)级联反应，激活非经典Hh信号通路。RhoA在成蛋白家族成员mDia的作用下活化，促使细胞骨架中球状肌动蛋白(Globular actin，G-actin)转换为纤维状肌动蛋白(Fibros actin，F-actin)。G-actin的减少使MKL1蛋白释放增多，进而转入细胞核内。F-actin积聚增多，使MKL1活化。活化的MKL1作为转录因子血清反应因子(Transcription factor serum response factor，SRF)的辅助因子，和SRF共同结合到Hh信号通路靶基因旁边位点，和Gli1形成一种蛋白复合物，增强Gli1的活性，促进目的基因的转录。新的耐药机制的发现，也诠释了一个新的药物靶点——MKL1。他们的实验也证明了在Hh信号通路抑制剂维莫德吉耐药情况下使用MKL1抑制剂，可以更有效地降低Gli1的表达，抑制肿瘤的增长。

在受体阻断剂耐药情况严重的背景下，Gli拮抗剂和新药物靶点的发现以及相关药物的开发被寄予很高的希望。

3 结语

Hh信号通路作为一条经典的调控生长发育的信号通路，调控功能强大，调控范围几乎涉及所有的组织、器官。目前研究成果主要集中在调节T细胞分化发育、免疫调节、睾丸形成、神经系统发育、肿瘤形成方面。随着广泛而深入的研究，其他的生理学功能相继被发现，例如Hh参与B细胞的分化成熟、软骨成骨、血管形成、肝脏修复等[38-41]。不仅如此，Hh信号通路还和其他信号通路共同调节生命活动。然而不容忽视的是，Hh信号通路的异常活化会引发发育异常和肿瘤。针对不同的肿瘤，Hh信号通路具体的调控机制还需要继续深入研究。只有全面而深入地了解Hh信号通路在生理和病理状态下的生物学功能及其调控机制，才能为进一步的研究提供新的思路，更好地实现其临床应用价值。