过氧化氢参与干旱条件下脱落酸诱导黄瓜不定根形成

李雪萍，金 鑫，廖伟彪，胡琳莉

(甘肃农业大学园艺学院，甘肃 兰州 730070)

不定根的发生对植物营养繁殖非常重要，可分为诱导、形成和表达三个连续并相互依赖的阶段，每个阶段均有各自的需要和特点[1]。不定根发生受诸多因素的影响，如植物激素、光照条件、营养物质和相关的应激反应等[2]。近年来，众多信号分子被发现参与诱导不定根的发生，如一氧化氮(NO)和过氧化氢(H2O2)[3]，钙(Ca2+)及钙调蛋白(CaM)[4]，一氧化碳 (CO)、硫化氢(H2S)和甲烷(CH4)[5]和氢气 (H2)[6]等。

脱落酸(ABA)和H2O2作为典型的信号分子，参与调节植物生长发育的诸多方面，如种子萌发和休眠、胚胎成熟和气孔运动等[7-8]。ABA和H2O2作为信号分子参与植物对各种逆境胁迫的响应，如干旱、盐及热应激等[9]。ABA通过降低棉花叶片蒸腾速率减少植株水分散失增加其种子数和棉绒质量[10]。干旱条件下H2O2处理增强小麦抗旱性[11]并增加豌豆相对含水量缓解植株病症[12]。廖伟彪等[13]研究发现，ABA和H2O2可以诱导3种萱草叶片气孔关闭从而降低水分散失增强植株的抗旱性。H2O2诱导黄瓜[8]、万寿菊[14]、菊花[15]、大豆和绿豆[16]不定根发生。ABA促进水稻主根[17]和各种豆类及非豆类侧根伸长[18]，但过量ABA抑制花生[19]和水稻[20]侧根的生长发育。ABA显著促进镉胁迫下绿豆不定根发生和伸长[21]。

干旱作为一个重要的环境因子调节植物生长发育。随着水匮乏愈加严重，植物对干旱胁迫适应的研究逐渐得到关注并作为植物育种的重要目标。研究表明ABA和H2O2均参与不定根的发生并响应各种逆境胁迫。已有研究表明H2O2参与调节拟南芥保卫细胞中的ABA信号[22]。但H2O2对ABA在逆境胁迫下诱导不定根发生的作用还不清楚，因此，本研究验证了干旱条件下H2O2对ABA诱导黄瓜外植体不定根形成的作用及相互关系，以期为H2O2参与ABA诱导植物生长发育的信号调控研究提供理论参考。

1 材料与方法

1.1 试验材料

选取整齐度一致的“新春四号”黄瓜种子，由甘肃省农业科学院提供。在蒸馏水中浸种6 h后转至光照培养箱培养5 d [25℃，16 h/ 8 h (昼/夜)，200 μmol·m-2·s-1]。培养5 d后的黄瓜幼苗，在下胚轴基部切掉初生根，即为试验用外植体。

1.2 外植体处理

黄瓜外植体培养在蒸馏水(CK)作为对照组和不同浓度的聚乙二醇(PEG，0.1，0.3，0.6和0.9%)处理液中，每个处理3次重复，每天在同一时间更换相应的处理液，处理5 d后，根据生根指标，选出中度干旱胁迫的PEG浓度用于后续试验。试验用化学药剂还包括：ABA (0.01，0.05，0.1，0.5和1.0 μmol·L-1)，H2O2(200，400，600，800 和1000 μmol·L-1)，100 μmol·L-1过氧化氢酶(CAT，Sigma，USA)和1 μmol·L-1二苯基碘 (DPI)[14]。除注明外，所用试剂均为国产AR级试剂。

1.3 测定指标与方法

1.3.1 生根指标测定 外植体培养5 d后，以每个外植体上形成的不定根的平均根长和根数为生根形态指标。每10株黄瓜外植体为一个试验处理，每个处理独立重复3次。

1.3.2 气孔开度百分比及密度测定 将黄瓜外植体培养在CK、0.3% PEG、0.3% PEG + 0.5 μmol·L-1ABA和0.3% PEG + 0.5 μmol·L-1ABA+100 μmol·L-1CAT处理液中。处理6 h后，从每个处理的3个重复中各取两片外植体的叶片，用胶带和解剖刀将叶片背面表皮取下，放在载玻片上，使之自然伸展并滴上碘液染色剂，盖上盖玻片，然后在400X光学显微镜下观察。每个处理随机选取5个不重复的视野，统计每个视野下的气孔数并随机测定5个气孔的长度(内横径)和宽度(内纵径)，同时测定每个视野的面积。

气孔开度百分比=(内横径/内纵径)×100%

气孔密度=视野中气孔的个数/视野面积

1.3.3 叶片蒸腾速率、相对含水量、细胞相对电导率和丙二醛含量测定 参照Aroca[23]等的方法稍作修改，测定叶片蒸腾速率、相对含水量、细胞相对电导率。丙二醛含量根据Han[24]等的方法进行测定。

1.3.4 渗透调节物质含量的测定 参照Storey和Jones[25]的方法稍作修改，测定脯氨酸、可溶性糖及可溶性蛋白含量。

1.3.5 酶活性测定 酶液制备：称取0.5 g鲜样剪碎置于研钵中(冰浴)，加2 ml磷酸缓冲液，继续研磨成匀浆加入离心管，加5 ml磷酸缓冲液浸洗研钵，将洗液加入离心管，5000 g离心20 min。吸取上清液用磷酸缓冲液定容至25 ml于低温下保存，以供后续试验需要。参照Wang 等[26]方法略作改动，测定过氧化物酶(POD)、多酚氧化酶(PPO)和吲哚乙酸氧化酶(IAAO)活性。

1.4 数据处理

所有试验数据使用SPSS 19.0软件进行处理。试验结果用3次重复的平均值±标准差(SE)表示。采用Duncan’s检验对各处理间的差异显著性进行分析(P<0.05)。用Excel软件绘制相关图形。

2 结果与分析

2.1 PEG模拟干旱胁迫对黄瓜不定根形成的影响

不同浓度(w/v；0.1，0.3，0.6和0.9%)PEG处理显著影响黄瓜外植体不定根根数和根长。随着PEG浓度的增大，根数和根长分别从6.6个/株和4.6 cm降低到0.67个/株和0.34 cm。0.1% PEG处理的外植体根数和根长与CK相比分别降低了25.8%和34.8%， 0.3% PEG处理的外植体与CK相比根数和根长分别降低了57.6%和67.4%，而0.6%和0.9% PEG处理的外植体根数与CK比较分别降低了79.2%和89.8%，根长分别降低了90.7%和92.6%(图1)。因此，在本试验中0.1% PEG为轻度干旱胁迫，0.3% PEG为中度干旱胁迫，0.6%和0.9% PEG为重度干旱胁迫。在后面的试验中选用0.3%作为模拟干旱胁迫的PEG浓度。

2.2 不同浓度ABA和H2O2对干旱条件下黄瓜不定根形成的影响

在干旱条件下ABA和H2O2对黄瓜不定根的形成都有影响，而且呈明显的浓度依赖效应(图2)。干旱胁迫下0.01，0.05，0.1，1.0 μmol·L-1ABA和200，400，600，1000 μmol·L-1H2O2处理外植体的根数和根长高于PEG单独处理，但是显著低于CK。而干旱胁迫下0.5 μmol·L-1ABA和800 μmol·L-1H2O2处理的外植体根数和根长显著高于ABA和H2O2其它浓度处理外植体的根数和根长(图2)。因此，干旱胁迫下促进黄瓜外植体不定根形成的最适宜ABA和H2O2浓度分别为0.5 μmol·L-1和800 μmol·L-1，即作为后续试验所用浓度。

2.3 CAT和DPI对干旱胁迫下ABA诱导黄瓜不定根形成的影响

从图3可以看出，PEG单独处理外植体不定根的根数和根长与CK相比分别降低了62.5%和15.7%；CAT或DPI分别与PEG共处理时，不定根根数和根长都显著低于PEG单独处理；ABA或H2O2分别与PEG共处理外植体时，不定根的根数和根长都显著高于PEG且分别高出109%和27.9%；而ABA和H2O2在干旱条件下共处理时，不定根根数和根长都高于ABA或H2O2单独处理，且ABA和H2O2共处理较ABA或H2O2单独处理的根数分别高出31.3%和19.3%；CAT或DPI与ABA共处理外植体与ABA单独处理的外植体相比，不定根根数分别降低了15.2%和30.9%，根长分别降低了24.1%和26%。以上结果可以看出干旱胁迫抑制外植体不定根的发生，外源ABA或H2O2可以显著促进干旱胁迫下不定根的发生，而CAT或DPI处理清除内源H2O2后，ABA促进不定根生长的效果被显著抑制，说明H2O2参与ABA诱导黄瓜不定根的发生。

注：不同字母表示不同处理间的差异显著(P<0.05)。下同。 Note: Different letters indicate significant difference in different treatments at P<0.05. The same as below.图1 不同浓度的PEG对黄瓜外植体不定根形成的影响Fig.1 Effect of different concentrations of PEG on adventitious root development in cucumber explants

图2 不同浓度的ABA 和H2O2对干旱胁迫下黄瓜不定根形成的影响Fig.2 Effects of different concentrations of ABA or H2O2 on adventitious root development in cucumber explants under drought stress

图3 CAT和DPI对干旱条件下ABA诱导不定根形成的影响Fig.3 Effects of CAT or DPI on adventitious root development induced by ABA under drought stress

2.4 CAT对干旱胁迫下ABA诱导黄瓜不定根发生中叶片气孔、蒸腾速率及相对含水量的影响

由图4A和图4B可以看出，PEG处理后黄瓜外植体叶片的气孔开度的百分比与气孔密度都显著高于CK，分别高出13%和7.2%；PEG和ABA共处理与PEG单独处理相比，气孔开度百分比和气孔密度分别降低了24.2%和15.4%；而当CAT与PEG和ABA共处理，将内源H2O2清除，气孔开度百分比和气孔密度增加，而且显著高于PEG和ABA共处理。CK、PEG、PEG+ABA和PEG+ABA+CAT四个处理之间的蒸腾速率在30 min之前没有显著性差异(图4C)；在60～90 min之间，PEG+ABA处理的蒸腾速率呈下降趋势而其它处理呈上升趋势，并且在90 min时PEG+ABA处理的蒸腾速率显著低于PEG单独处理和PEG+ABA+CAT处理；在90～120 min时，所有处理的蒸腾速率都上升，但是PEG+ABA处理的蒸腾速率还是显著低于PEG和PEG+ABA+CAT处理(图4C)；以上结果显示CAT处理清除内源H2O2可以显著抑制干旱胁迫下ABA对植株叶片蒸腾速率的降低效果。四个处理的相对含水量在0 d和1 d都没有显著差异(图4D)。在2 d和3 d时，与CK相比PEG处理的相对含水量显著降低，PEG+ABA处理的相对含水量显著高于PEG单独处理，PEG+ABA+CAT处理的相对含水量显著高于PEG+ABA处理。在处理2 d时，与CK相比PEG的相对含水量降低了26%；与PEG相比PEG+ABA处理的相对含水量增加了25%；与PEG+ABA处理相比PEG+ABA+CAT的相对含水量降低了9%。这些结果表明，ABA增加干旱条件下不定根发生过程中相对含水量，而PEG+ABA+CAT明显逆转了ABA的作用效果。上述结果说明内源H2O2可能参与ABA调节干旱条件下黄瓜外植体在不定根发生过程中叶片的气孔关闭和水分散失。

图4 ABA和CAT对干旱条件下黄瓜外植体在不定根发生过程中叶片气孔开度、密度、蒸腾速率和相对含水量的影响Fig.4 Effects of ABA and CAT on stomatal aperture and density, transpiration rate and relative water content of cucumber explants leaves under drought stress

2.5 CAT对干旱胁迫下ABA诱导黄瓜不定根发生中细胞膜稳定性的影响

四个处理的相对电导率在0～12 h呈上升趋势；但在0～8 h各处理的相对电导率无显著差异。在12 h时，PEG单独处理的相对电导率比CK升高14.3%，而ABA处理后相对电导率比PEG单独处理降低了14.2%， PEG+ABA+CAT处理的相对电导率比PEG+ABA处理增加7.8%；12 h之后，四个处理的相对电导率均呈下降趋势，且24 h时PEG+ABA处理的相对电导率显著低于PEG和PEG+ABA+CAT处理(图5A)。从图5B可以看出，不同处理黄瓜外植体的MDA含量均呈先缓慢上升后急剧下降的变化趋势。在0～8 h四个处理之间没有差异，在8～24 h之间PEG处理的MDA含量显著高于CK，在12～24 h之间PEG+ABA处理的MDA含量显著低于PEG处理，24～48 h之间四个处理的MDA含量均呈下降趋势。上述结果表明，PEG处理增加相对电导率与MDA含量，在干旱胁迫下ABA处理可以降低相对电导率与MDA含量，而CAT处理显著增加了相对电导率，说明ABA可以降低由于干旱胁迫造成的相对电导率和MDA含量的增加，而CAT可以逆转ABA的作用效果。

图5 ABA和CAT对干旱胁迫下黄瓜外植体相对电导率和丙二醛含量变化的影响Fig.5 Effects of ABA and CAT on relative conductivity and MDA content in cucumber explants under drought stress

2.6 CAT对干旱胁迫下ABA诱导黄瓜不定根发生中外植体渗透调节物质的影响

图6A显示，处理4 h前，四个处理均呈下降趋势，4～8 h之间只有PEG处理呈上升趋势，其它处理均呈下降趋势，8～12 h之间四个处理的可溶性糖含量均大幅上升。CK的可溶性糖含量在0 h时达到峰值，为0.32 mg·g-1，而其它3个处理的可溶性糖含量峰值在12 h时出现，并且显著高于CK。在12 h之后，四个处理均呈大幅下降趋势，48 h时呈稳定状态。从四个处理的可溶性糖含量变化趋势可以看出，PEG处理后，随着胁迫时间的延长，植株可溶性糖含量逐渐降低；而与PEG单独处理相比，PEG+ABA处理植株的可溶性糖含量增加了；CAT处理将内源H2O2清除，植株可溶性糖含量在一定时间内低于PEG+ABA处理，说明内源H2O2和ABA提高干旱胁迫下外植体可溶性糖含量。

除了PEG处理在8～12 h之间可溶性蛋白含量出现下降趋势，其它3个处理均呈先上升后下降的趋势。在24 h时4个处理的可溶性蛋白含量均出现峰值，PEG+ABA的峰值最大，是19.4 mg·g-1；PEG+ABA+CAT处理为18.9 mg·g-1；PEG处理含量最低为12.7 mg·g-1。在24 h之后，四个处理均呈现急剧下降趋势，但是PEG+ABA处理的可溶性蛋白含量仍然最大(图6B)。在整个试验过程中，PEG+ABA处理的可溶性蛋白含量始终高于其它3个处理，说明ABA和内源H2O2提高了干旱胁迫下黄瓜外植体可溶性蛋白的含量。

从图6C可以看出，四个处理的游离脯氨酸含量的变化趋势基本一致，都是呈先上升后下降的趋势。在0～8 h除了PEG+ABA处理脯氨酸含量下降，其它处理均呈上升趋势；8～12 h四个处理均呈大幅上升趋势，12～24h四个处理均呈下降趋势，且在整个试验中PEG+ABA处理的脯氨酸含量均高于CK和PEG单独处理。在12 h时，CK、PEG、PEG+ABA和PEG+ABA+CAT四个处理的脯氨酸达到峰值，分别是159.3、102.1、171.5和162.3 mg·g-1。从四个处理的峰值可以看出，PEG+ABA处理的脯氨酸含量最高，而CAT处理后脯氨酸含量下降，说明CAT将内源H2O2清除后影响了外植体脯氨酸含量，即内源H2O2参与ABA增加干旱胁迫下黄瓜外植体脯氨酸含量的过程。

2.7 CAT对干旱胁迫下ABA诱导黄瓜不定根发生中POD、PPO和IAAO酶活性的影响

在0～8 h，四个处理的POD活性显著增加(图7A)。在8～12 h，PEG处理的POD活性显著降低，而其它处理的均保持相对平稳，且PEG+ABA处理的POD活性显著高于PEG和PEG+ABA+CAT处理。在12 h时，PEG+ABA处理比PEG单独处理的POD活性增加了49.1%；PEG+ABA+CAT处理的POD活性比PEG+ABA处理降低了12.3%(图7A)。图7B显示，PEG+ABA和PEG+ABA+CAT处理的PPO活性曲线是双峰曲线，两个峰值分别出现在4h和24 h。在4～8 h和24～48 h，PEG+ABA处理的PPO活性显著高于PEG单独处理。在4 h时，PEG+ABA处理的PPO活性比PEG单独处理高出24.47%。在48 h时，与PEG+ABA处理相比PEG+ABA+CAT处理的PPO活性降低了31.01%。四个处理的IAAO活性在整个试验过程中，呈先上升后下降的趋势(图7C)。在4～12 h，PEG+ABA和PEG+ABA+CAT处理的IAAO活性显著高于PEG单独处理。在12 h时，PEG、PEG+ABA和PEG+ABA+CAT处理的IAAO活性达到峰值，且PEG+ABA处理的IAAO活性较PEG单独处理高16.86%，而PEG+ABA+CAT处理的IAAO活性较PEG+ABA处理低5.38%(图7C)。

图6 ABA和CAT对干旱胁迫下黄瓜外植体渗透调节物质变化的影响Fig.6 Effects of ABA and CAT on osmotic regulation substances in cucumber explants under drought stress

图7 ABA和CAT对干旱胁迫下黄瓜外植体POD、PPO和IAAO酶活性变化的影响Fig.7 Effects of ABA and CAT on POD、PPO and IAAO activity in cucumber explants under drought stress

3 讨 论

ABA预处理促进镉胁迫下绿豆不定根形成和伸长[21]。本研究中，适宜浓度的ABA处理可以显著增加干旱胁迫下不定根根数和根长(图2A和2B)，说明ABA可以促进干旱条件下不定根的发生。因此，ABA可能参与逆境胁迫下植物的生长发育。与ABA一样，外源H2O2可以缓解干旱胁迫对不定根的抑制效果(图2C和2D)。我们实验室之前的研究结果表明干旱胁迫下H2O2可促进万寿菊不定根发生[3]。因此，ABA和 H2O2均能促进干旱条件下不定根发生。本研究中，CAT和DPI均能逆转干旱胁迫下ABA对不定根发生的促进效果(图3)，说明内源H2O2的减少会减弱干旱胁迫下ABA对不定根发生的促进效果。ABA诱导 H2O2产生导致拟南芥气孔关闭[22]，表明H2O2对ABA信号转导有中间调节作用。本研究表明，干旱胁迫下H2O2参与ABA促进不定根发生，且提出ABA降低干旱胁迫对不定根发生抑制作用的信号转导途径需要H2O2参与。

干旱胁迫诱导气孔关闭降低蒸腾速率，蒸腾速率降低有利于保持较高的水分含量与植物抗旱性有关。本研究中，干旱胁迫下ABA显著降低黄瓜叶片气孔开度百分比、密度和蒸腾速率同时提高相对含水量(图4)，显著增加了干旱胁迫下不定根根数和根长(图2A和2B)。ABA降低干旱胁迫下棉花叶片蒸腾速率[10]、诱导叶表皮的气孔关闭[11]降低水分散失增强植物的抗旱性，说明ABA增强植物的抗旱性通过调节其水分含量。本研究中，CAT逆转了ABA对气孔开度、密度、蒸腾速率和相对含水量的效果(图4)，表明H2O2参与干旱胁迫下黄瓜不定根发生过程中ABA对水分平衡的调节。

环境胁迫会对植物细胞质膜造成一定的伤害，生成具有强氧化性的脂质过氧化物和各种小分子的降解物，其中变化最显著的是MDA，因此MDA的浓度是检测植物膜伤害的一个重要指标[27]。本研究中，干旱胁迫下黄瓜外植体不定根发生过程中的相对电导率和MDA含量均升高(图5)，说明干旱胁迫破坏了外植体叶片的膜稳定性。干旱条件下ABA处理的相对电导率和MDA含量均显著降低，而CAT处理清除内源H2O2后逆转了ABA的作用效果 (图5)，说明内源H2O2参与干旱条件下不定根发生过程中ABA对外植体细胞内环境稳定性的维持，进而缓解了干旱胁迫对细胞膜造成的伤害。

干旱胁迫下H2O2通过增加可溶性糖和可溶性蛋白促进万寿菊不定根发生[3]。本研究中，ABA处理的脯氨酸、可溶性糖和可溶性蛋白含量显著高于PEG单独处理(图6)，说明干旱胁迫下ABA促进渗透调节物质的积累。而CAT处理逆转了ABA的作用效果(图6)，说明在干旱胁迫下内源H2O2有利于ABA促进植株体内渗透调节物质的积累。因此，干旱胁迫下ABA和H2O2促进不定根发生可能与渗透调节物质脯氨酸、可溶性糖和可溶性蛋白含量的增加有关。POD、PPO和IAAO是分析生根相关的组织形态变化阶段有用的生根相关酶。本研究中ABA通过增加POD、PPO和IAAO活性(图7)促进干旱条件下不定根发生(图2A和2B)，而这些酶活性被CAT抑制(图7)。H2O2显著增加菊花插条不定根形成中POD、PPO和IAAO活性[15]。H2O2显著增加低温胁迫下马铃薯的POD和PPO活性以缓解受到的损伤[28]。上述结果表明，在逆境条件下ABA增加不定根发生中POD、PPO和IAAO活性。综上所述，在干旱胁迫下不定根发生过程中内源H2O2可能参与ABA增加脯氨酸、可溶性糖和可溶性蛋白含量及POD、PPO和IAAO活性的增加。

概而言之，本研究提出了内源H2O2参与干旱条件下ABA促进不定根发生的新观点。且内源H2O2参与ABA缓解干旱胁迫对气孔开度和密度、蒸腾速率、相对电导率、MDA、脯氨酸、可溶性糖和可溶性蛋白含量的负作用。因此，干旱条件下不定根形成过程中ABA可能通过H2O2的作用提高自己的信号水平，而关于不定根形成过程中H2O2参与ABA的信号转导网络仍然知之甚少。因此，本研究对了解H2O2在逆境胁迫下ABA的信号途径中的作用有重要意义，但仍需更多的进一步研究去揭示H2O2参与ABA调节植物生长发育的信号调控机理。

参考文献：

[1] de Klerk G J, van der Krieken W, de Jong J C. The formation of adventitious roots: new concepts, new possibilities[J]. In Vitro Cell Dev-Plant, 1999, 35:189-199.

[2] Pacurar D I, Perrone I, Bellini C. Auxin is a central player in the hormone cross-talks that control adventitious rooting[J]. Physiol Plantarum, 2014, 151:83-96.

[3] Liao W B, Huang G B, Yu J H, et al. Nitric oxide and hydrogen peroxide alleviate drought stress in marigold explants and promote its adventitious root development[J]. Plant Physiol Bioch, 2012, 58: 6-15.

[4] Liao W B, Zhang M L, Huang G B, et al. Ca2+and CaM are involved in NO-and H2O2-induced adventitious root development in marigold[J]. J Plant Growth Regul, 2012, 31: 253-264.

[5] Cui W T, Qi F, Zhang Y H, et al. Methane-rich water induces cucumber adventitious rooting through heme oxygenase1/carbon monoxide and Ca2+pathways[J]. Plant Cell Rep, 2015, 34: 435-445.

[6] Zhu Y C, Liao W B, Wang M, et al.Nitric oxide is required for hydrogen gas-induced adventitious root formation in cucumber[J]. J Plant Physiol, 2016, 195: 50-58.

[7] Tuteja N. Abscisic acid and abiotic stress signaling[J]. Plant Signal Behav, 2007, 2:135-138.

[8] Neill S J, Desikan R, Clarke A, et al. Hydrogen peroxide and nitric oxide assignaling in plants[J]. J Exp Bot, 2002, 53:1237-1242.

[9] Zhu J K, Hasegawa P M, Bressan R A. Molecular aspects of osmotic stress in plants[J]. Crit Rev Plant Sci, 1997, 16:253-277.

[10] Pandey D M, Goswami C L, Kumar B. Physiological effects of plant hormones in cotton under drought[J]. Biol Plantarum, 2003, 47:535-540.

[11] Luna C M, Pastori G M, Driscoll S, et al. Drought controls on H2O2accumulation, catalase (CAT) activity and CAT gene expression in wheat[J]. J Exp Bot, 2004, 56:417-423.

[12] Ishibashi Y, Yamaguchi H, Yuasa T, et al. Hydrogen peroxide spraying alleviates drought stress in soybean plants[J].J Plant Physiol, 2011, 168:1562-1567.

[13] 廖伟彪, 张美玲. 外源过氧化氢和脱落酸对3种萱草抗旱性的影响[J]. 干旱地区农业研究, 2013, 31(3):173-177.

[14] Liao W B, Xiao H L, Zhang M L. Role and relationship of nitric oxide and hydrogen peroxide in adventitious root development of marigold[J]. Acta Physiol Plant, 2009, 31: 1279-1289.

[15] Liao W B, Xiao H L, Zhang M L. Effect of nitric oxide and hydrogen peroxide on adventitious root development from cuttings of ground-cover chrysanthemum and associated biochemical changes[J]. J Plant Growth Regul, 2010, 29:338-348.

[16] Bai X, Todd C D, Desikan R, et al. N-3-oxo-decanoyl-L-homoserine-Lactone activates auxin-induced adventitious root formation via hydrogen peroxide- and nitric oxide-dependent cyclic GMP signaling in mung bean[J]. J Plant Physiol, 2012, 158:725-736.

[17] Chen C W, Yang Y W, Lur H S, et al. A novel function of abscisic acid in the regulation of rice (OryzasativaL.) root growth and development[J]. Plant Cell Physiol, 2006, 47:1-13.

[18] Bensmihen S. Hormonal control of lateral root and nodule development in legume[J]. Plants, 2015, 4:523-547.

[19] Guo D L, Liang J H, Li L. Abscisic acid (ABA) inhibition of lateral root formation involves endogenous ABA biosynthesis inArachishypogaeaL.[J]. J Plant Growth Regul, 2009, 58:173-179.

[20] Belimov A A., Dodd I C, Safronova V I,et al. Abscisic acid metabolizing rhizobacteria decrease ABA concentrations in planta and alter plant growth[J]. Plant Physiol Bioch, 2014, 74:84-91.

[21] Li S W, Leng Y, Feng L, et al. Involvement of abscisic acid in regulating antioxidative defense systems and IAA-oxidase activity and improving adventitious rooting in mung bean(Vignaradiate(L.) Wilczek) seedlings under cadmium stress[J]. Environ Sci Pollut R, 2013, 21 (1): 525-537.

[22] Pei Z M, Murata Y, Benning G, et al. Calcium channels activated by hydrogen peroxide mediate abscisic acid signaling in guard cells[J].Nature, 2000, 406:731-734.

[23] Aroca R, Vernieri P, Irigoyen J J, et al. Involvement of abscisic acid in leaf and root of maize (ZeamaysL.) in avoiding chilling-induced water stress[J]. Plant Sci, 2003, 165: 671-679.

[24] Han Y, Zhang J, Chen X Y, et al. Carbon monoxide alleviates cadmium-induced oxidative damage by modulating glutathione metabolism in the roots of Medicago sativa[J]. New Phytol, 2008, 177 (1): 155-166.

[25] Storey R, Jones R G W. Betaine and choline levels in plants and their relationship to NaCl stress[J]. Plant Sci Letters, 1975, 4 (3): 161-168.

[26] Wang S Y, Jiao H J, Faust M. Changes in the activities of catalase, peroxidase, and polyphenol oxidase in apple buds during bud break induced by thidiazuron[J]. J Plant Growth Regul, 1991, 10:33-39.

[27] 李州, 彭燕, 苏星源. 不同叶型白三叶抗氧化保护及渗透调节生理对干旱胁迫的响应[J]. 草业学报, 2013, 22 (2): 257-263.

[28] Orabi S A, Dawood M G, Salman S R. Comparative study between the physiological role of hydrogen peroxide and salicylic acid in alleviating the harmful effect of low temperature on tomato plants grown under sand-ponic culture[J]. Sci Agric, 2015, 9:49-59.