损伤相关模式分子在感染性疾病中的研究进展

(重庆医科大学附属第二医院检验科，重庆 400010)

1994年法国免疫学家POLLY[1]等提出了危险理论，认为免疫系统并不是识别“自身”与“非己”排除抗原性异物，而是识别危险信号并对其进行防御。危险信号是在感染或组织损伤过程中快速释放至细胞外环境的内源性分子，又称警示信号，属于损伤相关模式分子(DAMPs)蛋白。DAMPs是指机体自身细胞死亡所释放的内源性分子，即内源性危险信号，来源于受损或坏死组织激活的免疫细胞，可激活固有免疫细胞，引起固有免疫应答，同时可直接或间接启动适应性免疫应答[2]。DAMPs可存在于细胞核、细胞质或细胞外基质中，在细胞核内有高迁移率族蛋白B1 (HMGB1)等，在细胞质内有尿酸及S100蛋白等，细胞外基质中有透明质酸等；按结构类型又可为蛋白类以及非蛋白类，蛋白类有热休克蛋白(HSPs)、S100蛋白、HMGB1及补体C3a、C4a、C5a等，非蛋白类如腺苷三磷酸、尿酸、硫酸肝素、RNA和DNA等[3]。

DAMPs，如HMGB1、组蛋白、S100蛋白及热休克蛋白在胞内和胞外具有不同的作用。在没有损伤或感染的情况下，在胞内DAMPs起到调控DNA转录、维持钙平衡、细胞增殖及分化功能；在胞外DAMPs与自身免疫状态和炎症紊乱的严重程度有关，如脓毒血症、颅脑损伤、急性肺损伤、炎症性肠病等。DAMPs可以与模式识别受体(PRRs)结合，参与宿主防御和组织修复，诱导信号转导和激活下游信号通路；通过招募树突细胞(DC)和抗原提呈细胞(APC)，激活固有免疫和适应性免疫反应，触发炎症或组织再生。近几年，DAMPs在病原体感染中的作用备受关注，发挥着双刃剑的作用，一方面可清除病原体及被感染、被破坏的细胞，利于机体的修复，但同时也可加剧炎症致组织损伤，增加病原体易感性，进一步加剧感染程度。本文主要针对常见的几种DAMPs如HMGB1、热休克蛋白以及ATP、S100蛋白在感染过程中的作用进行综述。

1 HMGB1

HMG即高迁移率族蛋白于1973年首次被发现，因其相对分子质量小，在聚丙烯酰胺凝胶电泳中有很高的迁移性而得名。根据相对分子质量大小、序列相似性以及DNA结构特异性，HMG又可进一步地分为HMGA、HMGB和HMGN 3个家族，其中HMGB家族又包含了3个成员，即HMGB1、HMGB2以及HMGB3。HMGB1相对分子质量约30×105，由219个氨基酸组成，广泛存在于哺乳动物的淋巴组织、脑、肺、心、肾、脾、胰腺和胸腺等组织中。HMGB1在细胞内和细胞外环境中所起的作用不同，在胞内参与DNA复制、转录和修饰，是细胞核中具有高度保守性的与DNA结合的非组织蛋白成分之一，被称之为“分子伴侣”[4]。胞外存在的HMGB1作为危险信号，在激活固有免疫、适应性免疫反应和启动炎症反应中担任重要角色[5]。目前认为HMGB1向胞外分泌主要有两种方式：巨噬细胞、成熟的树突状细胞和自然杀伤细胞主动分泌；坏死、损伤及凋亡细胞被动释放。

晚期糖基化受体(RAGE)和Toll样受体(TLRs)是目前已确定的HMGB1的重要受体[6-7]。RAGE能与多种配体结合，但与HMGB1的亲和力远远高于其他配体。HMGB1与RAGE结合可激活丝裂原活化蛋白激酶(MAPK)和核转录因子-κB(NF-κB)通路，并诱导多种致炎因子[6]。TLRs是识别外来微生物危险信号的受体，在机体对抗外来微生物的免疫反应中具有极其重要的意义，其中TLR2和TLR4在HMGB1诱导的巨噬细胞和中性粒细胞NF-κB活化中发挥主要的作用，而RAGE受体仅起次要的作用[8]。

有研究认为，乙型肝炎中感染及受损死亡的肝细胞或者其他细胞释放的HMGB1，可活化基质金属蛋白酶，降解细胞外基质，增强黏附分子表达，招募免疫炎症细胞迁徙进入肝组织，加剧乙肝病理性损伤[9-10]。在免疫缺陷疾病中，THIERRY等[11]通过细胞实验研究证实，重组 HMGB1可能通过外周血单个核细胞表面的 RAGE受体，经 P38信号传导至NF-κB，最终促进HIV复制。卢干珍等[12]在H5N1流感病人中发现，H5N1病毒能诱导机体产生炎症细胞以及一系列趋化因子和炎症因子，进而诱导单核巨噬细胞的产生，而后者又会释放趋化因子和炎症因子。在这一过程中，HMGB1作为胞外炎症信号也起到很重要的作用，他们由此推测，早期和晚期炎症因子相互作用很可能是严重禽流感病人炎症反应的关键机制。最近，HMGB1已经被确认是致命性全身性炎症(如内毒素血症和脓毒症)和局部炎症(如关节炎、急性肺损伤等)中的细胞因子递质[12]。HMGB1在西尼罗河病毒、鲑鱼贫血病毒、SARS病毒等感染性疾病中通过活化单核巨噬细胞释放炎症因子、黏附分子等，使炎症级联反应扩大化，对感染病毒的靶细胞进行免疫杀伤[13]。

2 HSPs

HSPs相对分子质量为76 000与26 000，并被命名为“热休克蛋白”。HSPs是细胞在应激刺激如高温、放射线、低糖等条件下表达增加的一组蛋白，同族的HSPs具有高度保守性，广泛存在于人、动物、微生物及植物细胞中。根据同源程度和相对分子质量的大小可将其分为小HSP、HSP40、HSP60、HSP70、HSP90、HSP110等家族。迄今已经发现的HSPs有30余种。HSPs参与炎症免疫反应主要通过两条途径，其一是作为TLRs的配体，其二是作为抗原参与免疫反应。

在真核细胞应激反应中，HSP70参与机体免疫、抗感染、抗氧化、抗凋亡，与抑癌基因和癌基因相互作用，对细胞起保护作用。近年来有研究证实，HSP70与病毒的感染具有一定的联系。LAHAYE等[14]的研究表明，狂犬病病毒感染可致HSP70表达增加，进而发挥促进该病毒复制与加剧感染的作用。在呼吸综合征病毒感染的研究中，宿主来源的HSP70同样参与到该病毒的复制感染中，发挥促进效应[15]。在慢性阻塞性肺病病人肺部感染中，由细菌感染引起的HSP70可以通过激活单核巨噬细胞释放大量的炎症因子进而加剧疾病的进展[16]。RILEY等[17]的研究表明，在因多种肝脏疾病形成的玻璃(Mallory)小体中都有HSP70和HSP90表达，推测HSPs可能与Mallory小体的形成有关。有研究显示，HSP90则可通过诱导肝星形细胞和削弱其活化而发挥抑制肝纤维化的作用[18]。在多种感染中，HSP60和HSP70通常是宿主体液免疫和细胞免疫的靶目标，如在细菌感染(麻风、结核)以及真菌感染中，HSPs是感染中重要的免疫原性抗原[19-20]。在日本血吸虫病肝纤维化患者和日本血吸虫病动物模型肝组织中HSP47表达均上调[21]。王华鹏[22]等的研究表明，HSP70抑制肠道病毒复制并参与机体免疫应答；在肠道病毒介导的细胞凋亡中发挥抗凋亡作用；通过TLRs信号转导途径激活免疫调节；某些药物可通过诱导HSP70的表达而发挥抗病毒作用。老年癫痫病人容易受到病原菌感染，且感染后病人血清中HSPs蛋白水平存在明显异常[23]。因此，对HSPs在感染应激中的免疫损伤和保护机制的进一步探讨，可能对一些感染性疾病的防治及有关的新药开发等产生深远影响。

3 ATP

腺苷三磷酸(ATP)在机体内不但是能源物质，还是机体内一种重要的内源性DAMP。在炎症反应中可作为免疫系统的胞外信号，在机体免疫反应中发挥重要作用。嘌呤受体P2X(P2X7R)是以ATP为配体的离子门控通道，而ATP是P2X7R的唯一天然激活剂。因P2X7R表达于多种免疫细胞表面，ATP-P2X7R信号转导途径在多种疾病的病理生理过程中发挥着重要作用，成为机体对抗病原体的重要组成部分[24]。近年来，嘌呤信号转导途径ATP-P2X7R因其介导多种疾病的病理生理过程，成为治疗很多疾病的潜在治疗靶点。在寄生虫感染中，KEATING等[25]的研究表明，在旋毛虫感染小鼠的肠型期，感染和损伤的肠道细胞释放的ATP可使空肠组织固有层P2X7R表达上调，P2X7R通过促进炎性递质IL-1β分泌，在抗小鼠旋毛虫感染中发挥重要作用。另有研究发现，旋毛虫感染诱导P2X7R表达上调，没有促进肠上皮细胞分泌促炎因子IL-1β，但可诱导小鼠上皮细胞趋化因子CCL5表达上调，导致大量CD11c+CD、CD103+DC在肠上皮浸润，提示P2X7R在DC募集中发挥了重要作用[26]。此外，一些胞内寄生虫如亚马孙利什曼原虫和弓形虫同样可调控巨噬细胞ATP-P2X7R信号通路的活化，并在宿主清除胞内病原体中发挥着重要作用[27-28]。

ATP作为DAMPs除参与寄生虫感染外，其在细菌感染中的作用也备受关注。已有研究发现，ATP可通过激活巨噬细胞内NLRP3炎症小体诱导IL-1β和IL-18等炎症因子表达释放，发挥抑制大肠杆菌和金黄色葡萄球菌感染的效应[29]。在一项利用败血症动物模型的研究证实，细胞外释放的ATP可以与巨噬细胞P2X7R结合激活下游信号级联促进该细胞杀菌效应，这一研究表明ATP在感染中是宿主免疫的一个保护性因子[30]。在泌尿道感染中，由于ATP含量与致病菌浓度有一定的相关性，因此ATP可作为泌尿道感染的标志物[31]。

4 S100s

S100蛋白家族成员(S100s)是具有EF-手型构型且能够与钙结合的家族[32]。到目前为止已发现至少25个成员，其中有22个成员的编码基因位于人类21号染色体1q21区(又称S100基因簇)[33]。该家族成员主要包含S100A1～A15、S100B及S100P等。其中，S100A8、S100A9及S100A12是目前发现的经典的具有DAMP特性的3个成员，它们主要由单核巨噬细胞、粒细胞等分泌，可与微环境中炎症免疫细胞膜上经典PRRs中TLR4或RAGE结合，激活下游MAPK信号、PI3K/AKT信号以及NF-κB信号，调节炎症免疫反应。

大量研究显示，S100s在感染性疾病中发挥重要作用。在禽流感病毒感染引起的肺炎中，肺中S100A9水平显著增加，可以激活肺泡内皮细胞或巨噬细胞表面的TLR4信号级联，加剧疾病的进展[34]。在柯萨奇病毒感染引起的病毒性心肌炎中，S100A8与S100A9水平也显著增加，同样加剧疾病进展[35]。而在HIV感染中，S100A9可通过促进NK细胞活性抑制该病毒的复制[36]。除在病毒感染性疾病中，S100s在细菌感染中同样具有作用。在葡萄球菌感染性肺炎中，通过动物模型发现，S100A9具有抑制细菌及减轻肺组织病理性损伤的作用[37]。在一项新生儿败血症模型研究中，发现S100A8及S100A9激活MyD88依赖的炎症信号级联可刺激机体免疫发挥保护性作用[38]。这些研究也提示S100作为DAMPs对机体发挥双刃剑的作用，某些病原体感染过程中可清除病原体以及被感染和破坏的细胞，利于机体的修复，但同时也可加剧炎症增加病原体易感性，加剧感染程度。

5 展望

DAMPs是人类适应各类应激的重要分子，也是免疫应答的重要调节蛋白，对免疫应答，免疫耐受等有重要的影响，在病原体感染如病毒、细菌、真菌及寄生虫感染等病理生理过程中都有着重要的地位。因此，无论是从预防还是治疗的角度，DAMPs都有着良好的研究价值与应用前景。其中，DAMPs分子的表达水平将成为疾病严重程度评定及预后判断的依据；而且，随着DAMPs分子相关基础研究不断深入，将为许多重要疾病如感染性疾病的发病机制、防治研究和相关疫苗开发等提供新的重要线索。

[参考文献]

[1] POLLY P, NICHOLSON R C. High levels of c-myc gene expression precede point mutational activation of Ki-ras in mouse lung cancer[J]. Cancer Lett, 1994,76(2-3):87-92.

[2] PANDOLFI F, ALTAMURA S, FROSALI S, et al. Key role of DAMP in inflammation, cancer, and tissue repair[J]. Clin Ther, 2016,38(5):1017-1028.

[3] VENEREAU E, CERIOTTI C, BIANCHI M E. DAMPs from cell death to new life[J]. Front Immunol, 2015,6:422.

[4] REEVES R. High mobility group (HMG) proteins: Modulators of chromatin structure and DNA repair in mammalian cells[J]. DNA Repair, 2015,36:122-136.

[5] KANG R, CHEN R, ZHANG Q, et al. HMGB1 in health and disease[J]. Mol Aspects Med, 2014,40:1-116.

[6] ZHU L, ZHANG Z, ZHANG L, et al. HMGB1-RAGE signaling pathway in severe preeclampsia[J]. Placenta, 2015,36(10):1148-1152.

[7] KANG N, HAI Y, YANG J, et al. Hyperbaric oxygen intervention reduces secondary spinal cord injury in rats via regulation of HMGB1/TLR4/NF-κB signaling pathway[J]. Int J Clin Exp Pathol, 2015,8(2):1141-1153.

[8] PARK J S, SVETKAUSKAITE D, HE Q, et al. Involvement of tollIike receptors 2 and 4 in cellular activation by high mobility group box 1 protein[J]. J Biol Chem, 2004,279(9):7370-7377.

[9] IANNACONE M, SITIA G, RUGGERI Z M, et al. HBV pathogenesis in animal models: Recent advances on the role of platelets[J]. J Hepatol, 2007,46(4):719-726.

[10] YANG Q, SHI Y, YANG Y, et al. The sterile inflammation in the exacerbation of HBV-associated liver injury[J]. Mediators Inflamm, 2015,2015(44):508681.

[11] THIERRY S, GOZLAN J, JAULMES A, et al. High-mobility group box 1 protein induces HIV-1 expression from persis-tently infected cells[J]. AIDS, 2007, 21 (3):283-292.

[12] 卢干珍,王姣焦,孙航. HMGBl在病毒性疾病中的研究进展[J]. 生理科学进展, 2014,45(4)：311-331.

[13] WANG H, YANG H, TRACEY K J, et al. Extracellular role of HMGB1 in inflammation and sepsis[J]. Intern Med, 2004,255(3):320-331.

[14] LAHAYE X, VIDY A, FOUQUET B, et al. Hsp70 protein positively regulates rabies virus infection[J]. J Viro, 2012,86(9):4743-4751.

[15] GAO J, XIAO S, LIU X, et al. Inhibition of HSP70 reduces porcine reproductive and respiratory syndrome virus replication in vitro[J]. BMC Microbiol, 2014,14(1):1-11.

[16] HULINA A, GRDIC R M, JAKSIC D D, et al. Extracellular Hsp70 induces inflammation and modulates LPS/LTA-stimulated inflammatory response in THP-1 cells[J]. Cell Stress Chaperones, 2017:1-12.[Epub ahead of print]

[17] RILEY N E, LI J, MCPHAUL L W, et al. Heat shock proteins are present in Mallory bodies(cytokeratin aggresomes)in human liver biopsy specimens[J]. Exp Mol Pathol, 2003,74(2):168-172.

[18] MYUNG S J, YOON J H, KIM B H, et al. Heat shock protein 90 inhibitor induces apoptosis and attenuates activation of hepatic stellate cells[J]. J Pharmacol Exp Ther, 2009,330(1):276-282.

[19] JANSON A A. A systermatic molecular analysis of the T cell-stimulating antigens from Mycobacterium leprae with T cell clones of leprosy patients. Identification of a novel M. Leprae HSP70 fragment by M. Leprae-specific T cells[J]. J Immunol, 1991,147(10):3530-3537.

[20] MATTHEWS R C. Stress proteins in fungal diseases[J]. Med Mycol, 1998,36(Suppl 1):45-51.

[21] 邓菊红,陶然,焦云桃,等. 热休克蛋白47在日本血吸虫病肝纤维化病程的动态变化[J]. 传染病信息, 2017,30(3)：156-160.

[22] 王华鹏,赵文然. 热休克蛋白70与肠道病毒感染[J]. 国际免疫学杂志, 2016,39(2)：184-188.

[23] 廉艳梅,王咏梅,黄晓敏. 老年癫痫患者感染病原菌分布及对热休克蛋白水平的影响[J]. 中国老年学杂志, 2016,36(15)：3707-3708.

[24] 姜王芳,姜纯,关飞,等. ATP-P2X7R信号通路及其在寄生虫感染中的作用[J]. 中国血吸虫病防治杂志, 2017,29(4)：526-529.

[25] KEATING C, PELEGRIN P, MARTINEZ C M, et al. P2X7 receptor-dependent intestinal afferent hypersensitivity in a mouse model of postinfectious irritable bowel syndrome[J]. J Immunol, 2011,187(3):1467-1474.

[26] HUANG S W, WALKER C, PENNOCK J, et al. P2X7 receptor-dependent tuning of gut epithelial responses to infection[J]. Immunol Cell Biol, 2016,95(2):178-188.

[27] FIGLIUOLO V R, CHAVES S P, SANTORO G F, et al. Periodate-oxidized ATP modulates macrophage functions during infection with Leishmania amazonensis[J]. Cytometry A, 2014,85(7):588-600.

[28] CORREA G, DA SILVA C M, DE ABREU MOREIRA-SOUZA A C, et al. Activation of the P2X7 receptor triggers the elimination of Toxoplasmagondii tachyzoites from infected macrophages[J]. Microbes Infect, 2010,12(6):497-504.

[29] XIANG Y, WANG X, YAN C, et al. Adenosine-5′-Triphosphate (ATP) protects mice against bacterial infection by activation of the NLRP3 inflammasome[J]. PLoS One, 2013,8(5):e63759.

[30] CSOKA B, NEMETH Z H, TORO G, et al. Extracellular ATP protects against sepsis through macrophage P2X7 purinergic receptors by enhancing intracellular bacterial killing [J]. FASEB J, 2015,29(9):3626-3637.

[31] GILL K, HORSLEY H, KUPELIAN A S, et al. Urinary ATP as an indicator of infection and inflammation of the urinary tract in patients with lower urinary tract symptoms[J]. BMC Urol, 2015,15(1):1-9.

[32] Donato R. S100: A multigenic family of calcium-modulated proteins of the EF-hand type with intracellular and extracellular functional roles[J]. Int J Biochem Cell Biol, 2001,33(7):637-668.

[33] HEIZMANN C W, FRITZ G, SCHAFER B W. S100 proteins: Structure, functions and pathology[J]. Front Biosci, 2002,7(5):1356-1368.

[34] TSAI S Y, SEGOVIA J A, CHANG T H, et al. DAMP molecule S100A9 acts as a molecular pattern to enhance inflammation during influenza A virus infection: Role of DDX21-TRIF-TLR4-MyD88 pathway[J]. PLoS Pathog, 2014,10(1):e1003848.

[35] IRENE M, THOMAS V, KATHLEEN P, et al. Pathogenic role of the damage-associated molecular patterns S100A8 and S100A9 in coxsackievirus B3-Induced myocarditis[J]. Circ Heart Fail, 2017,10(11):e004125.

[36] MORENO-NIEVES U Y, DIDIER C, LEVY Y, et al. S100A9 tetramers, which are ligands of CD85j, increase the ability of MVAHIV-primed NK cells to control HIV infection[J]. Front Immunol, 2015,6:478.

[37] ACHOUITI A, VOGL T, VAN DER MEER A J, et al. Myeloid-related protein-14 deficiency promotes inflammation in staphylococcal pneumonia[J]. Eur Respir J, 2015,46(2):464-473.

[38] ULAS T, PIRR S, FEHLHABER B, et al. S100-alarmin-induced innate immune programming protects newborn infants from sepsis[J]. Nat Immunol, 2017,18(6):622-632.