食品中类胡萝卜素提取方法探讨

彭伟，赵媛媛，姜巍伟

(青岛科技大学 化工学院，山东 青岛 266000)

类胡萝卜素是一种类异戊二烯颜料,绿叶蔬菜、水果和单细胞微藻都是天然类胡萝卜素的主要来源[1]。天然类胡萝卜素具有多种生理功能：超氧自由基阴离子介导的抗氧化性质；防紫外线的光保护性能；调节细胞分化、细胞周期和凋亡等。在工业上类胡萝卜素常被用作食品着色剂、营养强化剂和抗氧化剂等[2]。叶黄素可作为食品着色剂用于面条、蛋黄酱、色拉调味品以及烘焙食品中[3]；在豆腐乳等调味品中，利用番茄红素具有超强的抗氧化活性，代替亚硝酸盐防止食物腐败变质，有效延长保质期。然而，人工合成的类胡萝卜素不具有这些特殊的生理功能[4]，因此天然类胡萝卜素的制备显得尤为重要。近几十年来，科研工作者们致力于类胡萝卜素提取方法的开发与改进。本文综述了类胡萝卜素各种提取方法、原材料的前处理以及提取溶剂的选择，对其今后更为广泛的提取应用具有一定的参考价值。

1 生物材料的预处理

植物和微藻细胞存在刚性细胞壁，其胞内类胡萝卜素与蛋白质等大分子之间有强大的作用力，这就使溶剂很难进入细胞，从而阻碍了提取过程中类胡萝卜素的传质。在提取前应用冻融、低温研磨、高压均质等物理方法，酸、碱、表面活性剂等化学方法，酶催化等生物方法对材料进行预处理，可有效增加类胡萝卜素的提取效率。Singh等[5]对提取海洋真菌中虾青素的各种物理、化学和机械方法进行比较。结果表明：与直接萃取相比，溶剂萃取前用二甲基亚砜(DMSO)处理后，虾青素产率提高了2.5倍。用盐酸处理后，虾青素的产率最高。虾青素的产率与酸的浓度成正比，然而酸度过高会引起虾青素降解。在不同的机械细胞破碎方法中，用超声波处理的虾青素产率是珠磨法、匀浆法以及研磨法的5～6倍。

2 溶剂的选择

类胡萝卜素具有疏水性，通常使用丙酮、氯仿、己烷、甲醇和乙醚等有机溶剂进行萃取。溶剂的选择要考虑到诸多方面的因素，如生物材料的种类，水分含量及类胡萝卜素的极性等。通常选择丙酮和己烷分别提取极性和非极性类胡萝卜素。提取混合极性的类胡萝卜素时，最常使用丙酮/乙醇/己烷的混合溶剂。丙酮和乙醇可以与水互溶，能够有效提取含有大量水分的植物材料中的类胡萝卜素。Alfonsi等[6]试验了使用各种有机溶剂从番茄中提取番茄红素，结果表明：与己烷、乙醚、二氯甲烷和氯仿相比，乙醇和丙酮的回收率分别达到80%和75%，同时这两种溶剂对人体危害最小，是番茄红素提取的优选溶剂。

3 类胡萝卜素的提取方法

3.1 索氏提取法

索氏提取法是一种液固萃取方法，它是利用在沸腾温度下冷凝下来的萃取溶剂对样品进行反复萃取[7]，得到目标化合物。然而，该方法耗时较长，需使用大量溶剂，从而增加了萃取成本。Cardenas-Toro等[8]利用索氏提取法从压制棕榈纤维中提取棕榈油类胡萝卜素，将溶剂/样品比优化为20 (mL/g)，获得较高产率，而渗滤(35 ℃，2.4 g/min)和加速溶剂萃取(55 ℃，40 bar，2.4 g/min)则产率较低。

3.2 加速溶剂萃取(ASE)

加速溶剂萃取是通过高压萃取促进细胞渗透性、分子间物理作用以及萃取溶剂的渗透，从而改善类胡萝卜素提取过程中的传质。在高压条件下，类胡萝卜素结合蛋白发生变性，可以提高类胡萝卜素的产率[9]。Zaghdoudi等[10]发现了ASE法提取不同极性类胡萝卜素的最佳条件。以冻干杏、桃和柿子等水果为原材料，在40 ℃，103 bar压力下，使用甲醇和四氢呋喃作为萃取剂，提取5 min，使叶黄素和玉米黄质的回收率分别达到79%和71%。此外，ASE与传统的溶剂萃取法相比，溶剂使用量较少而且不影响提取产率。

3.3 超临界流体萃取(SFE)

超临界流体萃取是使用超临界CO2(SC-CO2)作为提取溶剂，从固体或液体基质中提取类胡萝卜素等不耐热化合物的有效方法。与常规方法相比，超临界CO2扩散系数较高而粘度较低，能够快速渗透到生物基质中，从而提高萃取效率[11]。此外，该过程中使用的CO2可以在降压过程中去除，使得提取物高度浓缩且没有有机溶剂残留，是提取类胡萝卜素这种高纯度不耐热化合物的“绿色方法”。近年来，SFE与色谱技术如液相色谱(LC)、气相色谱(GC)和超临界流体色谱(SFC)等成功耦合，应用于同时提取和分析类胡萝卜素[12]。Pol等[13]采用SFE耦合高效液相色谱法(HPLC)，以番茄、葡萄柚、西瓜等新鲜水果为原材料，在90 ℃，400 bar压力下，CO2流速为1.5 mL/min，以90%乙腈和10%甲基叔丁基醚作为流动相，流速为1 mL/min，使番茄红素的回收率达到了88.7%。

3.4 酶辅助提取(EAE)

酶辅助提取利用水解酶破坏细胞壁的结构完整性，暴露细胞内物质从而提高提取产率。常用的水解酶为纤维素酶和果胶酶，纤维素酶水解植物细胞壁中纤维素的1,4-β-d糖苷键，果胶酶分解细胞壁中的果胶物质。Strati等利用纤维素酶和果胶酶(分别为70 U/g和122.5 U/g)从番茄、番石榴、胡萝卜等中提取类胡萝卜素，与非酶处理相比，处理后的回收率是未经处理的6倍和10倍。

3.5 超声辅助提取(UAE)

超声辅助提取利用超声波技术与其他提取方法联合，用于提取热不稳定性生物活性物质。该方法应用广泛、操作简单易行、节能环保。影响该提取方法的因素包括超声功率、强度、温度和样品与溶剂比等。Yan等[14]从油菜籽中提取类胡萝卜素，运用响应面法优化了提取条件，提取温度49.6 ℃，超声功率252.9 W，样品溶剂比41.4 (mL/g)，提取时间48.5 min，使类胡萝卜素的回收率达到79.61%。Jaeschke等[15]利用超声辅助提取法以微藻为原料提取类胡萝卜素，在30 ℃，超声功率664 W，75%的乙醇浓度下，使类胡萝卜素回收率达到80%。

3.6 离子液体提取

离子液体(ILs)完全由阴阳离子构成，室温下呈现液态，是提取类胡萝卜素的“绿色溶剂”[16]。Desai等[17]利用ILs在45 ℃下提取血球囊肿细胞中的虾青素，ILs具有强溶解能力，在带电环境能够起到保护虾青素的作用，使其免于氧化，虾青素回收率达到79%。同时，Bi等[18]从废虾料中提取虾青素，试验了7种不同的离子液体，结果表明：与1-乙基咪唑盐酸盐、1-乙基咪唑四氟硼酸盐等相比，1-正丁基-3-甲基咪唑盐酸盐(0.50 mol/L)的水溶液可获得较高的虾青素产率(82%)。

4 结论

天然类胡萝卜素具有多种生理和药理功能，其相关功能性产品的开发和应用前景广阔，在调味品行业的突出贡献更是不容小觑，如何经济高效地“绿色”提取类胡萝卜素成为近期的研究热点。利用数学建模来预测生物材料和溶剂之间的相互作用，有助于选择合适的溶剂，从而提高类胡萝卜素的产率。超临界流体萃取是目前提取类胡萝卜素的“绿色方法”，但其设备成本高，对极性类胡萝卜素的回收率较低。用于类胡萝卜素提取的其他方法也都存在利弊，因此未来还需要对这些方法的成本、环境安全性、效率和再现性进行进一步的分析与评估，为今后类胡萝卜素的提取工作提供一个借鉴，从而促进类胡萝卜素更高水平的加工和更好的利用[19]，为中国调味品行业的发展做出贡献。

参考文献：

[1]孙玉敬，乔丽萍，钟烈洲，等.类胡萝卜素生物活性的研究进展[J].中国食品学报，2012，12(1)：160-166.

[2]赵延福，张慧，李慧，等.天然类胡萝卜素功能性产品的开发和应用[J].中国食品添加剂，2017(8):54-159.

[3]狄济乐.天然食用类胡萝卜素的来源、功能性及其应用[J].山西食品工业，2002(1)：2-6.

[4]李福枝，刘飞，曾晓希，等.天然类胡萝卜素的研究进展[J].食品工业科技，2007，28(9):227-232.

[5]Singh D，Gupta A，Wilkens S L，et al.Understanding response surface optimisation to the modeling of astaxanthin extraction from a novel strainThraustochytrium[J].Algal Research，2015(11)：113-120.

[6]Alfonsi K，Colberg J，Dunn P J，et al.Green chemistry tools to influence a medicinal chemistry and research chemistry based organisation[J].Green Chemistry，2008，10(1)：31-36.

[7]韦芳三，李纯厚，戴明，等.索氏提取法测定海洋微藻粗脂肪含量及其优化方法的研究[J].上海海洋大学学报，2011，20(4)：619-623.

[8]Cardenas F P，Alcáza S C，Coutinho J P,et al.Pressurized liquid extraction and low-pressure solvent extraction of carotenoids from pressed palm fiber: experimental and economical evaluation[J].Food and Bioproducts Processing，2015,94：90-100.

[9]Strati I F，Gogou E，Oreopoulou V，et al.Enzyme and high pressure assisted extraction of carotenoids from tomato waste[J].Food and Bioproducts Processing，2015,94：668-674.

[10]Zaghdoudi K，Pontvianne S，Framboisier X，et al.Accelerated solvent extraction of carotenoids from Tunisian Kaki peach and apricot[J].Food Chemistry，2015,184：131-139.

[11]Zaghdoudi K，Framboisier X，Frochot C，et al.Response surface methodology applied to supercritical fluid extraction of carotenoids from persimmon[J].Food Chemistry，2016,208：209-219.

[12]Pan J，Zhang C，Zhang Z，et al.Review of online coupling of sample preparation techniques with liquid chromatography[J].Analytica Chimica Acta，2014,815：1-15.

[13]Pol J，Hyotylainen T，Ranta-Aho O，et al.Determination of lycopene in food by online SFE coupled to HPLC using a single monolithic column for trapping and separation[J].Journal of Chromatography A，2004，1052(1-2)：25-31.

[14]Yan F，Fan K，He J，et al.Ultrasonic-assisted solvent extraction of carotenoids from rapeseed meal: optimization using response surface methodology[J].Journal of Food Quality，2015，38(6)：377-386.

[15]Jaeschke D P，Rech R，Marczak L D F，et al.Ultrasound as an alternative technology to extract carotenoids and lipids fromHeterochlorellaluteoviridis[J].Bioresource Technology，2017,224：753-757.

[16]Grosso C，Valentao P，Ferreres F，et al.Alternative and efficient extraction methods for marine-derived compounds[J].Marine Drugs，2015，13(5)：3182-3230.

[17]Desai R K，Streefland M，Wijffels R，et al.Novel astaxanthin extraction fromHaematococcuspluvialisusing cell permeabilising ionic liquids[J].Green Chemistry，2016，18(5)：1261-1267.

[18]Bi W，Tian M，Zhou J，et al.Task-specific ionic liquid-assisted extraction and separation of astaxanthin from shrimp waste[J].Journal of Chromatography B，2010，878(24)：2243-2248.

[19]要志宏，李波，张琛，等.胡萝卜粉中提取类胡萝卜素的工艺研究[J].中国调味品，2017，42(7)：152-155.