骨髓基质细胞通过上调纤维连接蛋白介导白血病Jurkat细胞化疗耐药*

汤 静， 胡问成， 谢 蓉， 吴辉菁， 毕建平， 董 爽， 胡 胜， 孟 力

1湖北省肿瘤医院肿瘤内科,武汉 430079 2武汉市第五医院肿瘤科,武汉 430050 3华中科技大学同济医学院附属同济医院血液科,武汉 430030

骨髓基质细胞通过上调纤维连接蛋白介导白血病Jurkat细胞化疗耐药*

汤 静1， 胡问成2， 谢 蓉1， 吴辉菁1， 毕建平1， 董 爽1， 胡 胜1， 孟 力3△

1湖北省肿瘤医院肿瘤内科,武汉 4300792武汉市第五医院肿瘤科,武汉 4300503华中科技大学同济医学院附属同济医院血液科,武汉 430030

目的 探讨骨髓基质细胞通过上调纤维连接蛋白介导白血病Jurkat细胞化疗耐药。方法 使用CCK-8法检测白血病Jurkat细胞对化疗药物吡柔比星的敏感性，绘制敏感曲线；体外建立Jurkat细胞与骨髓基质细胞(BMSC)共培养接触耐药模型，检测该模型中在吡柔比星作用下Jurkat细胞的抑制率，并检测在该模型中纤维连接蛋白(FN)的表达水平；体外建立Jurkat细胞与FN作用的粘附耐药模型，检测该模型中在吡柔比星作用下Jurkat细胞的抑制率；使用流式细胞仪检测在BMSC/FN耐药模型及单独培养模型中Jurkat细胞在吡柔比星作用下的凋亡率；收集复发难治血液肿瘤患者及正常人骨髓标本，检测标本上清中FN的水平。结果 在与BMSC共培养接触耐药模型中，在相同浓度吡柔比星作用下，在同一时间点，Jurkat细胞凋亡率较单独培养组明显下降。在Jurkat细胞与BMSC共培养的接触耐药模型中，上清中分泌的FN明显上升。在FN作用的粘附耐药模型中，在相同浓度吡柔比星作用下，在同一时间点，Jurkat细胞凋亡率较单独培养组明显下降。与正常人比较，复发难治血液肿瘤患者骨髓上清中检测的FN水平明显上升。结论 复发难治血液肿瘤患者的骨髓中，FN分泌增加；通过体外共培养模型提示骨髓基质细胞可以分泌FN，介导白血病Jurkat细胞发生化疗耐药，推测在白血病患者的骨髓微环境中，基质细胞可以为白血病细胞在化疗中提供耐药支持，黏附分子FN可能参与其中，是介导白血病细胞化疗耐药的重要原因。

血液肿瘤； 骨髓微环境； 纤维连接蛋白； 骨髓基质细胞； 化疗耐药

在临床上，造血干细胞移植技术虽然改善了某些血液肿瘤的预后，但化疗及化疗耐药仍是血液肿瘤治疗中的重点和难点。其中肿瘤微环境与化疗耐药之间的关系越来越受到重视。肿瘤相关间质细胞是肿瘤微环境中的主要成分，肿瘤相关间质细胞通过分泌多种细胞因子、细胞外基质蛋白等成分促进肿瘤细胞的生长、侵袭、转移、耐药、复发[1]。异常的骨髓微环境可能是血液肿瘤发生和进展的原因之一。骨髓微环境主要包括骨髓基质细胞(bone marrow stroma cell，BMSC)、内皮细胞、破骨细胞与骨细胞、细胞外基质蛋白[如纤维连接蛋白(fibronectin，FN)]等。有研究表明在血液肿瘤中，骨髓微环境发生了改变，特别是BMSC细胞存在异常[2]。另外，有研究报道经β1整合素粘附到FN后，骨髓瘤细胞出现了G1期阻滞，并增加了对马法兰的耐药[3]。然而，在血液肿瘤中，是否存在骨髓微环境(特别是BMSC细胞)通过上调FN的表达，导致细胞周期阻滞，增强了化疗耐药，尚不十分清楚，也是本研究的目的。

1 材料与方法

1.1 细胞系和细胞培养

收集骨髓标本，分离、提取BMSC细胞，用α-MEM培养液(含20%Gibco胎牛血清)重悬细胞，并转至细胞培养瓶中。选用5～10代的细胞用于实验。急性淋巴系白血病细胞Jurkat为实验室所保存，取对数生长期细胞进行实验。

1.2 使用CCK-8法检测单独培养的Jurkat细胞对吡柔比星(THP)的敏感性

调整Jurkat细胞数目，加入梯度浓度的THP。THP浓度为0.05、0.10、0.15、0.20、0.25、0.30、0.40、0.50 μg/mL，设置对照孔，复孔。避光孵育2 h,于450 nm波长下测定各孔吸光度(A)值。计算THP作用下Jurkat细胞的抑制率。

1.3 建立Jurkat与BMSC作用的体外共培养接触耐药模型

采用CCK-8检测该模型中Jurkat细胞抑制率。采用流式细胞仪检测BMSC对Jurkat细胞凋亡的影响。

分离培养好BMSC细胞(密度约为0.65×105/mL)，加入处于对数生长期的Jurkat细胞，调整密度，建立接触耐药模型。加入同1.2项梯度浓度THP，设置对照孔、复孔。设定24 h为时间点。CCK-8法检测细胞抑制率，并绘制出抑制率曲线。

分组为THP(浓度为0.10 μg/mL)加药组及THP空白对照组；每组包括Jurkat/BMSC细胞共培养组及Jurkat单独培养组。收集其中的Jurkat细胞，离心重悬后每管加入Annexin-Ⅴ-FITC 5 L，PI 5 μL，避光染色15 min。流式细胞仪检测凋亡。

1.4 检测Jurkat细胞与BMSC共培养接触耐药模型中FN分泌水平

设定标准孔、空白对照孔、实验检测孔及其复孔。分组包括：培养液空白对照组、单独Jurkat对照组、单独Jurkat加药(THP 0.20 μg/mL)组、单独BMSC培养组、Jurkat与BMSC共培养不加药组、Jurkat与BMSC共培养加药(THP 0.2 μg/mL)组。培养24 h后收集培养孔中的上清。采用Human fibronection ELISA试剂盒检测FN水平。

1.5 建立Jurkat与FN作用的体外粘附耐药模型

采用CCK-8检测该模型中Jurkat细胞抑制率；采用流式细胞仪检测FN对Jurkat细胞凋亡的影响。

取处于对数生长期的Jurkat细胞，根据文献选择每孔加FN浓度为5 μg/mL，建立Jurkat与FN作用的体外粘附耐药模型。加入同1.2项梯度浓度THP，设置对照孔、复孔。设定24 h为时间点。CCK-8法检测细胞抑制率，绘制出抑制率曲线。

分组为THP(浓度为0.10 μg/mL)加药组及THP空白对照组；每组包括Jurkat/FN细胞共培养组及Jurkat单独培养组。收集其中的Jurkat细胞，同1.3步骤流式细胞仪检测凋亡。

1.6 检测FN在血液肿瘤患者和正常人骨髓中的表达

收集正常骨髓标本15例，以及经明确诊断的复发/难治急性髓系白血病、急性淋巴细胞性白血病、慢性粒细胞性白血病、慢性淋巴细胞性白血病、淋巴瘤患者骨髓各5例，排除其他疾病。收集骨髓液标本3～5 mL，离心取上清约1 mL，-80℃冻存。采用Human fibronection ELISA试剂盒ELISA法检测上清中FN水平

1.7 统计学方法

2 结果

2.1 单独培养的Jurkat细胞对THP的药物敏感性

分别作18、24、30 h三个时间点的Jurkat细胞生长抑制率曲线。根据实验结果，随着THP的药物浓度增加，Jurkat细胞抑制率逐渐增加。确定实验所用最佳的药物浓度为0.1～0.3 μg/mL。

2.2 采用CCK-8法检测Jurkat细胞/BMSC共培养模型中Jurkat细胞对THP药物的敏感性变化

根据Jurkat细胞生长抑制率绘制曲线(图1)。THP具有杀伤肿瘤细胞的作用，随着THP药物浓度增加，Jurkat细胞的抑制率逐渐增加。在相同THP浓度下，与Jurkat单独培养组相比较，Jurkat细胞/BMSC共培养模型中Jurkat细胞的抑制率稍低。说明在Jurkat细胞/BMSC共培养模型中，BMSC的存在使Jurkat细胞对THP的敏感性下降，BMSC可促进Jurkat细胞对THP耐药。

图1 Jurkat细胞/BMSC共培养模型中Jurkat细胞在THP作用下的生长抑制率Fig.1 Inhibition rate of Jurkat cells to THP of model of Jurkat cells co-cultured with BMSC

2.3 培养24 h时采用流式细胞仪检测在Jurkat单独培养、Jurkat细胞/BMSC共培养接触耐药模型中Jurkat细胞凋亡率

在Jurkat单独培养、Jurkat细胞/BMSC共培养接触耐药模型中，凋亡率分别为(6.73±0.05)%、(5.32±0.09)%。从数值上看，在Jurkat细胞/BMSC共培养接触耐药模型中凋亡率更低，但二者比较P>0.05，差异无统计学意义。考虑可能由于Jurkat细胞未行药物处理时，二者的凋亡率均较低，差异较小。当THP药物浓度为0.10 μg/mL时，以上二者凋亡率为(28.64±0.98)%、(9.35±0.24)%。当加入THP后，THP的细胞毒作用导致二者的凋亡率均升高。但在Jurkat细胞/BMSC共培养接触耐药模型中，Jurkat细胞凋亡较单独培养组低，二者比较P=0.043，差异具有统计学意义。说明在加入化疗药物THP时，细胞毒作用导致Jurkat细胞凋亡率均增加，但是，BMSC的存在可降低Jurkat细胞对化疗药物THP的敏感性，减少凋亡。

2.4 采用ELISA法检测Jurkat细胞/BMSC共培养接触耐药模型中FN的分泌水平

检测时以试剂盒中的反应缓冲液作为空白对照，450 nm波长测A值(620 nm为参考波长)后分析得出结果。结果如下：培养液空白对照组为(0.25±0.02)ng/mL，BMSC空白对照组为(7.72±0.08)ng/mL，Jurkat细胞单独培养组为(2.83±0.05)ng/mL，Jurkat细胞/BMSC共培养组为(14.92±0.40)ng/mL，Jurkat细胞单独培养+THP(0.20 μg/mL)组为(1.32±0.03)ng/mL，Jurkat细胞/BMSC共培养+THP(0.20 μg/mL)组为(11.00±0.31)ng/mL。由于采用反应缓冲液作为空白对照，在培养液空白对照组及Jurkat细胞单独培养组仍有较低数值，考虑为背景误差。分组比较可见，较培养液空白对照组，BMSC空白对照组的FN值明显偏高，P值为0.020，差异具有统计学意义。说明骨髓基质细胞BMSC能分泌FN。不加药组及加药组中，与Jurkat细胞单独培养组比较，Jurkat细胞/BMSC共培养组检测FN水平均明显高于Jurkat细胞单独培养组，差异具有统计学意义，说明骨髓基质细胞BMSC分泌FN。在不加药组，检测的FN水平均较加药组高，可能由于加入THP后，其细胞毒作用可能也会杀伤BMSC细胞，影响其上调FN水平。

2.5 采用CCK-8法检测Jurkat细胞/FN共培养模型中Jurkat细胞对THP药物的敏感性变化

绘制抑制率曲线(图2)。随着THP药物浓度增加，Jurkat细胞的抑制率逐渐增加。在相同THP浓度下，与Jurkat单独培养组相比较，Jurkat细胞/FN共培养模型中Jurkat细胞的抑制率偏低。说明在Jurkat细胞/FN共培养模型中，FN使Jurkat细胞对THP的敏感性下降。结合2.2及2.4的结论，BMSC很可能就是通过FN发挥作用，促进化疗耐药。

图2 Jurkat细胞/FN粘附耐药共培养模型中Jurkat细胞在THP作用下的生长抑制率Fig.2 Inhibition rate of Jurkat cells to THP of model of Jurkat cells co-cultured with FN

2.6 培养24 h时采用流式细胞仪检测在FN耐药模型及Jurkat单独培养模型中Jurkat细胞的凋亡率

流式图见图3，在Jurkat单独培养、Jurkat细胞与FN作用模型中，凋亡率分别为(6.73±0.05)%、(5.97±0.12)%，从数值上看，在Jurkat细胞与FN作用模型中凋亡率更低，但二者比较P>0.05，差异不具有统计学意义。考虑可能由于Jurkat细胞未行药物处理时，二者的凋亡率均低，差异较小。当THP药物浓度为0.10 μg/mL时，以上二者凋亡率为(28.64±0.98)%、(10.41±0.08)%，P<0.05，差异具有统计学意义。当加入THP后，THP的细胞毒作用导致二者的凋亡率均升高。但在Jurkat细胞与FN作用模型中，Jurkat细胞凋亡较单独培养组低，二者比较P=0.021，差异具有统计学意义。说明在加入化疗药物THP时，细胞毒作用导致Jurkat细胞凋亡率增加,但是，FN的存在可降低Jurkat细胞对化疗药物THP的敏感性，减少凋亡。结合2.3及2.4的结论，BMSC很可能是通过FN上调导致白血病细胞对化疗药物THP的药物抵抗，使Jurkat细胞凋亡减少。

图3 使用流式细胞仪检测在BMSC/FN耐药模型及单独培养模型中Jurkat细胞在吡柔比星作用下的凋亡率Fig.3 Detection of apoptosis of Jurkat cells to THP of model of Jurkat cells co-cultured with BMSC/FN and model of Jurkat cells cultured alone by flow cytometry

2.7 ELISA法检测FN在血液肿瘤患者和正常人骨髓中的表达

由图4可见，正常人骨髓上清中FN水平很低(0.23±0.13)ng/mL，考虑可能骨髓中的BMSC在骨髓正常状态下，仍能分泌基础水平的FN。而在复发/难治血液肿瘤患者骨髓上清中，检测到FN表达[(2.87±0.71)ng/mL]明显高于正常人骨髓，二者比较差异具有统计学意义(P<0.01)，而各种恶性肿瘤之间无明显差异。说明在血液肿瘤患者骨髓中，异常的骨髓微环境导致FN分泌增加。结合前述实验推测，可能由BMSC所分泌。而在体外实验证实，FN上调可导致血液肿瘤细胞对化疗药物吡柔比星诱导的凋亡减少，这可能是血液肿瘤对细胞毒药物抵抗的原因之一。

图4 ELISA法检测纤维连接蛋白在血液肿瘤患者和正常人骨髓中的表达Fig.4 Detection of expression of FN in supernatant of bone marrow samples by ELISA

3 讨论

肿瘤发生化疗耐药的原因很多，主要包括药理性耐药，生化代谢性耐药和微环境性耐药等，其中肿瘤微环境与化疗耐药之间的关系越来越受到重视。骨髓微环境主要包括BMSC、内皮细胞、破骨细胞与骨细胞、细胞外基质蛋白(如FN)等。骨髓基质细胞可通过粘附反应、间隙连接及共刺激诱导分泌可溶性细胞因子[4]介导肿瘤细胞耐药。其中通过白血病细胞与骨髓基质细胞粘附而获得的耐药，称为细胞粘附介导耐药(cell adhesion-mediated drug resistance，CAM-DR)[5-6]。细胞培养模型的研究发现，CAM-DR是淋巴瘤和急性髓系白血病化疗耐药的原因之一[7]。

在肿瘤微环境中，BMSC起源于胚胎发育的间充质干细胞(marrow mesenchymal stem cells，MSC)，具有多项分化潜能，包括成纤维母细胞、软骨细胞、成骨细胞、脂肪细胞和肌细胞[8]，是造血微环境的重要组成成分。BMSC通过不同的信号通路调控造血干细胞(hematopietic stem cells，HSC)[9]，在化疗中，可通过激活促生存信号通路如PI3K/Akt对白血病细胞起保护作用[10-11]。而化疗后残存的白血病细胞可能是白血病复发的根源。

FN是基质细胞分泌的一种重要的粘附蛋白，FN和造血细胞表面的整合素(Integrin)相结合，介导基质细胞与造血细胞的粘附。因此，对处于不同发育阶段的造血细胞起到促进增殖或是抑制作用。FN作为αvβ1整合素的受体，能促进卵巢癌细胞株的增殖。加入阻断整合素功能的抗体，则能够抑制与细胞外基质相关的卵巢癌细胞的转移和侵袭能力。另外，通过阻断整合素与细胞外基质结合，可阻止肿瘤细胞粘附到细胞外基质和基质细胞，能够显著降低肿瘤负荷，增加鼠骨髓瘤的整体存活率[12]。

然而，在血液肿瘤发生、发展的过程中，造血细胞会发生恶变，造血微环境也会出现异常。已有研究表明，白血病细胞还具备通过影响正常造血祖细胞的方式破坏正常骨髓微环境的能力[13]。有研究表明在血液肿瘤中骨髓微环境发生了改变，特别是BMSC细胞存在异常[2]。

在本实验中检测了血液肿瘤患者及正常人骨髓中FN的水平，探讨血液肿瘤和FN之间的可能关系。血液肿瘤患者较正常人骨髓中FN水平明显增高，差异具有统计学意义(P<0.05)。而不同种类的白血病患者，包括急性髓系白血病、急性淋巴细胞性白血病、慢性粒细胞性白血病、慢性淋巴细胞性白血病和淋巴瘤在内，与正常人比较，骨髓中FN水平均较正常人明显偏高。而FN是基质细胞分泌的细胞外基质中的重要的粘附蛋白，它与β1、β3、β5等多组整合素分子结合，对细胞的生长、分化与迁移等过程起重要的调节作用[14]。因此，根据实验结果推测，存在某种因素诱发骨髓增殖、分化异常，甚至造成肿瘤的发生和发展，并导致FN分泌增多。同时FN水平的升高也可反映出肿瘤微环境的这种变化。

在血液肿瘤微环境中，整合素介导的肿瘤细胞和细胞外基质间的粘附不仅可以影响肿瘤侵袭、转移、生长、分化，还能影响了肿瘤细胞的存活，即凋亡抵抗[15]。研究发现整合素下游的AKT2信号转导通路被激活后，可通过一系列的信号分子反应来抑制外来刺激诱导的凋亡。另外，在白血病的研究中认为白血病患者来源的MSC能分泌各种细胞因子，如IL-1β、IL-6、IL-8、IL-10、SDF-1、CXCL12及bFGF等，这些细胞因子可支持白血病细胞的存活、增殖和诱导其抵抗凋亡[16]。研究表明BMSC能明显抑制氟达拉滨、地塞米松和环磷酰胺导致慢性淋巴细胞性白血病的细胞凋亡，但这种“庇护”需要细胞间的接触，当慢性淋巴细胞性白血病细胞与骨髓基质细胞分离时，这种现象就消失了。慢性淋巴细胞性白血病细胞、慢性粒细胞性白血病细胞K562及急性髓细胞性白血病细胞与FN粘附共培养后，可通过整合素介导的粘附作用，使药物诱导的DNA损伤降低而引起细胞凋亡抵抗[15，17]。

本实验中，选择了适合的吡柔比星药物浓度，作用于急性淋系白血病细胞Jurkat，并建立了与BMSC共培养接触耐药模型，加入FN作用的粘附耐药模型，较之传统的细胞培养模型，更接近于白血病细胞所处的骨髓微环境。在实验中发现，当与BMSC共培养、或加入FN时，Jurkat细胞表现出明显的凋亡抵抗现象。同时，在与BMSC共培养的接触耐药模型中，检测FN水平，较相同环境下的单独Jurkat细胞培养组明显升高。说明FN参与了BMSC诱导的对吡柔比星的耐药，即BMSC通过上调FN介导急性淋系白血病细胞Jurkat细胞发生抗凋亡作用，从而发生化疗耐药。初步从部分机制上探讨了骨髓微环境介导的白血病化疗耐药。而处于FN下游的信号通路的改变，则有待进一步的研究证实。

[1] Joyce J A，Pollard J W.Microenvironmental regulation of metastasis[J].Nat Rev Cancer，2009，9(4)：239-252.

[2] Menendez P，Catalina P，Rodríguez R，et al.Bone marrow mesenchymal stem cells from infants with MLL-AF4+acute leukemia harbor and express the MLL-AF4 fusion gene[J].J Exp Med，2009，206(13)：3131-3141.

[3] Hazlehurst L A，Enkemann S A，Beam C A，et al.Genotypic and phenotypic comparisons of de novo and acquired melphalan resistance in an isogenic multiple myeloma cell line model[J].Cancer Res，2003，63(22)：7900-7906.

[4] Wang L，Fortney J E，Gibson L F.Stromal cell protection of B-lineage acute lymphoblastic leukemic cells during chemotherapy requires active Akt[J].Leuk Res，2004，28(7)：733-742.

[5] Weisberg E，Liu Q，Zhang X，et al.Selective Akt inhibitors synergize with tyrosine kinase inhibitors and effectively override stroma-associated cytoprotection of mutant FLT3-positive AML cells[J].PLoS One，2013，8(2)：e56473.

[6] Tabe Y，Konopleva M.Advances in understanding the leukaemia microenvironment[J].Br J Haematol，2014，164(6)：767-778.

[7] Flotho C，Coustan-Smith E，Pei D，et al.A set of genes that regulate cell proliferation predicts treatment outcome in childhood acute lymphoblastic leukemia[J].Blood，2007，110(4)：1271-1277.

[8] Jiang Y，Jahagirdar B N，Reinhardt R L，et al.Pluripotency of mesenchymal stem cells derived from adult marrow[J].Nature，2002，418(6893)：41-49.

[9] Ciuculescu M F，Park S Y，Canty K，et al.Perivascular deletion of murine Rac reverses the ratio of marrow arterioles and sinusoid vessels and alters hematopoiesisinvivo[J].Blood，2015，125(20)：3105-3113.

[10] Shehata M，Schnabl S，Demirtas D，et al.Reconstitution of PTEN activity by CK2 inhibitors and interference with the PI3K/Akt cascade counteract the antiapoptotic effect of human stromal cells in chronic lymphocytic leukemia[J].Blood，2010，116(14)：2513-2521.

[11] Yang F，Chen Y，Shen T，et al.Stromal TGF-beta signaling induces AR activation in prostate cancer[J].Oncotarget，2014，5(21)：10854-10869.

[12] Mori Y，Shimizu N，Dallas M，et al.Anti-alpha4 integrin antibody suppresses the development of multiple myeloma and associated osteoclastic osteolysis[J].Blood，2004，104(7)：2149-2154.

[13] Colmone A，Amorim M，Pontier A L，et al.Leukemic cells create bone marrow niches that disrupt the behavior of normal hematopoietic progenitor cells[J].Science，2008，322(5909)：1861-1865.

[14] Schwartz M A，Ginsberg M H.Networks and crosstalk：integrin signalling spreads[J].Nat Cell Biol，2002，4(4)：E65-E68.

[15] Matsunaga T，Takemoto N，Sato T，et al.Interaction between leukemic-cell VLA-4 and stromal fibronectin is a decisive factor for minimal residual disease of acute myelogenous leukemia[J].Nat Med，2003，9(9)：1158-1165.

[16] Cheng J，Li L，Liu Y，et al.Interleukin-1α induces immunosuppression by mesenchymal stem cells promoting the growth of prostate cancer cells[J].Mol Med Rep，2012，6(5)：955-960.

[17] de la Fuente M T，Casanova B，Moyano J V，et al.Engagement of α4β1 integrin by fibronectin inducesinvitroresistance of B chronic lymphocytic leukemia cells to fludarabine[J].J Leukoc Biol，2002，71(3)：495-502.

(2016-12-21 收稿)

Bone Marrow Stromal Cells Mediate Drug Resistance of Jurkat Cells by Upregulating Fibronectin Level

Tang Jing1，Hu Wencheng2，Xie Rong1etal

1Department of Physical Oncology，Hubei Cancer Hospital，Wuhan 430079，China2Department of Oncology，Fifth Hospital in Wuhan，Wuhan 430050，China

Objective To discuss whether bone marrow stromal cells(BMSC)can promote drug resistance of Jurkat cells by upregulating fibronectin(FN)level.Methods CCK-8 method was used to detect sensitivity of Jurkat cells to THP，and sensitivity curve was drawed.A co-cultured model of Jurkat cells with BMSC was establishedinvitro，and inhibition rate of Jurkat cells to THP was detected.FN expression in model of Jurkat cells with BMSC was determined.A co-cultured model of Jurkat cells with FN was establishedinvitro.Inhibition rate of Jurkat cells to THP of co-cultured model of Jurkat cells with FN was detected.Flow cytometry was employed to detect apoptosis rate of Jurkat cells to THP in co-cultured model of Jurkat cells with BMSC/FN and model of Jurkat cells alone.Bone marrow specimens of relapsed/refractory hematological malignancies patients and normal persons were collected，and the expression of FN in supernatant of bone marrow samples was detected.Results In BMSC co-cultured model，apoptosis rate of Jurkat cells changed significantly compared to model of Jurkat cells cultured alone at the same concentration of THP at the same time.The result showed significantly high expression of FN in supernatant in BMSC co-cultured model compared with model of Jurkat cells cultured alone.In FN co-cultured model，apoptosis rate of Jurkat cells changed obviously compared to model of Jurkat cells cultured alone at the same concentration of THP at the same time.Compared to the supernatant of bone marrow samples of normal persons，the supernatant of patients with relapsed/refractory hematological malignancies demonstrated significantly high expression of FN.Conclusion Bone marrow microenvironment in specimens of patients with relapsed/refractory hematological malignancies can secrete higher level of FN than that in normal persons.Invitroexperiment，BMSC can upregulate FN level，and then decrease apoptosis of Jurkat cells，leading to drug resistance to THP.It may conclude that in bone marrow microenvironment of leukemia，BMCS could protect leukemia cells from chemotherapy，FN may be involved.This mechanism may be the possible reason of drug resistance in hematological malignancies.

hematological malignancies； bone marrow microenvironment； fibronectin； bone marrow stromal cells； drug resistance

*国家自然科学基金资助项目(No.30770913)

R733.7

10.3870/j.issn.1672-0741.2017.04.013

汤 静，女，1985年生，住院医师，E-mail：tangjingtop@163.com

△通讯作者,Corresponding author，E-mail：Mengli19@hotmail.com