环境可控农业中基于生物反馈系统的光合作用光照控制方法

田婧+李明

Marc W. van Iersel1，Geoffrey Weaver1，Michael T. Martin1，Rhuanito S. Ferrarezi2，Erico Mattos3，Mark Haidekker4

（1.Department of Horticulture， University of Georgia，Athens，GA 30602； 2.Agricultural Experiment Station， University of the Virgin Islands，

Kingshill，VI 00850； 3.PhytoSynthetix LLC，Athens， GA 30602； 4.College of Engineering， University of Georgia，Athens， GA 30602）

境可控农业包括利用温室和室内设施进行农业生产，这种方式在全球农业生产体系中变的越来越重要。完全密闭型植物工厂自20世纪70年代起在日本开始快速发展，目前广泛分布于大都市的郊区。近年来，垂直农场（大型的室内农业生产设施）也受到越来越多的关注。这类设施不仅可以有效解决人口快速增长带来的粮食短缺问题，还能减少农业生产对环境的影响。尽管垂直农业的生产效率是传统农业的200～1000倍，但其建造和运行成本非常高。根据调查，垂直农业的农产品贩卖价格必须达到13.75美元/kg（92.61元/kg）时才能与运行成本相平衡。

大型植物工厂的可行性和可持续性饱受质疑。对于植物工厂来说，造成其运行成本过高的部分原因是人工光源的电耗较高。在密闭的植物工厂，植物的光合作用主要靠人工光源产生的光来驱动。LED灯的节能效果非常好，而且光照强度和光谱可以调控。因此，LED就成为植物工厂内一种非常流行的人工光源。但根据对一个概念性垂直农场的分析，LED照明和冷却的电力成本占垂直农场总电力成本的比例超过了30%。而在植物工厂中，照明成本也占整个运行成本的40%。

根据光合作用原理，植物叶绿素和辅助色素所吸收的光子不能都用于植物光反应。这些多余的光子会对叶绿体结构造成破坏。光系统II（PSII）的反应中心，尤其是D1蛋白质非常容易受到光破坏（即光抑制），并使PSII的光量子产率降低。为了应对多余的光能，高等植物已经进化出了一系列复杂的反应机制来将光转化为热量（导致非光化学淬灭，NPQ），从而尽可能地减轻光抑制。被叶绿体吸收的光能中除了用于光合作用和转化为热量外，还有一小部分被叶绿体转化为荧光并发射出去。通过检测叶绿素荧光可以得到有效PSII的光化学量子效率（ΦPSII）。如ΦPSII减小，则表明植物可能将光能转化为热耗散的比率增加（NPQ的上调管理），或者发生光抑制。结合光合有效光量子通量密度（PPFD），ΦPSII还能用来检测通过PSII的电子传递速率（ETR）。因此，可通过检测叶绿体荧光来获得详细的植物生理信息，并用来优化植物生产。本文的目的是开发一种生物反馈系统，该系统不仅能用来检测ΦPSII和ETR，还可以控制PPFD使ETR保持在一定的水平。在未来，该系统可通过检测植物实际上对光的利用能力来控制PPFD，并最终减少LED照明的电耗，降低未来大型设施的农业环境的控制成本。

材料与方法

LED及测量方法

本研究所使用的LED為定制的400 W LED阵列。该LED阵列包括4个100 W暖白色LED模组，模组上安装有铝制散热片和2个120 W散热风扇，用来促进模组散热。每个LED模组下方还装有玻璃透镜，可调节LED下方的光照范围。LED组件的照射面积为0.75 m2，通过定制的控制面板来调节LED的光照强度。

植物叶片的叶绿素荧光参数使用脉冲调制式叶绿素荧光仪测量。将光合光量子传感器（LI-190）安装在叶绿体荧光测量点的附近来测量植物叶片上的PPFD。然后计算ETR为ETR=ΦPSII×PPFD×0.5×0.84。

生物反馈控制

本研究中，使用生物反馈系统根据植物测量的ETR控制LED光强。若植物实际的ETR低于试验设定的电子传递速率（ETRT），则通过生物反馈系统将LED的PPFD提高。反之，则减小LED的PPFD。

植物材料

本研究选用喜光植物甘薯，中性植物生菜和喜阴植物石柑进行试验。所使用的生菜品种为Green Towers和Green Ice。生菜发芽生根之后，在温室内培育6～8周备用。石柑和甘薯为扦插苗。

试验方法

试验在生长箱内进行。生长箱的光源由LED提供，箱内气温控制在25℃，CO2浓度控制在大气水平。每次测试时，将一株植物放入生长箱，然后用荧光叶片夹夹住供试植物最上层完全展开的叶片，然后将光合有效光量子传感器放置在靠近叶片夹的位置。上述传感器与LED灯的距离约为55 cm。

第一个试验为恒定ETR试验，即通过生物反馈系统将植物的ETR控制在70或100 ?mol/（m2·s）。该试验所使用的生菜品种为Green Towers。试验前，供试植物在生长箱内栽培2周以适应生长箱内的环境[16 h光周期，光期和暗期温度分别为25、20℃，PPFD为240 ?mol/（m2·s）]。Fm①每15 min测量1次，Fs②每5 min测量1次。然后据此计算ΦPSII和ETR，并相应调整光照。在暗光适应期间，叶绿素荧光参数每小时测试1次，连续测试4 h。

第二个试验为ETR阶梯变化试验，即通过生物反馈系统阶段性的将植物ETR从0增加到设定的ETR最大值，然后再阶段性降低。每个阶段持续时间为1 h。供试植物在试验开始前的一个晚上从温室移植到生长箱，以使供试验植物能充分适应生长箱的环境。在试验中，以生菜为供试植物使用的PPFD最大为560 ?mol/（m2·s），生菜ETR设定值首先以10 ?mol/（m2·s）的速率渐次从0增加到70 ?mol/（m2·s），然后以同样的速率渐次减小。甘薯和石柑的最大的PPFD为940 ?mol/（m2·s），甘薯的ETRT以14 ?mol/（m2·s）的速率从0阶梯式增加到98 ?mol/（m2·s），然后以同样的速率梯式减小。对于石柑来说，ETRT以7 ?mol/（m2·s）的速率从0梯式增加到49 ?mol/（m2·s），然后以同样的速率减小。每个试验至少重复3次。Fs和（Fm）③每2 min测量1次，以此获得足够的数据来确定是否ETRT在60 min内保持稳定。

结果与讨论

恒定ETR试验

在该试验中，通过生物反馈系统自动将生菜光期的ETR保持在70或100 ?mol/（m2·s）。关闭LED灯之后，每隔1 h进行1次荧光测量，持续4 h。

当生菜的ETRT为70 ?mol/（m2·s）的时候，在开灯前的暗期中所测得的（Fv/Fm）④为0.82，该数值处于正常范围。当LED打开之后[PPFD为232 ?mol/（m2·s）]的时候，Fs和Fm每5 min测试1次。但此时的ΦPSII⑤较低，仅为0.516。这可能是因为在光期开始后，叶绿体电子传递链中的电子受体较少，PSII反应中心的初级电子受体不能将吸收的电子转移至下一个受体，致使PSII光反应中心关闭。当卡尔文循环中的酶在光的引导下被激活后反应中心才会再次打开。因此，光期刚开始时期的ΦPSII较低，ETR仅为41.5 ?mol/（m2·s），低于70 ?mol/（m2·s）的设定值。随后，PPFD在生物反馈系统作用下开始增加。在第二次测量Fm后，ΦPSII恢复到0.643，相应的ETR为91.6 ?mol/（m2·s）。生物反馈系统向下调节PPFD，使ETR在接下的光期内稳定在70±0.8 ?mol/（m2·s）。ETR稳定之后，不需要启动生物反馈系统来调整PPFD。该期间内的NPQ稳定在0.383±0.007。在光期结束后，Fv/Fm为0.83，表明荧光测量没有对PSII反应中心造成损伤。但随后的观察表明，在暗期较为频繁的荧光测量（每5 min或更短时间测量1次）会导致Fv/Fm降低，表面荧光测量对生菜叶片造成了光抑制。这可能是由测量过程中使用的饱和脉冲光造成。

当ETRT为100 ?mol/（m2·s）时，最初的

ΦPSII较低，而NPQ较高。这与ETRT为70 ?mol/

（m2·s）时所观察到的现象类似。由于在光期时ΦPSII随着时间逐渐从0.612减少到0.582。伴随着ΦPSII的下降，NPQ则逐渐升高。这可能是因为叶黄素循环上调加快，使吸收的多余光能转化为热能。因此，此时需要通过使用生物反馈系统将增加PPFD，进而使ETR升高到设定值。在明期结束之后的暗期，Fv/Fm为0.815，表明PSII反应中心没有造成破坏。

ETRT阶梯变化试验

本试验的目的是测试使用生物反馈系统测试和管理ETR的能力。在试验中，ETR以小时为单位进行阶梯式变化，即在15 h内逐渐从0增加到ETR设定最大值，然后再以同样的速率逐渐减少。

生菜和甘薯在试验中的反应较为相似。当ETRT较低的时候，ETR较容易控制。但生菜和甘薯在试验中能达到的ETR分别为60、

84 ?mol/（m2·s）。对于生菜来说，这可能是因为试验中所用的PPFD仅为560 ?mol/（m2·s）。石柑的ETR可通过生物反馈系统在设定范围内进行有效调控。但当ETRT较高的时候，石柑的ETR会出现较大变动，而当ETRT较低的时候，ETR的变化趋势与生菜和甘薯相同，也与恒定ETRT试验的结果相似。

如同本文作出的假设一样，逐渐增加PPFD可以获得更高的ETR。但在试验中，為获得相同的ETR，试验中ETRT逐渐减小时所需的PPFD要高于ETRT逐渐增加时的PPFD。在甘薯和生菜的试验中，该现象非常明显。这可能是由于ETRT逐渐减小时ΦPSII较小造成的。所有供试作物的试验都观察到了同样的现象，也就是说为获得同样的ETR，试验后半段所需的PPFD要高于试验前半段。例如，在ETRT逐渐增加时，使ETR为30 ?mol/（m2·s）的PPFD为

145 ?mol/（m2·s），而当ETRT逐渐减小的时候，维持同样的ETR所需要的PPFD为265 ?mol/（m2·s）。该结果表明ETRT逐渐增加时的ΦPSII高于ETRT逐渐减小时的ΦPSII。

在试验最初的8 h中，所有试验的ΦPSII随着ETRT和PPFD的增加而减小。这个现象在石柑和甘薯的试验中非常明显，这是因为该试验中所使用的PPFD比生菜的更高。另外，ΦPSII也伴随着NPQ的增加而下降，这是PPFD增加所导致的一个典型反应。但是，由于生菜和石柑的NPQ在ETRT逐渐减小时的下降速率较快，该期间ΦPSII随NPQ增加而减少的速率要比ETRT逐渐增加时要慢。甘薯ΦPSII随NPQ的变化模式不同于生菜和石柑，NPQ在试验最初的11 h内都在持续增加，这是因为对ΦPSII和叶黄素循环的短期和长期管理与植物种类和品种相关。

在试验的后半阶段，伴随着NPQ的下降，生菜和石柑的ΦPSII出现小幅增加。在同样的NPQ下，试验最初的8 h，即ETRT逐渐增加时的ΦPSII要高于ETRT逐渐减小时的ΦPSII。但在甘薯试验中，ETRT逐渐减小时，ΦPSII与NPQ的关系与ETRT逐渐增加时的关系类似。

在实施光照前的1 h，所有试验的Fv/Fm逐渐减小。这表明每隔2 min测量一次叶绿素荧光会对被测试叶片的生理状态产生显著的不良影响。而当14 h后结束光照的时候，NPQ已经恢复到光照实施前的水平，而Fv/Fm还没有恢复到正常叶片的水平。该结果表明Fv/Fm的减小与NPQ无关。

在试验后半阶段ETRT和PPFD逐渐减小时，较低的Fv/Fm与较慢的ΦPSII增加速率相一致。ΦPSII长期处于较低的水平可能是由于叶黄素循环色素水平持续增加，长期光抑制促进玉米黄素的积累滞留而造成的。因此，与ETRT逐渐减小期间相比，在ETRT逐渐增大期间维持同样的ETR需要更高的PPFD。一般当NPQ长期处于较高水平时，叶黄素的积累会比较明显。但该现象并没有在生菜和石柑的试验中观察到。这表明生菜和石柑试验中NPQ和ΦPSII的变化关系，在ETRT增加和下降期间所出现的差异并不是由于较高的NPQ造成的，而是由光抑制造成的。PSII反应中心对光非常敏感，其关键蛋白D1蛋白质容易在强光下发生降解，导致光反应中心受到破坏。考虑到D1蛋白的修复需要数个小时，发生光抑制叶片的ΦPSII和ETR会长期处于较低水平。

使用熒光测量可以很容易辨别ΦPSII的减小是由于NPQ上调引起还是光抑制所造成的。NPQ上调会降低Fm，但ΦPSII的减少却可能是由Fm降低或Fs升高造成的。根据石柑和生菜的试验结果，即使PPFD下降，植物叶片Fs仍长时间处于较高水平。因此，试验中ΦPSII的减少是由于光抑制造成的。这是由于在进行荧光测量的时候必须使用高光强的饱和脉冲光。即使饱和光脉冲仅仅持续1 s，但植物频繁暴露于饱和光脉冲时，就会出现光抑制。根据试验NPQ在相对稳定的PPFD下变化较为缓慢的结果，Fm一般不会快速变化。在该情况下可以通过增加Fs测量次数，而减少Fm测量次数来计算ΦPSII。

优化照明的应用前景

本研究旨在开发一种生物反馈系统，该系统不仅可用来监测植物叶片ΦPSII和ETR，还能利用上述信息调节PPFD来获得稳定的ETR。在未来的工作将会关注如何使用该系统来提高作物产量。通过开发包含ETR、ΦPSII、NPQ和电价的控制函数，不仅提出合理的控制方法，还能提出经济上的最优光照水平。该方法不仅可应用于垂直农场，还能用于温室补光。当温室内太阳光照不断的变化时，可利用生物反馈系统不断调节补光强度，由此获得较高的补光效率。

结论

叶绿素荧光测试是监测植物生长情况的有力工具。在本试验中，可根据实时测量的ΦPSII和PPFD，通过生物反馈系统将生菜、甘薯和石柑的ETR进行有效调控。由于较高的ETR常伴随着较低的ΦPSII。所以，提高将电能转化叶绿体内传递电子的效率将会有助于发现减轻植物NPQ和光抑制的方法。叶绿体荧光测量不仅可以用来控制ΦPSII和ETR，也可以用来判断是NPQ还是光抑制导致ΦPSII减小。本试验开发的生物反馈控制系统可以用来使植物叶片保持良好的生理活性，在农业环境的控制或植物生理学的基础研究中都有一定的应用潜力。但在应用中要注意Fm的测量次数不能过于频繁，这样会对叶片造成生理伤害，并导致ΦPSII和ETR降低。

（摘译自：Marc W van I， Geoffrey W， Michael T M， et al. A Chlorophyll Fluorescence-based Biofeedback System to Control Photosynthetic Lighting in Controlled Environment Agriculture[J]. Journal of the American Society for Horticultural Science， 2016， 141（2）：169-176.）