酶法合成单脂肪酸甘油酯的反应体系研究进展

王瑞，张桂菊*，邓成龙，王肖彦，徐宝财*

1(北京工商大学 食品学院，北京市食品风味化学重点实验室，北京市食品添加剂工程技术研究中心，北京，100048) 2 (北京理工大学 化学与化工学院，北京，100081)

酶法合成单脂肪酸甘油酯的反应体系研究进展

王瑞1，张桂菊1*，邓成龙2，王肖彦1，徐宝财1*

1(北京工商大学 食品学院，北京市食品风味化学重点实验室，北京市食品添加剂工程技术研究中心，北京，100048) 2 (北京理工大学 化学与化工学院，北京，100081)

由于反应条件温和、选择性高、安全环保，酶法合成单脂肪酸甘油酯近年来受到了科学家们的广泛关注。单脂肪酸甘油酯的酶法合成工艺关键在于反应过程中酶活性的保持以及反应底物的混溶性，即酶催化反应体系的选择与调控。文中重点介绍了常见的酶催化反应体系在酶法合成单脂肪酸甘油酯中的应用研究进展，主要包括有机溶剂体系、反胶束体系、无溶剂体系、超临界流体体系和离子液体体系等。最后，对酶法合成单脂肪酸甘油酯的反应体系作了总结和展望。

单脂肪酸甘油酯；酶法合成；反应体系

单脂肪酸甘油酯是一种重要的非离子乳化剂，具有乳化、分散、抑菌等作用，广泛应用于食品、化妆品、医药等行业，其中绝大部分应用于食品工业。目前，工业上生产单脂肪酸甘油酯主要采用化学合成法，即在高温(220 ～260 ℃)及碱催化剂的条件下，由动植物油脂经甘油解反应制得[1]。该方法反应温度高、耗能大，而且副反应多，产品质量差、颜色深，所得产物为单、双、三脂肪酸甘油酯的混合物，单脂肪酸甘油酯的含量一般为45%～60%，如需获得纯度90%以上的单脂肪酸甘油酯，需要经过分子蒸馏进行提纯，能耗和成本高[2-4]。

酶法合成单脂肪酸甘油酯是通过脂肪酸及其衍生物与甘油在脂肪酶的催化作用下反应，方法主要包括酯化法、水解法、酯交换法及甘油解法[5]。与化学合成法相比，酶法合成单脂肪酸甘油酯由于反应条件温和(温度一般低于80 ℃)、能耗低、反应选择性好、产品纯度和安全性高、无环境污染问题等优点受到科学家们的广泛关注[6-11]。但是，在较低的温度条件下亲水性的反应底物甘油与亲脂性的脂肪酸及其衍生物(如油脂)的互溶性差，导致酶法合成单脂肪酸甘油酯的反应效率较低[12]。另外，酶的活性和稳定性也需要适宜的反应体系来保证。因此，反应体系的选择对于酶法合成单脂肪酸甘油酯的研究至关重要[13]。本文对酶法合成单脂肪酸甘油酯的常见反应体系如有机溶剂体系、反胶束体系、无溶剂体系、超临界流体、离子液体等反应体系的最新研究进展进行了介绍，对不同反应体系的优势及存在的问题进行了总结和分析。

1 有机溶剂体系

有机溶剂体系又称为微水相酶催化体系或非水相催化体系。20世纪60年代，科学家们研究发现酶在有机溶剂中仍具有催化活性[14]，而且某些酶在近乎无水的环境下仍然具有催化活性，甚至稳定性有所提高[15]。酶催化法合成单脂肪酸甘油酯的体系中，底物混溶性差，通过加入有机溶剂，可以增加底物溶解度、提高反应物的混溶性、降低黏度，从而提高反应物的转化率及加快反应速率。可用于酶催化反应体系的有机溶剂很多，如氯仿、正己烷、正庚烷、异辛烷、丙酮、甲苯、异丙醇、叔丁醇、叔戊醇等[16]。

DAMSTRUP等[17]研究了叔丁醇、叔戊醇等13种有机溶剂对甘油解反应制备单脂肪酸甘油酯产率的影响。研究发现，有机溶剂亲水性的大小对酶催化反应有较大的影响，总的来说在亲水性溶剂中单脂肪酸甘油酯的产率普遍高于疏水性溶剂，当辛醇-水分配系数(log P)低于1时单脂肪酸甘油酯的产率较高。其中叔丁醇效果最好，其次是叔戊醇，单脂肪酸甘油酯的含量可达68%～82%。NAIK等[18]研究了在不同溶剂中进行脂肪酶(Fermase CALB 10000)催化葵花籽油的甘油解反应，也得出了类似的研究结果。在所选用的9种有机溶剂中，叔丁醇和叔戊醇优于其他溶剂(乙醇、丙酮、正己烷、氯仿等)，其中叔丁醇作为溶剂时，单脂肪酸甘油酯的产率可达80%。

因此，科学家们关于单(双)脂肪酸甘油酯的酶催化合成研究绝大多数均采用叔丁醇或叔戊醇作为反应的有机溶剂。如DAMSTRUP等[19]和SOLAESA等[20]用叔戊醇作为溶剂，以葵花籽油和沙丁鱼油与甘油进行脂肪酶催化甘油解反应，单脂肪酸甘油酯的含量达67%和76%。VOLL等[21]和KRÜGER等[22]用叔丁醇作为溶剂，以橄榄油和甘油进行脂肪酶催化甘油解反应，单脂肪酸甘油酯的含量达65%和53%。邓成龙等[23]以叔丁醇作为反应溶剂，月桂酸三甘油酯为原料经过脂肪酶催化甘油解反应合成月桂酸单甘油酯，并采用响应面分析法优化工艺条件，得到月桂酸单甘油酯产率达到81%。吴望波等[24]在叔丁醇体系中，采用脂肪酶催化月桂酸甲酯与甘油进行酯交换反应制备单月桂酸甘油酯，得到单月桂酸甘油酯的质量分数为72%，经提纯后终产物中单月桂酸甘油酯的质量分数高于95%。

但是，叔丁醇的熔点比较高(25.7 ℃)，熔点与沸点之间的温差约为57 ℃，通过传统的蒸馏、冷凝技术来回收体系中的叔丁醇是比较困难的，会增加连续操作的难度，不利于溶剂回收和重复利用。而叔戊醇的价格昂贵，为了解决这些问题，科学家们尝试二元溶剂体系的开发和研究。通过往叔丁醇中添加其他溶剂作为辅助溶剂的方法，可获得低熔点的混合溶剂，并降低成本。

DAMSTRUP等[25]综合考虑溶剂毒性、价格、熔沸点以及单脂肪酸甘油酯的产率等因素，发现叔丁醇和叔戊醇是较理想的混合溶剂体系。利用叔丁醇与叔戊醇(80∶20，v/v)二元混合溶剂作为反应介质，脂肪酶催化葵花籽油和甘油进行甘油解反应，单脂肪酸甘油酯的产率在反应20 min后就可达到47%～56%，而且溶剂在蒸馏、冷凝过程容易处理。MAJID等[26]在叔丁醇与正己烷(1∶1，v/v)的二元混合溶剂中，利用粗棕榈油与甘油进行甘油解反应合成单脂肪酸甘油酯，产率最高可达74%。CETINA等[27]在丙酮和异辛烷(0.25∶0.75，v/v)混合溶剂中，研究三油精与甘油进行甘油解反应制备单油酸甘油酯，最优条件下产率可达68%。

有机溶剂体系，尤其是混合溶剂体系作为酶催化合成单脂肪酸甘油酯的反应介质可以有效地解决底物互溶性差的问题，可获得较理想的单脂肪酸甘油酯产率，还有利于进行连续化工业生产。但是有机溶剂体系也存在诸多缺点，如有机溶剂可能对脂肪酶产生不可预期的危害，因此对溶剂的种类和纯度要求很高；必须进行额外的分离步骤，增加成本，而且残留的有机溶剂可能会影响产品的品质，若单脂肪酸甘油酯产品用于医药或食品领域，将会受到限制。

2 反胶束体系

反胶束体系是由表面活性剂(有时需加助表面活性剂)、有机溶剂和水构成的宏观均匀、微观多相的热力学稳定体系。在有机相中，表面活性剂的极性头部朝内、非极性尾部朝外，水相以纳米尺寸的水滴形式被包裹在内部形成“水池”，得到近似于生物体细胞内的微环境。用于催化反应的酶可以溶解于纳米水池中，避免与有机相直接接触，保护酶的催化活性和稳定性，还可以排除反应底物或产物对酶活性的抑制作用。

反胶束中最常用的表面活性剂是丁二酸二异辛酯磺酸钠(AOT),它是一种具有双尾结构的阴离子表面活性剂，不需要添加任何助表面活性剂即可形成稳定的反胶束体系，常用作酶催化合成单脂肪酸甘油酯的反应介质。ITABAIANA等[28]采用硬脂酸与丙酮缩甘油在AOT/异辛烷反胶束体系中进行脂肪酶催化酯化反应制备单硬脂酸甘油酯，反应仅30 min产率即可达80%。查宝萍等[29]在AOT反向微乳液体系中，用固定化脂肪酶(Novozym 435)催化椰子油与甘油进行甘油解反应制备单脂肪酸甘油酯，在优化条件下单酯含量可达63%。PARK等[30]在AOT与不同有机溶剂形成的反胶束体系中，采用羧酸酯酶催化癸酸与甘油进行酯化反应制备1-单癸酸甘油酯。研究发现羧酸酯酶在AOT/异辛烷反胶束体系中，催化活性最高，在最优条件下1-单癸酸甘油酯的产率可达80%以上。

但是由于酶与阴离子型AOT之间会产生强烈的静电和疏水作用，导致酶在反胶束体系中的催化活性和稳定性降低[31-32]。为了解决这个问题，可以对AOT进行化学修饰，在其分子中引入非极性基团，以达到提高反胶束体系中酶活性的目的；也可以对酶蛋白分子进行化学修饰，以减弱酶与AOT之间的相互作用。近年来，许多科学家向AOT反胶束体系中加入非离子表面活性剂(Tween系列、脂肪醇聚氧乙烯醚等)以及较小相对分子质量的聚乙二醇(PEG)等，可减弱酶与AOT之间的静电与疏水作用，从而提高酶的活性，同时还可减少表面活性剂的用量[33-37]。

反胶束体系中酶的催化活性近似于水溶液中，具有类似的反应机制；反胶束为酶催化反应提供巨大的相界面，有利于催化反应中的底物和产物在有机相和“水池”间的转移，从而提高酶催化反应的速率。反胶束体系作为改善酶的催化性能的重要介质，适用于酶催化反应的高效反胶束体系是科学家们的研究热点。另外，目前用于反胶束体系的表面活性剂多为化学合成表面活性剂，而生物表现活性剂则以其独特的结构、安全无毒、可生物降解等优点引起了科学家们的极大兴趣。

3 无溶剂体系

无溶剂体系一般指的是不加任何有机溶剂的微水体系，可以避免有机溶剂的副作用，更符合绿色化学的宗旨，通过无溶剂体系制备高产率的单脂肪酸甘油酯也是目前研究人员尝试突破的方向之一。

FELTES等[38]以鱼油和甘油作为原料，在无溶剂条件下，脂肪酶Novozym 435作为催化剂，反应24 h后，单脂肪酸甘油酯含量为25%。曾哲灵等[39]利用自制的胰脂肪酶催化樟树籽仁油与甘油反应合成中碳链单脂肪酸甘油酯，在无溶剂条件下反应30 h后，中碳链单脂肪酸甘油酯混合物的产率可达53%。FERNANDES等[40]通过研究无溶剂体系中脂肪酶催化饱和脂肪酸与甘油的酯化反应，评价了3种固定化脂肪酶(Lipozyme RM IM，Lipozyme TL IM和Novozym 435)的合成效果，发现在Lipozyme RM IM催化作用下单脂肪酸甘油酯和双脂肪酸甘油酯的产率较高。通常情况下，不管是酶催化酯化反应还是甘油解反应，在无溶剂体系中获得双脂肪酸甘油酯的产率比单脂肪酸甘油酯更高，因此常用于制备双脂肪酸甘油酯[41-42]。

无溶剂体系中，酶催化反应时间长，单脂肪酸甘油酯产率低，主要是由于甘油与油相的混溶性差，反应体系黏度大。另外，无溶剂体系中酶粉不易直接分散，需配制成酶溶液使用，底物与酶溶液不互溶，容易分层，形成多相体系，导致酶与反应底物之间接触面积小。为了克服这个问题，在无溶剂体系中加入表面活性剂，可使底物的混溶性增加，降低传质效应，促进酶催化反应的顺利进行。

FIAMETTI等[43]在加入了AOT的无溶剂体系中，研究了脂肪酶Novozym 435催化橄榄油甘油解反应合成单脂肪酸甘油酯。结果表明，增加酶用量和AOT用量，降低搅拌速率有利于甘油解反应的进行，改变反应温度对单脂肪酸甘油酯的产率影响不大。反应时间仅2 h，单脂肪酸甘油酯的产率可达55%。VALERIO等[44]在添加了表面活性剂的无溶剂体系中研究脂肪酶Novozym 435催化橄榄油甘油解合成单脂肪酸甘油酯的反应。通过比较Tween 40、Tween 65、Tween 80、Tween 85、Triton X-100和卵磷脂等表面活性剂，发现在添加了Tween 65的无溶剂体系中单脂肪酸甘油酯的产率更高。

无溶剂体系具有不受有机溶剂污染、底物浓度大等优点。产品后处理简单，环境污染小，对酶的活性、选择性影响不大。但是存在底物黏度大、反应操作困难、反应速度慢、单脂肪酸甘油酯产率低等缺点。通过添加表面活性剂，可以改善底物的混溶性，缩短反应时间，但是由于表面活性剂的乳化作用增加了产品分离的难度。

4 超临界流体体系

超临界流体是处于临界温度和临界压力以上的气体，它的许多物理化学性质介于气体和液体之间，溶解能力和传热系数力接近于液体，黏度和扩散系数接近于气体。同时超临界流体的黏度、密度、扩散系数、溶解能力等性质随温度和压力的变化很大，可以通过调节温度和压力来调节超临界流体的性质。常用的超临界流体CO2、SO2、C2H4、C2H6、C3H8、C4H10等，其中CO2最为常见，主要是因为CO2的高溶解性、高扩散性，且它的临界温度和压力都比较低，无毒、无污染、价廉，在减压或升温下，CO2呈气体逸出，易于分离和回收。由于超临界化学反应能加快反应速率、提高反应物的转化率和产物的选择性，受到科学家们的广泛关注。

JACKSON等[45]在超临界CO2体系中， 研究了脂肪酶催化大豆油与甘油进行甘油解反应制备单脂肪酸甘油酯。可通过控制超临界CO2的密度来调节反应底物和产物的溶解度，底物的流速对产物的产率也有较大的影响，适当控制底物的流速，单脂肪酸甘油酯产率最高可达87%。MOQUIN等[46]以菜籽油和甘油为原料，在超临界CO2体系中脂肪酶催化甘油解反应制备单脂肪酸甘油酯，反应平衡后产率66%～71%。

超临界CO2的临界压力为7.38 MPa，酶催化反应中实际操作压力较高，一般为10～30 MPa[47]，对设备要求高，能耗大，增加了单脂肪酸甘油酯的生产成本。VALÉRIO等[48]研究了在压缩正丁烷中，酶催化橄榄油与甘油进行甘油解反应合成单脂肪酸甘油酯，反应条件温和(温度70 ℃，压力1 MPa)，反应2 h单脂肪酸甘油酯的产率可达70%。结果表明压缩正丁烷具有很好的溶剂性能，在压缩正丁烷中进行脂肪酶催化甘油解反应可能是常规溶剂以及超临界CO2的潜在替代方法。

另外，酶在超临界流体中的活性和稳定性是开发和应用绿色、环保的酶催化工艺过程的关键和理论基础。研究发现，除了是绿色高效的反应溶剂外，超临界流体在一定条件下还能提高酶的活性和稳定性。MELGOSA等[49]研究了超临界CO2对4种商品脂肪酶活性的影响，结果表明游离脂肪酶Palatase 20 000 L和Lipozyme CALB L在适宜的条件下活性得到了增强，如Palatase 20000 L，在50 ℃、15 MPa条件下酶活性提高了35%，但是温度和压力过高会导致酶活性降低。对于固定化脂肪酶Lipozyme RM IM和Lipozyme 435，改变温度和压力酶活性保持不变或者降低。SENYAY-ONCEL等研究发现，经过超临界CO2处理之后的固定化α-淀粉酶和蛋白酶的活性和稳定性都得到了提高[50-52]。PENG等[53]研究了果胶酶在超临界CO2中的活性与稳定性，结果表明在压力低于15 MPa时果胶酶的活性与稳定性得到了显著的提高，其中压力等于15 MPa时果胶酶的活性与稳定性最佳。但是反应温度从30 ℃增加到90 ℃过程中，果胶酶的活性与稳定性持续降低。在15 MPa、40 ℃条件下，观察时间从0.5～4.0 h，果胶酶一直保持着优异的活性与稳定性。因此，酶在超临界流体中的活性和稳定性与超临界流体的温度、压力有关，与酶本身的结构和性质有关，还与酶是游离还是固定化有关系。

5 离子液体体系

离子液体是一种环境友好型反应介质，无色、无臭；几乎没有蒸气压,不挥发；有较高的热稳定性和化学稳定性；通过阴阳离子的设计可调节其对反应底物的溶解性；后处理简单，可重复利用。另外离子液体可提高脂肪酶的活性和稳定性，从而提高酶催化反应的速率及反应选择性等，因此在酶催化酯类化合物的合成中应用广泛[54-59]。

GUO等[60-61]首次以离子液体作为反应介质，脂肪酶催化油脂和甘油进行甘油解反应制备单脂肪酸甘油酯，油脂的转化率接近100%，单脂肪酸甘油酯的产率达90%，远远优于常规的有机溶剂。研究发现，离子液体的两亲结构能增加油脂和甘油的混溶性，并且反应平衡向有利于生成单脂肪酸甘油酯的方向移动。通过改变不同的油脂，验证了该工艺的普遍有效性。同时，脂肪酶在反应中具有优异的操作稳定性，且离子液体可重复利用。因此，该方法为单脂肪酸甘油酯的酶催化合成提供了一种新的环境友好的解决方案，具有潜在的工业应用价值。KAHVECI等[62]在二元离子液体体系中，研究了脂肪酶催化三油精与甘油进行甘油解反应制备双脂肪酸甘油酯，在最佳反应条件下，三油精的转化率约90%，双脂肪酸甘油酯的产率可达70%。另外，通过改变不同的二元离子液体体系，可以提高三油精的转化率和双脂肪酸甘油酯的产率，同时减少单脂肪酸甘油酯的生成。

通过改变不同阴阳离子的自由组合，会使离子液体产生不同的溶剂性质，如疏水性、极性、黏度、氢键强度等，这些溶剂性质的改变将会对酶催化反应产生影响，如：破坏酶分子周围的微水相环境,从而改变脂肪酶的空间构象；透过微水相环境，与脂肪酶直接作用，改变其活性位点；与反应底物和产物间的相互作用,改变两者在两相间的分配行为[63-64]。

6 结束语

随着生物技术的快速发展，以及人们对环保意识和食品安全性意识的增强，酶法合成单脂肪酸甘油酯具有很大的优势和发展潜力。目前酶法合成单脂肪酸甘油酯的工艺还处于实验室研究阶段，研究适于酶法合成单脂肪酸甘油酯的绿色高效的反应介质是实现工业化应用的关键。有机溶剂作为酶催化反应的介质，具有提高反应速率、反应条件温和等优势，但是存在副反应多、反应选择性较低以及危害人体健康和污染环境等缺点，而且有机溶剂可能会对酶活性产生不利的影响。反胶束体系中酶处于其内部的微水环境，避免与有机相直接接触，可以保护甚至提高酶的催化活性和稳定性，是酶法合成单脂肪酸甘油酯较为理想的反应介质。但是也会用到异辛烷、正己烷等挥发性的有机溶剂，对人体和环境的危害也不容忽视。采用生物表面活性剂替代化学合成的表面活性剂形成反胶束体系的酶催化反应研究将是未来研究的热点。无溶剂体系不采用任何有机溶剂，安全环保，但是体系黏度大，底物混溶性差，反应速率慢，转化率和产率较低。可加入表面活性剂改善底物的混溶性，但是后处理过程较复杂。超临界流体体系对底物的溶解性强，可加快酶催化反应速率、提高反应物的转化率和产物的选择性，但是运行成本较高，不利于大规模工业化生产。离子液体作为酶催化反应的环境友好型介质，可增强脂肪酶的活性和稳定性，提高酶催化反应的速率及反应选择性等，广泛用于酶催化反应研究，但是有关离子液体中单脂肪酸甘油酯酶法合成研究报道相对较少，有待深入研究。

[1] SONNTAG N O V.Glycerolysis of fats and methyl esters:status,review,and critique[J].Journal of the American Oil Chemists′ Society,1982,59(10):795A-802A.DOI:10.1007/BF02634442.

[2] 梁准成,杨继国,刘冬蕲,等.月桂酸衍生物的合成与抑菌性的比较研究[J].现代食品科技,2015,31(3):84-90.DOI:10.13982/j.mfst.1673-9078.2015.3.015.

[3] NOUREDDINI H,HARKEY D W,GUTSMAN M R.A continuous process for the glycerolysis of soybean oil[J].Journal of the American Oil Chemists′ Society,2004,81(2):203-207.DOI:10.1007/s11746-004-0882-y.

[4] 张震.固体碱催化剂催化制备单甘酯的研究[D].广州:暨南大学,2014.

[5] 张桂菊,徐宝财,赵秋瑾,等.酶催化法合成食品乳化剂的研究进展[J].食品安全质量检测学报,2014,5(1):115-122.

[6] SINGH A K,MUKHOPADHYAY M,SINGH A K,et al.Response surface methodology for optimizing the glycerolysis reaction of olive oil byCandidarugosalipase[J].Chemical Industry & Chemical Engineering Quarterly,2012,20(1):127-134.DOI:10.2298/CICEQ120626117S.

[7] FELTES M M C,OLIVEIRA D D,BLOCK J M,et al.The production,benefits,and applications of monoacylglycerols and diacylglycerols of nutritional interest[J].Food and Bioprocess Technology,2013,6(1):17-35.DOI:10.1007/s11947-012-0836-3.

[8] WANG Xiao-san,WANG Xing-guo,JIN Qing-zhe,et al.Improved synthesis of monopalmitin on a large scale by two enzymatic methods[J].Journal of the American Oil Chemists′ Society,2013,90(10):1 455-1 463.DOI:10.1007/s11746-013-2291-3.

[9] MANGAS-SNCHEZ J,SERRANO-ARNALDOS M,ADLERCREUTZ P.Effective and highly selective lipase-mediated synthesis of 2-monoolein and 1,2-diolein in a two-phase system[J].Journal of Molecular Catalysis B:Enzymatic,2015,112:9-14.DOI:10.1016/j.molcatb.2014.11.014.

[11] KESKIN H,KOCAK Y D,MUCUK H N,et al.Valorization of olive pomace oil with enzymatic synthesis of 2-monoacylglycerol[J].Journal of Food Science,2016,81(4):C841-C848.DOI:10.1111/1750-3841.13246.

[12] YANG T,REBSDORF M,ENGELRUD U,et al.Enzymatic production of monoacylglycerols containing polyunsaturated fatty acids through an efficient glycerolysis system[J].Journal of Agricultural & Food Chemistry,2005,53(5):1475-1481.DOI:10.1021/jf048405g.

[13] SOLAESA á G,SANZ M T,MELGOSA R,et al.Substrates emulsification process to improve lipase-catalyzed sardine oil glycerolysis in different systems.Evaluation of lipid oxidation of the reaction products[J].Food Research International,Available online 21 July 2017.DOI:10.1016/j.foodres.2017.07.048.

[14] DASTOLI F R,MUSTO N A,PRICE S.Reactivity of active sites of chymotrypsin suspended in an organic medium[J].Archives of Biochemistry & Biophysics,1966,115(1):44-47.DOI:10.1016/S0003-9861(66)81035-4.

[15] ZAKS A,KLIBANOV A M.Enzyme-catalyzed processes in organic solvents[J].Annals of the New York Academy of Sciences,1985,82(10):3 192-3 196.

[16] GHALY A E,DAVE D,BROOKS M S,et al.Production of biodiesel by enzymatic transesterification:review[J].American Journal of Biochemistry & Biotechnology,2010,6(2):54-76.

[17] DAMSTRUP M L,JENSEN T,SPARSO F V,et al.Solvent optimization for efficient enzymatic monoacylglycerol production based on a glycerolysis reaction[J].Journal of the American Oil Chemists′ Society,2005,82(8):559-564.DOI:10.1007/s11746-005-1109-y.

[18] NAIK M K,NAIK S N,AND MOHANTY S.Enzymatic glycerolysis for conversion of sunflower oil to food based emulsifiers[J].Catalysis Today,2014,237(6):145-149.DOI:10.1016/j.cattod.2013.11.005.

[19] DAMSTRUP M L,JENSEN T,SPARSO F V,et al.Production of heat-sensitive monoacylglycerols by enzymatic glycerolysis in tert-pentanol:process optimization by response surface methodology[J].Journal of the American Oil Chemists′ Society,2006,83(1):27-33.DOI:10.1007/s11746-006-1171-5.

[20] SOLAESAG,SANZ M T,FALKEBORG M,et al.Production and concentration of monoacylglycerols rich in omega-3 polyunsaturated fatty acids by enzymatic glycerolysis and molecular distillation[J].Food Chemistry,2016,190:960-967.DOI:10.1016/ j.foodchem.2015.06.061.

[21] VOLL F,KRÜGER R L,CASTILHOS F D,et al.Kinetic modeling of lipase-catalyzed glycerolysis of olive oil[J].Biochemical Engineering Journal,2011,56(3):107-115.DOI:10.1016/j.bej.2010.11.005.

[22] KRÜGER R L,ALEXSRA V,MANUELA B,et al.Improvement of mono and diacylglycerol production via enzymatic glycerolysis in tert-butanol system[J].European Journal of Lipid Science & Technology,2010,112(8):921-927.DOI:10.1002/ejlt.200900253.

[23] 邓成龙,张桂菊,吴望波,等.响应面法优化月桂酸单甘油酯的酶催化合成工艺[J].日用化学工业,2016,46(7):377-381.DOI:10.13218/j.cnki.csdc.2016.07.003.

[24] 吴望波,张桂菊,王瑞,等.高纯度单月桂酸甘油酯的酶催化合成[J].精细化工,2016,33(8):909-914.DOI:10.13550/j.jxhg.2016.08.012.

[25] DAMSTRUP M L,ABILDSKOV J,KIIL S,et al.Evaluation of binary solvent mixtures for efficient monoacylglycerol production by continuous enzymatic glycerolysis[J].Journal of Agricultural and Food chemistry,2006,54:7 113-7 119.DOI:10.1021/jf061365r.

[26] MAJID N,CHEIRSILP B.Optimal conditions for the production of monoacylglycerol from crude palm oil by an enzymatic glycerolysis reaction and recovery of carotenoids from the reaction product[J].International Journal of Food Science & Technology,2012,47(4):793-800.DOI:10.1111/j.1365-2621.2011.02909.x.

[27] CETINA D M,GIRALDO G I,ORREGO C E.Application of response surface design to solvent,temperature and lipase selection for optimal monoglyceride production[J].Journal of Molecular Catalysis B:Enzymatic,2011,72(1-2):13-19.DOI:10.1016/j.molcatb.2011.04.017.

[28] ITABAIANA I,GONÇALVES K M,CORDEIRO Y M L,et al.Kinetics and mechanism of lipase catalyzed monoacylglycerols synthesis[J].Journal of Molecular Catalysis B:Enzymatic,2013,96:34-39.DOI:10.1016/j.molcatb.2013.06.

[29] ZHA Bao-ping,CHEN Zhong-wei,WANG Li,et al.Production of glycerol monolaurate-enriched monoacylglycerols by lipase-catalyzed glycerolysis from coconut oil[J].European Journal of Lipid Science and Technology,2014,116(3):328-335.DOI:10.1002/ejlt.201300243.

[30] PARK K M,KWON O T,AHN S M,et al.Characterization and optimization of carboxylesterase-catalyzed esterification between capric acid and glycerol for the production of 1-monocaprin in reversed micellar system[J].New Biotechnology,2009,27(1):46-52.DOI:10.1016/j.nbt.2009.11.004.

[31] CARVALHO C M L,MELO E P,COSTA S M B,et al.A steady-state fluorescence study of cutinase microencapsulated in AOT reversed micelles at optimal stability conditions[J].Biotechnology Letters,1999,21(8):673-681.DOI:10.1023/A:1005550213632.

[32] NAGAYAMA K,NISHIMURA R,DOI T,et al.Enhanced recovery and catalytic activity of Rhizopus delemar lipase in an AOT microemulsion system with guanidine hydrochloride[J].Journal of Chemical Technology & Biotechnology,1999,74(3):227-230.DOI:10.1002/(SICI)1097-4660(199903)74:3<227:AID-JCTB23>3.0.CO;2-K.

[33] SITI NORAZIMAH M-A,SITI HAMIDAH M-S,ROSHANIDA A R.Characteristic of binary mixtures AOT/tween 85 reverse micelle for amoxicillin solubilisation[J].Journal of Bionanoscience,2013,7(2):195-201.DOI:10.1166/jbns.2013.1114.

[34] VERMA K S,GHOSH K K.Activity,stability and kinetic parameters for alpha-chymotrypsin catalysed reactions in AOT/isooctane reverse micelles with nonionic and zwitterionic mixed surfactants[J].Journal of Chemical Sciences,2013,125(4):875-882.DOI:10.1007/s12039-013-0434-6.

[35] KUNDU K,PAUL B K.Physicochemical investigation of mixed surfactant reverse micelles:Water solubilization and conductometric studies[J].Colloids & Surfaces A Physicochemical & Engineering Aspects,2013,433:154-165.DOI:10.1016/j.colsurfa.2013.05.009.

[36] KUNDU K,PAUL B K.Physicochemical investigation of biocompatible mixed surfactant reverse micelles:II.Dynamics of conductance percolation,energetics of droplet clustering,effect of additives and dynamic light scattering studies[J].Journal of Chemical Thermodynamics,2013,63(8):148-163.DOI:10.1016/j.jct.2013.04.005.

[37] DU Chang-fei,WU Jie-qun,WANG Xue,et al.The thermodynamic properties of dynol-604/AOT mixed reverse micelles in isooctane[J].Journal of Solution Chemistry,2016,45(7):1 031-1 042.DOI:10.1007/s10953-016-0485-7.

[38] FELTES M M C,VILLENEUVE P,BARéA B,et al.Enzymatic production of monoacylglycerols (MAG) and diacylglycerols (DAG) from fish oil in a solvent-free system[J].Journal of the American Oil Chemists′ Society,2012,89(6):1057-1065.DOI:10.1007/s11746-011-1998-2.

[39] 曾哲灵,高道龙,龙俊敏,等.胰脂肪酶催化樟树籽仁油和甘油合成中碳链单甘油酯[J].中国油脂,2012,37(1):23-28.DOI:10.3969/j.issn.1 003-7 969.2012.01.006.

[40] FERNANDES J L N,DE SOUZA R O M A,DE VASCONCELLOS AZERADO R B.13C NMR quantification of mono and diacylglycerols obtained through the solvent-free lipase-catalyzed esterification of saturated fatty acids[J].Magnetic Resonance in Chemistry,2012,50(6):424-428.DOI:10.1002/mrc.3814.

[41] LIU Man-man,FU Jun-ning,TENG Ying-lai,et al.Fast production of diacylglycerol in a solvent free system via lipase catalyzed esterification using a bubble column reactor[J].Journal of the American Oil Chemists′ Society,2016,93(5):637-648.DOI:10.1007/s11746-016-2804-y.

[42] LIU Ning,WANG Yong,ZHAO Qiang-zhong,et al.Immobilisation of lecitase? ultra for production of diacylglycerols by glycerolysis of soybean oil[J].Food Chemistry,2012,134(1):301-307.DOI:10.1016/j.foodchem.2012.02.145.

[43] FIAMETTI K G,ROVANI S,OLIVEIRA D,et al.Assessment of variable effects on solvent-free monoacylglycerol enzymatic production in AOT surfactant[J].European Journal of Lipid Science and Technology,2008,110(6):510-515.DOI:10.1002/ejlt.200700304.

[44] VALÉRIO A,ROVANI S,TREICHEL H,et al.Optimization of mono and diacylglycerols production from enzymatic glycerolysis in solvent-free systems[J].Bioprocess and biosystems engineering,2010,33(7):805-812.DOI:10.1007/s00449-009-0402-1.

[45] JACKSON M A,KING J W.Lipase-catalyzed glycerolysis of soybean oil in supercritical carbon dioxide[J].Journal of the American Oil Chemists′ Society,1997,74(2):103-106.DOI:10.1007/s11746-997-0152-7.

[46] MOQUIN P H L,TEMELLI F,SOVOVá H,et al.Kinetic modeling of glycerolysis-hydrolysis of canola oil in supercritical carbon dioxide media using equilibrium data[J].Journal of Supercritical Fluids,2006,37(3):417-424.DOI:10.1016/j.supflu.2006.01.009.

[47] CIFTCI O N,TEMELLI F.Enzymatic conversion of corn oil into biodiesel in a batch supercritical carbon dioxide reactor and kinetic modeling[J].Journal of Supercritical Fluids,2013,75:172-180.DOI:10.1016/j.supflu.2012.12.029.

[48] VALÉRIO A,FIAMETTI K G,SUZIMARA R,et al.Enzymatic production of mono- and diglycerides in compressed n-butane and AOT surfactant[J].Journal of Supercritical Fluids,2009,49(2):216-220.DOI:10.1016/j.supflu.2009.02.001.

[49] MELGOSA R,SANZ M T,SOLAESA á G,et al.Enzymatic activity and conformational and morphological studies of four commercial lipases treated with supercritical carbon dioxide[J].Journal of Supercritical Fluids,2015,97:51-62.DOI:10.1016/j.supflu.2014.11.003.

[50] SENYAY-ONCEL D,YESIL-CELIKTAS O.Activity and stability enhancement of α-amylase treated with sub-and supercritical carbon dioxide[J].Journal of Bioscience & Bioengineering,2011,112(5):435-440.DOI:10.1016/j.jbiosc.2011.07.012.

[51] SENYAY-ONCEL D,YESIL-CELIKTAS O.Treatment of immobilized α-amylase under supercritical CO2,conditions:Can activity be enhanced after consecutive enzymatic reactions?[J].Journal of Molecular Catalysis B:Enzymatic,2013,91:72-76.DOI:10.1016/j.molcatb.2013.03.003.

[52] SENYAY-ONCEL D,KAZAN A,YESIL-CELIKTAS O.Processing of protease under sub-and supercritical conditions for activity and stability enhancement[J].Biochemical Engineering Journal,2014,92:83-89.DOI:10.1016/j.bej.2014.06.021.

[53] PENG Yi-kang,SUN Long-long,SHI Wei,et al.Investigation of enzymatic activity,stability and structure changes of pectinase treated in supercritical carbon dioxide[J].Journal of Cleaner Production,2016,125:331-340.DOI:10.1016/j.jclepro.2016.03.058.

[54] FINDRIK Z,MEGYERI G,GUBICZA L,et al.Lipase catalyzed synthesis of glucose palmitate in ionic liquid[J].Journal of Cleaner Production,2016,112:1 106-1 111.DOI:10.1016/j.jclepro.2015.07.098.

[55] LIN Xiao-sheng,WEN Qing,HUANGZe-ling,et al.Impacts of ionic liquids on enzymatic synthesis of glucose laurate and optimization with superior productivity by response surface methodology[J].Process Biochemistry,2015,50(11):1 852-1 858.DOI:10.1016/j.procbio.2015.07.019.

[56] MAI N L,AHN K,BAE S W,et al.Ionic liquids as novel solvents for the synthesis of sugar fatty acid ester[J].Biotechnology Journal,2014,9(12):1565-1572.DOI:10.1002/biot.201400099.

[57] ZHANG Kai-pei,LAI Jing-qi,HUANG Ze-ling,et al.Penicillium expansum lipase-catalyzed production of biodiesel in ionic liquids[J].Bioresource Technology,2011,102(3):2 767-2 772.DOI:10.1016/j.biortech.2010.11.057.

[59] PAN Qiu-yue,YANG Li-ping,MENG Xiang-he.Optimization of enzymatic synthesis of tricaprylin in ionic liquids by response surface methodology[J].Journal of the American Oil Chemists′ Society,2013,90(4):501-509.DOI:10.1007/s11746-012-2186-8.

[60] GUO Zheng,XU Xue-bing.New opportunity for enzymatic modification of fats and oils with industrial potentials[J].Organic & Biomolecular Chemistry,2005,3(14):2615-2619.DOI:10.1039/B506763D.

[61] GUO Zheng,XU Xue-bing.Lipase-catalyzed glycerolysis of fats and oils in ionic liquids:a further study on the reaction system[J].Green Chemistry,2006,8(1):54-62.DOI:10.1039/B511117J.

[62] KAHVECI D,ZHENG G,?ZC?ELI?K B,et al.Optimisation of enzymatic synthesis of diacylglycerols in binary medium systems containing ionic liquids[J].Food Chemistry,2010,119(3):880-885.DOI:10.1016/j.foodchem.2009.07.040.

[63] 李晶,王俊,张磊霞,等.离子液体中脂肪酶催化酯类合成的新进展[J].有机化学,2012,32(7):1 186-1 194.DOI:10.6023/cjoc1110191.

[64] FISCHER F,MUTSCHLER J,ZUFFEREY D.Enzyme catalysis with small ionic liquid quantities[J].Journal of Industrial Microbiology & Biotechnology,2011,38(4):477-487.DOI:10.1007/s10295-010-0908-1.

Researchprogressonthereactionsystemoffattyacidmonoglyceridesbyenzymaticsynthesis

WANG Rui1,ZHANG Gui-ju1*,DENG Cheng-long2,WANG Xiao-yan1,XU Bao-cai1*

1 (School of Food and Chemical Engineering,Beijing Key Laboratory of Flavor Chemistry,Beijing Engineering and Technology Research Center of Food Additives,Beijing Technology and Business University,Beijing 100048,China) 2 (School of Chemistry and Chemical Engineering,Beijing Institute of Technology,Beijing 100081,China)

Lipase-catalyzed synthesis of fatty acid monoglycerides has obtained a lot of research interests in recent years due to its mild reaction conditions,high selectivity,safety and greens environmental protection.The key to the enzymatic synthesis of fatty acid monoglycerides is the maintenance of enzyme activity and the miscibility of the reaction substrates during the reaction,that is,the selection and regulation of the enzymatic reaction system.The research progress on several enzymatic reaction systems of enzymatic synthesis of fatty acid monoglycerides is mainly introduced herein,such as organic solvent system,reverse micellar system,solvent-free system,supercritical fluid system and ionic liquid system.Finally,the advantages and disadvantages of aforementioned enzymatic reaction systems were summarized and forecasted.

fatty acid monoglycerides; reaction system; lipase-catalyzed synthesis

10.13995/j.cnki.11-1802/ts.015527

硕士研究生(张桂菊副教授和徐宝财教授为共同通讯作者，E-mail:zhangguiju@th.btbu.edu.cn; xubaoc@btbu.edu.cn)。

国家自然科学基金项目(21676003)；国家重点研发计划项目(2017YFB0308701)；北京市教委科技计划重点项目(KZ201510011010)；北京市教委市属高校创新能力提升计划项目(TJSHG201510011020)

2017-08-21，改回日期：2017-09-15