李巧利,陈凤鸿,全坤,封迎芳
(徐州医科大学,江苏徐州221000)
尿源性干细胞在医学实验研究中的应用进展
李巧利,陈凤鸿,全坤,封迎芳
(徐州医科大学,江苏徐州221000)
尿源性干细胞(USCs)是一种从尿液中提取的新型干细胞,具有良好的增殖活性和多向分化能力,且具有间充质干细胞的各种生物学特性,有望成为组织工程和再生医学较为理想的细胞来源。目前,USCs在泌尿生殖系统、骨修复重建、血管再生、骨骼肌细胞再生等医学实验研究中已得到广泛应用,体现出重要的潜在临床价值。
尿源性干细胞;干细胞;组织工程;实验研究
干细胞是一类具有自我更新、无限增殖能力和多向分化潜能的细胞群,目前已经应用于组织工程和再生医学领域[1,2]。间充质干细胞是一类非造血的成体干细胞,广泛存在于器官和结缔组织中,能够发育成硬骨、软骨、脂肪等组织,并且不会带来伦理问题[3]。但间充质干细胞来源有限,且会对机体造成一定的创伤。因此,寻找一种新的干细胞来源,对医学组织工程及再生医学的开展具有重要意义。尿源性干细胞(USCs)是一种从尿液中提取的新型干细胞,具有间充质干细胞的各种生物学特性,具有良好的增殖活性和多向分化能力,可以自体使用,并可避免伦理问题和免疫排斥问题[4]。此外,USCs还具有取材简易、资源无限、安全无创、成本低廉等优点,具有广阔的临床应用前景,有望成为组织工程和再生医学较为理想的细胞来源,为细胞替代疗法提供了新途径[5,6]。现将近年来关于USCs的实验研究及应用现状进行综述。
1.1 USCs的表面分子标志物 研究表明,USCs表面表达CD29、CD44、CD54、CD73和CD90等间充质干细胞标志物,而不表达CD34、CD45、CD133等造血干细胞标志物[5,7]。此外,随着USCs代数的增加,其表面标志物也会有所改变。随着研究的进展,不断发现了USCs新的标志物特征,如高表达的CD146,弱表达或不稳定表达的硫酸软骨素蛋白多糖( NG2)、血小板衍生生长因子受体β(PDGF-rβ)、间充质干细胞表面分子(STRO-1)[6,8,9]。
1.2 USCs的多向分化能力 USCs在相应培养基的诱导下,能诱导成为成骨细胞、脂肪细胞、软骨细胞、尿路上皮细胞、平滑肌细胞、内皮细胞、骨骼肌细胞、心肌细胞等,并表达相应的细胞表面标志物或特异性蛋白等[10~12]。采用含有转化生长因子β1(TGF-β1)、血小板衍生生长因子BB( PDGF-BB)和胎牛血清( FBS)的H-DMEM和EFM的混合培养基培养USCs时,可诱导其向平滑肌细胞分化。用含有表皮生长因子(EGF)的DMEM和KSFM的混合培养基培养USCs时,则可诱导其向尿路上皮细胞分化[4]。用含有VEGF的内皮细胞基础培养基培养USCs[4],或经病毒转染使USCs过表达VEGF[13]时,均可诱导USCs向血管内皮细胞分化。用含胰岛素-转铁蛋白-亚硒酸盐、EGF、bFGF等成分的DMEM/F12培养基可以将 USCs诱导分化为神经细胞[14]。将USCs植入裸鼠体内后,也能在裸鼠体内分化为尿路上皮、血管内皮、牙齿、膀胱组织等,且具有相应的生理功能和生物学特性[15]。研究表明,与广泛应用的脂肪干细胞相比,USCs增殖能力强,更易形成菌落,能够更明显地表达干细胞的表面标志物,具有强大的免疫抑制作用,更容易向肌源性、神经源性和内皮细胞分化,因此比脂肪干细胞更适宜用于肌肉、神经和内皮组织的重建[16]。USCs具有端粒酶的活性和高度的可扩展性,但是在体内不会诱导畸胎瘤或者肿瘤的产生。
2.1 在泌尿生殖系统疾病实验研究中的应用 USCs表达足细胞和间充质干细胞的标志物,在体外适宜媒介的诱导下,可以向膀胱相关的细胞类型分化,包括功能性的尿路上皮细胞和平滑肌细胞,当分化的USCs细胞融合在支架上并移植入裸鼠体内时,尿路上皮和平滑肌组织就形成了。因此,USCs在泌尿生殖系统重建的细胞疗法和组织工程中具有潜在的应用价值[5]。USCs的外分泌物可能减少糖尿病大鼠尿量和尿微量白蛋白的排泄,防止足细胞和小管上皮细胞的凋亡,抑制Caspase-3的过表达,并且增加糖尿病大鼠肾小球内皮细胞的增殖。此外,USCs的外分泌物还可促进血管再生和增强细胞的生存能力,其可能的机制是USCs的外泌物中含有多种细胞因子,包括生长因子、TGF-β1、血管生成素和骨成型蛋白7( BMP-7)[17]。与其他的间充质干细胞相比,USCs对膀胱组织的修复具有多种优势,包括细胞收集简单、安全、低价、无创;具有端粒酶活性,能够产生更多的细胞;能够更高效地分化为平滑肌细胞、尿路上皮细胞和内皮细胞[18]。动物模型已证实,USCs对尿道和膀胱组织重建、应激性尿失禁、糖尿病性勃起功能障碍以及急性肾损伤等泌尿生殖系统疾病都有一定的保护和治疗作用。
含有生长因子[包括VEGF、 胰岛素样生长因子1(IGF-1)、成纤维细胞生长因子1(FGF-1)、PDGF、 人类生长因子(HGF)和 神经生长因子(NGF)]的藻酸盐微珠可以诱导USCs向肌源性细胞分化,增强血管再生和神经支配,刺激体内归巢细胞的生长,这种方法用于应激性尿失禁的细胞治疗可能具有良好效果[11]。研究发现,过表达VEGF的USCs以Ⅰ型胶原凝胶为载体,皮下注射入裸鼠体内,经过一段时间后发现内皮细胞标志物(CD31、vWF)、肌源性细胞标志物生肌决定因子5(myf-5)、肌分化因子与肌间线蛋白(MyoD)、神经细胞标志物(S-100)、胶质纤维酸性蛋白(GFAP)、神经丝蛋白在过表达VEGF的USCs中均显著增高[19]。过表达VEGF的USCs可促进血管的形成,增强移植细胞的生存能力,招募归巢细胞且促进USCs向肌圆形细胞类型的分化和神经支配,提示USCs在应激性尿失禁的细胞治疗中有重要的潜在临床价值。USCs的旁分泌作用或FGF-2转染的USCs对2型糖尿病大鼠的勃起功能障碍有一定的改善作用,其机制是招募归巢细胞和增加内皮细胞表达以及平滑肌细胞的含量[20]。此外,USCs可以分泌促血管生成生长因子、免疫调节因子,这可能也是促进勃起功能恢复的机制之一。USCs与转染血小板衍生生长因子(PEDF)的USCs的旁分泌作用可以通过神经保护作用,阻碍海绵体神经损伤诱导的大鼠阴茎勃起障碍、海绵体结构的损伤[21],使阴茎背神经的神经性一氧化氮合酶(eNOS)阳性的神经纤维数量增加,海绵体组织中细胞凋亡减少。
2.2 在皮肤修复重建实验研究中的应用 USCs联合聚已酸内酯/凝胶纳米纤维支架可以显著地促进兔受损的全层皮肤愈合,使伤口愈合更快,并且伴随着上皮的再生、胶原形成和血管的生成。此外,USCs可通过分泌VEGF和TGF-β1,增强内皮细胞的增殖、迁移和成管能力,从而促进皮肤组织的修复[22]。
2.3 在骨修复重建实验研究中的应用 硅酸盐生物陶瓷可以刺激干细胞向成骨细胞分化。研究表明,硅酸钙可以显著增强细胞的增殖,提高碱性磷酸酶活性,促进钙沉积和某些与成骨有关的基因和蛋白的表达[23]。此外,Wnt/β-catenin信号通路抑制剂小豆蔻明能够减弱硅酸钙诱导的USCs向成骨细胞分化的刺激作用,表明硅酸钙促进USCs向成骨细胞分化可能是通过Wnt/β-catenin信号通路介导的。Guan等用USCs作为种子细胞,种在β磷酸三钙支架上,发现USCs在β磷酸三钙里依然可以生存和繁殖,通过碱性磷酸酶和钙含量升高表明,USCs向成骨细胞分化。此外,在体实验也表明USCs联合β磷酸三钙对大鼠大块的股骨坏死有修复作用,比单独地使用β磷酸三钙支架促进骨形成的效果更好[24]。
2.4 在血管再生实验研究中的应用 Liu等[19]用VEGF诱导分化USCs,然后在体外用Matrigel胶立体培养细胞,发现细胞间可形成管状网状结构,并表达内皮细胞特异性蛋白标志物如CD31、血管性血友病因子(vWF)、血管内皮生长因子受体(KDR)、内皮eNOS等,将该细胞皮下植入裸鼠细胞凝胶后,发现VEGF诱导的广泛血管化现象,且内皮细胞特异性蛋白表达明显增强,提示过表达VEGF的USCs能够促进血管形成,并增强移植细胞的生存能力。
2.5 在神经损伤修复实验研究中的应用 Guan等[8]构建了大鼠脑损伤模型,将采用水凝胶包裹的USCs移植入脑损伤区,发现植入的细胞不仅能在移植部位存活,还具有良好的迁移能力。这些细胞稳定表达神经相关标志物,包括巢蛋白、胶质纤维酸性蛋白、β微管蛋白Ⅲ等,表明在脑损伤微环境下,USCs能够向神经细胞分化,提示USCs可用于神经系统疾病的治疗。
2.6 在骨骼肌细胞再生研究中的应用 USCs在体内和体外都能够分化成骨骼肌细胞,且表达骨骼肌细胞特异性的蛋白标志物。因此,在骨骼肌的再生疗法中可作为一种潜在的细胞来源。Chen[25]等将USCs加入骨骼肌诱导基,发现可诱导USCs分化为骨骼肌细胞,并表达骨骼肌细胞的标志性蛋白myf5、myoD、肌球蛋白和结蛋白,经过myoD染色可见骨骼肌细胞特有的肌管样形态。将骨骼肌细胞植入裸鼠胫骨前肌能够继续增殖,植入部位的组织稳定表达骨骼肌细胞特有的标志物。
2.7 在其他组织实验研究中的应用 研究发现,USCs对2型糖尿病大鼠的胰岛、心肌、肾小球、膀胱逼尿肌有修复和保护作用[26]。Guan等[27]研究发现,利用USCs可诱导分化为心肌细胞的特性,可将USCs用于治疗肌营养不良症。恢复胰岛的分泌功能和促进β细胞的再生,被认为是一种新颖的治疗2型糖尿病的方法[28]。研究发现,USCs治疗糖尿病能够有效地促进胰岛β细胞的生长,减少其死亡,提高糖耐量和胰岛素耐受[26]。Cai等[29]将诱导分化的USCs种植到小鼠肾包膜下,3周后观察到小鼠肾包膜下长出牙齿样结构,提示USCs可在牙齿的组织再生中有所应用。此外,干细胞的条件培养基也有一定的生物学效应。据文献报道,间充质干细胞的条件培养基可以减少高糖诱导的足细胞的凋亡和损伤[30]。USCs具有干细胞的特性,即贴壁生长和多向分化能力,同时USCs也表达间充质干细胞特异性表面分子[5,6],不同剂量的USCs条件培养基能够减轻足细胞特异性分子突触极蛋白synaptopodin的下调,抑制足细胞的早期凋亡,表明USCs能够修复高糖诱导的足细胞损伤,且此修复作用与其旁分泌有关[31]。
作为一种新型的干细胞来源,USCs不仅具有能够有效地分化为足细胞、平滑肌细胞、内皮细胞和尿路上皮细胞的多向分化潜能,还能够分泌一系列的生长因子和细胞因子,在组织工程和再生医学有着广阔的临床应用前景,尤其是泌尿生殖系统组织的修复。动物模型已经证实USCs对糖尿病性勃起功能障碍、应激性尿失禁、尿道和膀胱组织重建以及急性肾损伤都有一定的保护和治疗的作用。
[1] Haasters F, Docheva D, Gassner C, et al. Mesenchymal stem cells from osteoporotic patients reveal reduced migration and invasion upon stimulation with BMP-2 or BMP-7[J]. Bioc Biophys Res Communi, 2014,452(1):118-123.
[2] Tan J,Wu W,Xu X,et al.Induction therapy with autologous mesenchymal stem cells in living related kidney transplants:a randomized controlled trial[J].JAMA, 2012,307(11):1169-1177.
[3] Mehrabani D, Mehrabani G, Zare S, et al. Adipose-derived stem cells (ADSC) and aesthetic surgery: a mini review.[J]. World J Plas Surg, 2013,2(2):65-70.
[4] Tran C, Damaser MS. The potential role of stem cells in the treatment of urinary incontinence.[J]. Ther Adv Urol, 2015,7(1):22-40.
[5] Bharadwaj S, Liu G, Shi Y, et al. Multipotential differentiation of human urine-derived stem cells: potential for therapeutic applications in urology.[J]. Stem Cells, 2013,31(9):1840-1856.
[6] Bharadwaj S, Liu G, Shi Y, et al. Characterization of urine-derived stem cells obtained from upper urinary tract for use in cell-based urological tissue engineering.[J]. Tissue Eng Part A, 2011,17(15-16):2123-2132.
[7] Zhang Y, Mcneill E, Tian H, et al. Urine derived cells are a potential source for urological tissue reconstruction.[J]. J Urol, 2008,180(5):2226-2233.
[8] Chun SY, Kim HT, Lee JS, et al. Characterization of urine-derived cells from upper urinary tract in patients with bladder cancer.[J]. Urology, 2012,79(5):1181-1186.
[9] Bodin A, Bharadwaj S, Wu S, et al. Tissue-engineered conduit using urine-derived stem cells seeded bacterial cellulose polymer in urinary reconstruction and diversion.[J]. Biomaterials, 2010,31(34):8889-901.
[10] Hui Q, Chen Z, An Z, et al. Silver nanoparticles promote osteogenic differentiation of human urine-derived stem cells at noncytotoxic concentrations[J]. Int J Nanomedicine, 2014,9(1):2469-2478.
[11] Liu G, Pareta RA, Wu R, et al. Skeletal myogenic differentiation of urine-derived stem cells and angiogenesis using microbeads loaded with growth factors[J]. Biomaterials, 2013,34(4):1311-1326.
[12] Wu S, Liu Y, Bharadwaj S, et al. Human urine-derived stem cells seeded in a modified 3D porous small intestinal submucosa scaffold for urethral tissue engineering.[J]. Biomaterials, 2011,32(5):1317-1326.
[13] Wu S, Wang Z, Bharadwaj S, et al. Implantation of autologous urine derived stem cells expressing vascular endothelial growth factor for potential use in genitourinary reconstruction.[J]. J Urol, 2011,186(2):640-647.
[14] Guan JJ, Niu X, Gong FX, et al. Biological characteristics of human-urine-derived stem cells: potential for cell-based therapy in neurology.[J]. Tissue Eng Part A, 2014,6(13):1794-1806.
[15] Zhang D, Wei G, Li P, et al. Urine-derived stem cells: a novel and versatile progenitor source for cell-based therapy and regenerative medicine[J]. Genes Dis, 2014,1(1):8-17.
[16] Kang HS, Choi SH, Kim BS, et al. Advanced properties of urine derived stem cells compared to adipose tissue derived stem cells in terms of cell proliferation, immune modulation and multi differentiation[J]. J Korean Med Sci, 2015,30(12):1764-1776.
[17] Jiang Z, Liu Y, Niu X, et al. Exosomes secreted by human urine-derived stem cells could prevent kidney complications from type I diabetes in rats[J]. Stem Cell Res Ther, 2016,7(1):24.
[18] Qin D, Long T, Deng J, et al. Urine-derived stem cells for potential use in bladder repair.[J]. Stem Cell Res Ther, 2014,5(3):1-10.
[19] Liu G, Wang X, Sun X, et al. The effect of urine-derived stem cells expressing VEGF loaded in collagen hydrogels on myogenesis and innervation following after subcutaneous implantation in nude mice.[J]. Biomaterials, 2013,34(34):8617-8629.
[20] Ouyang B, Sun X, Han D, et al. Human urine-derived stem cells alone or genetically-modified with FGF2 Improve type 2 diabetic erectile dysfunction in a rat model[J]. PLoS One, 2014,9(3):e92825.
[21] Yang Q, Chen X, Zheng T, et al. Transplantation of human urine-derived stem cells transfected with pigment epithelium-derived factor to protect erectile function in a rat model of cavernous nerve injury[J]. Cell Transplant, 2016,25(11):121.
[22] Fu Y, Guan J, Guo S, et al. Human urine-derived stem cells in combination with polycaprolactone/gelatin nanofibrous membranes enhance wound healing by promoting angiogenesis[J]. J Trans Med, 2014,12(1):274.
[23] J Guan, J Zhang, S Guo, et al. Human urine-derived stem cells can be induced into osteogenic lineage by silicate bioceramics via activation of the Wnt/b-catenin signaling pathway via activation of the Wnt/β-catenin signaling pathway[J]. Biomaterials, 2015,5(5):1-11.
[24] Guan J, Zhang J, Li H, et al. Human urine derived stem cells in combination with β-TCP can be applied for bone regeneration[J]. PLoS One, 2015,10(5):e125253.
[25] Chen W, Xie M, Yang B, et al. Skeletal myogenic differentiation of human urine-derived cells as a potential source for skeletal muscle regeneration[J]. Tissue Eng Regen Med, 2017,11(2):334-341.
[26] Dong X, Teng Z, Qian L, et al. Beneficial effects of urine-derived stem cells on fibrosis and apoptosis of myocardial, glomerular and bladder cells[J]. Mol Cell Endocrin, 2016,427:21-32.
[27] Guan X, Mack DL, Moreno CM, et al. Dystrophin-deficient cardiomyocytes derived from human urine: new biologic reagents for drug discovery[J]. Stem Cell Res, 2013,12(2):467-480.
[28] Ahn C, An BS, Jeung EB. Streptozotocin induces endoplasmic reticulum stress and apoptosis via disruption of calcium homeostasis in mouse pancreas.[J]. Mol Cell Endocrin, 2015,412(C):302-308.
[29] Cai J, Zhang Y, Liu P, et al. Generation of tooth-like structures from integration-free human urine induced pluripotent stem cells[J]. Cell Regeneration, 2013,2(1):6.
[30] Li D, Nan W, Li Z, et al. Mesenchymal stem cells protect podocytes from apoptosis induced by high glucose via secretion of epithelial growth factor[J]. Stem Cell Res Ther, 2013,4(5):103.
[31] 姜珍珍,汪年松,汪泱,等.人尿源性干细胞条件培养基对高糖诱导足细胞凋亡的影响[J].中国中西医结合肾病杂志,2014,15(10):861-864.
10.3969/j.issn.1002-266X.2017.30.034
Q291
A
1002-266X(2017)30-0104-04
2017-02-11)