中国移植器官保护专家共识(2016版)解读

魏来 张波 陈知水

·专家笔谈·

中国移植器官保护专家共识(2016版)解读

魏来 张波 陈知水

移植器官； 机械灌注； 保存修复

移植器官质量是影响移植近期和远期效果的重要因素。基础和临床研究结果表明，供体器官获取、保存、移植后缺血再灌注损伤及供体器官的处理直接关系到供器官的质量，从而影响移植效果。不断改进的器官保存液推动了器官静态冷保存(static cold storage，SCS)技术的迅速发展，为器官移植在时间和地域上争取了更大的空间。目前，我国公民逝世后器官捐献成为我国移植器官的主要来源。这种来源的器官存在很多直接影响器官质量的因素，如捐献前的热缺血事件、冷热缺血时间、缺血再灌注损伤、药物损伤、供体病原学等，但以上因素对移植器官质量的影响程度还未明确。此外，运用于器官保存和修复的新型机械灌注(machine perfusion，MP)技术的效果还待多中心临床验证。目前，我国器官移植各中心对各个器官保护流程标准不一，器官保护方法的应用缺乏统一的规范和指南。为了进一步明确移植器官保护在我国现阶段器官移植领域的作用，进一步推动心脏死亡捐献(donation after cardiac death，DCD)在器官移植领域的发展，在国家卫生和计划生育委员会支持下，中国医师协会器官移植医师分会、中华医学会外科学分会移植学组联合中国肝移植注册中心科学委员会组织相关专家，基于国内外移植器官保护的基础研究和临床实践，对中国移植器官保护相关问题提出了初步共识，旨在进一步提高器官移植手术成功率和远期存活率，提高稀缺移植器官资源的利用率。

中国移植器官保护专家共识(2016版)的依据按照2009年牛津证据分级系统对影响移植器官质量的循证医学证据进行分级和按GRADE系统对推荐意见强度等级分级。以上分级标准更合理的对影响移植器官质量的因素的重要性进行直观的体现。循证医学证据级别分为：Ⅰ级，同质随机对照试验的系统评价，单个RCT，全或无病案系列研究；Ⅱ级，同质队列研究的系统评价，单个队列研究(包括低质量RCT，如随访率<80%)，结果研究，生态学研究；Ⅲ级，同质病例对照研究的系统评价，单个病例对照研究；Ⅳ级，病例系列研究(包括低质量列队及病例对照研究)；Ⅴ级，基于经验未严格论证的专家意见。证据推荐强度分为：强，明确显示干预措施利大于弊或弊大于利；弱，不能确定临床决策或干预措施的利弊或无论质量高低的证据均显示利弊相当。

共识中强调器官获取热缺血损伤与供体器官质量的密切关系，热缺血时间是衡量热缺血损伤的最直接标志，直接关系到术后移植物失功和相关并发症的发生。目前，热缺血时间定义为从功能性热缺血(收缩压持续<50 mmHg或血红蛋白饱和度<70%)到冷保存液开始灌注的时间。原位冷灌注快速腹部器官获取技术仍然是器官质量保证的第一步骤。不同的器官，快速降温的方法不同。如基于表面降温的同时，肝脏采用门静脉和动脉双重管道灌洗方法，小肠采用血管和肠管双重灌洗方法。获取后置于冷保存液的无菌袋中在恒温转运箱中转运，快速的转运系统也是缩短冷缺血时间的重要环节。此外，由于目前DCD供体的特殊性，保存液中预先加入肝素、地塞米松、纤维蛋白溶解剂和抗生素等也能明显地提高移植器官的质量，减少术后并发症。对于心脏死亡捐献和脑死亡捐献，此类器官获取涉及供体生命支持系统，体外膜肺氧合系统(ECMO)的运用，能明显提高供体器官的质量，改善移植预后。

腹部器官和肝脏保存修复推荐共识意见：(1)腹部器官获取时多采用基于原位体内灌注的快速腹部器官获取技术。原位体内灌注技术仍然是快速降低供体器官温度的最高效的方法，熟练的外科技术是快速器官获取的前提，能明显地减少热缺血时间。(2)器官获取时应轻柔操作，避免机械损伤，获取供肝时应注意保护胆管血供。轻柔操作、细致解剖能尽量避免人为的供体器官的撕裂、血管痉挛和损伤。肝外胆道供血主要来源于肝动脉，供肝获取和供肝修整造成的胆道血供损伤是术后胆道并发症的主要人为因素。(3)热缺血时间与供器官损伤密切相关，供肝热缺血时间一般不超过30分钟。美国匹斯堡大学移植中心的临床研究证实，供肝热缺血时间>20分钟的移植效果较热缺血时间<20分钟的效果差[1]。(4)目前供肝保存以静态冷保存技术应用为主。供肝保存主要以静态保存技术为主，虽然MP技术已逐渐运用于临床供肝保护，但其效果有待大数据证实。(5)冷保存损伤影响供肝质量，临床实践中供肝冷缺血时间一般不超过12～15小时。随着我国器官分配系统的合理运行，以及国家政策对移植器官转运的支持，现大多数供肝的冷缺血时间<12小时。(6)UW液和HTK液是目前供肝保存最常用的溶液，两者保存效果接近。SCS仍然是肝脏获取后保存的关键环节，UW液和HTK液是目前国际上应用最广泛的冷保存液，其对供肝短时间的保存效果无明显差异。虽然其他保存液如Celsior液等各有其理论优势，但其临床效果有待进一步证实。(7)机械灌注对边缘供肝保存与修复有重要价值，尚需进一步临床验证。MP为供体的修复提供了新的方向，其不同于SCS在于能通过供肝的管脉系统对供肝进行持续动态的氧供给和代谢产物排除。根据灌注液的温度不同，其可分为低温机械灌注、亚低温机械灌注和常温机械灌注，根据是否携带氧可以分为携氧机械灌注和非携氧机械灌注。目前低温非携氧机械灌注系统Lifeport肝脏修复系统，OrganOx常温携氧机械灌注，Liver assist多功能机械灌注系统都运用于临床肝移植。(8)机械灌注可实现保存修复及转运过程中动态监测与评价供肝质量。Banan等[2]在动物实验中证实，MP能明显改善不同热缺血对肝脏的损伤，同时MP能改善冷缺血阶段的供肝损伤。此外，意大利移植中心的临床研究结果显示，对热缺血时间过长的供肝进行了常温和低温的机械灌注，结果显示常温和低温机械灌注都能改善肝脏冷缺血损伤，减少原发移植物无功能[3]。虽然，目前机械灌注在肝脏保护处于临床试验阶段，但是运用价值值得期待。此外，共识中指出供体年龄、体重、肝脏酶学指标、胆红素水平、肝脏影像学检查、血清钠、血肌酐、ICU停留时间、冷热缺血时间及病理结果等参数是评价供肝质量常规指标。

肾脏保存修复推荐共识意见：(1)在无血压情况下，热缺血时间>20分钟则肾移植效果较差，供肾可接受热缺血时间一般不超过60分钟。(2)过长保存时间可增加肾移植术后并发症发生率，肾脏保存时间一般不超过24小时。(3)UW液被认为是移植肾脏的标准保存液，HCA液也具有良好的供肾保存效果。(4)低温机械灌注(HMP)的应用可降低移植术后DGF的发生率，但肾脏原发无功能发生率和长期评价指标未见明显改善。虽然HMP在肾脏保护中运用很早，但是其利弊和其对器官的保存效果一直存在争议。成熟的器官保存液的运用使得MP在肾脏保存没有得到明显的发展。随着中国DCD供体的发展和边缘供体的运用，供肾功能恢复情况、移植肾脏长期生存率等使得MP再次成为器官保存的研究热点。目前已经运用于临床的MP有lifeport肾脏修复系统，脉冲式灌注泵系统(RM3)和Kidney assist设备。目前我国大多数中心使用lifeport肾脏修复系统，KPS-1是肾脏低温机械灌注系统国际公认的标准灌注液，Celsior液在机械灌注中运用也取得良好效果[4]。在对Lifeport和脉冲式灌注系统(RM3)比较发现，lifeport能增加术后血肌酐的恢复速度[5-6]。理论上，HMP具有保持血管通畅，提供部分能量和氧气，清除代谢废物的作用。HMP虽然可以显著降低肾移植术后DGF的发生，但是DGF的发生和受者长期生存时间无直接相关，是否对受者长期生存率有帮助需要相关临床数据有进一步证实。常温机械灌注(NMP)在临床供肾保存的运用也的到多中心的推广[7-8]。猪的实验数据表明，静态冷保存后连续常温灌注比短暂常温机械灌注的供肾保护效果明显[9]。(5)正常成人供肾，当灌注压为30 mmHg，阻力系数<0.28 mmHg/(ml·min)且流量>100ml/min供肾，临床可用；阻力系数每分钟>0.5 mmHg/ml，且流量<60 ml/min供肾，DGF发生率增加，临床使用要谨慎。灌注压、流量、阻力指数和温度也是肾脏低温机械灌注系统的重要参数，是评价肾脏质量的参考依据。此外，机械灌注期间肾脏的代谢活动产生的糖、肌苷、亮氨酸等对肾脏质量的评价也有参考价值[10]。

胰腺保存修复推荐共识意见：(1)移植胰腺多采用静态冷保存，冷缺血时间一般不超过12小时，保存液目前多选用UW液。胰腺对热缺血极为敏感，热缺血时间和移植后并发症呈正相关，热缺血时间超过30分钟，胰腺功能显著减低。胰腺移植对胰腺获取要求较高，尽量减少胰腺热缺血时间，操作迅速、仔细，原位低温低压灌注是保证胰腺质量的重要环节。对常规保存液UW液和HTK液的比较发现，HTK液可能导致胰腺细胞水肿，这和移植后早期胰腺失去功能和移植后胰腺炎有关。同时UW液保存胰腺可在术后具有良好的胰岛素分泌功能。保存液中携氧处理也有助于改善离体胰腺功能。意大利 Lo Monte博士研发的改进UW保存液对猪心脏停跳供体胰岛的4小时内保存效果明显强于UW液[11]。此外法国Barrou博士研发的含有15 g/L PEG的SCOT 15的细胞外保存液能有效的提高小鼠胰岛细胞的提取效率[12]。(2)机械灌注对改善胰腺功能具有一定价值，体外机械灌注保护胰腺目前处于前临床阶段。机械灌注虽然在肝、肾移植取得好的临床运用效果，但胰腺由于其更易于受到灌流液的压力损伤，使得其运用临床受到技术限制。基础研究表明，低温、低流量和低压力灌注取得较好效果。常温灌注大大增加了胰腺的代谢和耗氧，这是其运用于临床的最大障碍。Kuan等[13]运用常温灌注对胰腺进行持续灌注，pH值、病理等结果证实了常温灌注仍然有运用于胰腺保护的可能。(3)胰岛移植中胰岛多在UW液中低温4摄氏度保存。常温保存大大的增加了胰岛的代谢和耗氧，目前在胰岛细胞获取中使用含氧载体可显著增加胰岛细胞的获取量。

小肠保存修复推荐共识意见：(1)小肠冷保存应常规进行血管和肠管低压灌洗。目前血管和肠管双重灌注是小肠保存的经典方法。肠腔灌注能带走肠腔內含有大量的消化酶、细菌及毒素，从而降低肠道细菌移位的发生率。但是保存结束前2小时的再次灌洗未得到数据的支持。(2)静态冷保存是小肠保存最常用的方法，小肠冷保存时间一般不超过6～9小时。目前静态冷保存是小肠保存的最重要手段，临床和动物实验证实静态冷保存也能有效保存小肠6～8小时。(3)UW液和HTK液是机械灌注及静态冷保存应用最广泛的保存液。虽然UW液在小肠保存运用最广泛，但是临床证实，HTK液和UW液在术后早期生存率、肠道功能、并发症发生率无明显差异。由于HTK液较UW液便宜，并且其黏度低有利于微血管灌洗，使得HTK液是目前常规用于小肠静态冷保存的保存液。(4)体外机械灌注在小肠移植领域目前处于前临床阶段，有待进一步临床验证。MP在小肠保存中的运用鲜有报到，2003年Zhu等[14]发现低温氧合肠腔MP较SCS更好的保存小肠。2015年耶鲁大学首次报到了采用血管和肠腔双腔灌注的新型小肠保存装置[15]。总之，目前MP在小肠保存中的运用效果有限。

心脏保存修复推荐共识意见：(1)供心移植多采用DBD供者或DBCD供者。我国现阶段DCD供体是我国器官移植供器官的主要来源，DCD供心热缺血相对难控制，目前单纯DCD供心多局限于动物实验阶段和个别临床报道。目前心脏移植供者主要选择DBD供者和心脑死亡供者DBCD(中国Ⅲ类)。(2)离体供心保存最多采用静态冷保存，临床保存时限一般不超过6小时。供心对冷热缺血均很敏感，静态冷保存仍然是心脏保存的首选方式，目前心脏保存技术限制使得较为偏远心脏供体不得不弃用。(3)机械灌注与常温不停跳灌注对供心保护有一定的价值，其疗效有待进一步评估。动物实验中运用Modified LifePort对供心进行持续低温灌注，结果显示体外低温灌注能改善心脏功能恢复[16-17]。(4)供心保存液推荐UW液、HTK液以及Celsior液，新型保存液效果有待进一步临床验证。由于供心对保存液中金属离子的含量苛刻，不论是高钾的UW液还是HTK液，从理论上都不完全符合心肌细胞的外环境。北京阜外医院对3种保存液在心脏保存效果比较发现，UW液对供心的保存效果要好于HTK液和Celsior液[18]。

肺脏保存修复推荐共识意见：(1)供肺获取前应对供者进行包括年龄、胸部影像学、动脉血气、支气管镜、病原学及获取后直视检查等肺质量评估。供肺在获取前较难从生化指标评价供肺质量，供者年龄和胸部影像学是供肺质量的初步评价。支气管镜和获取后直视检查是对供肺质量直观判断，相关病原学检查如冲洗液培养、细胞学检查为患者预后提供临床检测依据；(2)供肺获取时，一般热缺血时间不超过35分钟，其中心死亡供者的热缺血时间不过20分钟，肺动脉灌注压力10～15 mmhg，灌注量60 ml/kg，每根肺静脉逆行灌注250 ml，灌注液温度4～8摄氏度，获取时呼吸机FiO250%，PEEP 5 cmH2O，压力小于20 cmH2O，潮气量6～8 ml/kg，离体供肺需维持约50%的充气膨胀状态。(3)离体供肺推荐4～8摄氏度下基于细胞外液的静态冷保存，其冷缺血时间一般不超过10～12小时。多伦多大学移植中心回顾研究发现12小时的冷保存时间也为对肺移植后短期效果产生影响[19]，6小时的肺冷保存时间也的到了Charles的临床数据的支持[20]。(4)离体机械灌注技术具有修复供者改善供者功能，扩大边缘供者的功能，延长供肺冷缺血时间，推荐在有条件中心开展。小鼠实验证实短暂的低温机械灌注能通过降低ROS和能量消耗对供肺起到保护作用[21]。虽然常温机械灌注在肺脏保存中的可行性得到证实，在其效果有待进一步研究和验证。

总之，中国移植器官保护专家共识(2016版)从腹部和胸部各个移植器官(肝脏、肾脏、胰腺、小肠、心脏和肺脏)特点出发，从器官获取、保存、灌注修复、质量评价等方面对器官保护作出证据强度分级和推荐分级。目前我国DCD来源移植器官保护已经的到多中心的投入和重视，随着DCD器官移植在我国的发展和多中心临床数据的汇总，更为详细的中国移植器官保护共识将使移植领域收益。

[1] Totsuka E，Fung U，Hakamada K，et al.Analysis of clinical variables of donors and recipients with respect to short-term graft outcome in human liver transplantation[J].Transplant Proc，2004，36(8)：2215-2218.

[2] Banan B，Chung H，Xiao Z.Normothermic extracorporeal liver perfusion for donation after cardiac death(DCD)livers[J].Surgery，2015，158(6)：1642-1650.

[3] De Carlis R，Di Sandro S，Lauterio A，et al.Successful donation after cardiac death liver transplants with prolonged warm ischemia time usingnormothermic regional perfusion[J].Liver Transpl，2016.[Epub ahead of print]

[4] Catena F，Gazzotti F，Amaduzzi A.Pulsatile perfusion of kidney allografts with Celsior solution[J].Transplant Proc，2010，42(10)：3971-3972.

[5] Lindell SL，Muir H，Brassil J，Hypothermic Machine Perfusion Preservation of the DCD Kidney：Machine Effects[J].J Transplant，2013，2013：802618.

[6] Wszola M，Kwiatkowski A，Diuwe P.One-year results of a prospective，randomized trial comparing two machine perfusion devices used for kidney preservation[J].Transpl Int，2013，26(11)：1088-1096.

[7] Hosgood SA，Saeb-Parsy K，Hamed MO.Successful Transplantation of Human Kidneys Deemed Untransplantable but Resuscitated by Ex VivoNormothermic Machine Perfusion[J].Am J Transplant，2016，16(11)：3282-3285.

[8] Hosgood SA，Barlow AD，Yates PJ.A pilot study assessing the feasibility of a short period of normothermic preservation in an experimental model of non heart beating donor kidneys[J].J Surg Res，2011，171(1)：283-290.

[9] Kaths JM，Cen JY，Chun YM.Continuous Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion Is Superior to Brief Normothermic Perfusion Following Static Cold Storage in Donation After Circulatory Death Pig Kidney Transplantation[J].Am J Transplant，2016.[Epub ahead of print]

[10]Guy AJ，Nath J，Cobbold M，et al.Metabolomic analysis of perfusate during hypothermic machine perfusion of human cadaveric kidneys[J].Transplantation，2015，99(4)：754-759.

[11]Gioviale MC，Damiano G，Palumbo VD.Pancreatic islets from non-heart-beating donor pig：two-layer preservation method in an in vitro porcine model[J].Int J Artif Organs，2011，34(6)：519-525.

[12]Giraud S1，Hauet T，Eugene M.A new preservation solution(SCOT 15)Improves the islet isolation process from pancreata of non-heart-beating donors：a Murine model[J].Transplant Proc，2009，41(8)：3293-3295.

[13]Kuan KG，Wee MN，Chung WY.A Study of，Normothermic，Hemoperfusion of the Porcine Pancreas and，Kidney[J].Artif Organs，2016.[Epub ahead of print]

[14]Zhu JZ，Castillo EG，Salehi P.A novel technique of hypothermic luminal perfusion for small bowel preservation[J].Transplantation，2003，15，76(1)：71-76.

[15]Muoz-Abraham AS，Patrón-Lozano R，Narayan RR.Extracorporeal Hypothermic Perfusion Device for Intestinal Graft Preservation to Decrease Ischemic Injury During Transportation[J].J Gastrointest Surg，2016，20(2)：313-321.

[16]Van Caenegem O，Beauloye C，Bertrand L.Hypothermic continuous machine perfusion enables preservation of energy charge and functional recovery of heart grafts in an ex vivo model of donation following circulatory death[J].Eur J Cardiothorac Surg，2016，49(5)：1348-1353.

[17]Van Caenegem O，Beauloye C，Vercruysse J.Hypothermic continuous machine perfusion improves metabolic preservation and functional recovery in heart grafts[J].Transpl Int，2015，28(2)：224-231.

[18]Li Y，Guo S，Liu G.Three Preservation Solutions for Cold Storage of Heart Allografts：A Systematic Review and Meta-Analysis[J].Artif Organs，2016，40(5)：489-496.

[19]Yeung JC，Krueger T，Yasufuku K.Outcomes after transplantation of lungs preserved for more than 12 h：a retrospective study[J].Lancet Respir Med，2016.[Epub ahead of print]

[20]Charles EJ，Huerter ME，Wagner CE.Donation After Circulatory Death Lungs Transplantable Up to Six Hours After Ex Vivo Lung Perfusion[J].Ann Thorac Surg，2016，102(6)：1845-1853.

[21]Erasmus ME，Fernhout MH，Elstrodt JM.Normothermic ex vivo lung perfusion of non-heart-beating donor lungs in pigs：from pretransplant function analysis towards a 6-h machine preservation[J].Transpl In，2006，19(7)：589-593.

(本文编辑：彭波)

10.3969/j.issn.1005-6483.2017.01.006

430030 武汉，华中科技大学同济医学院附属同济医院器官移植研究所/卫生部重点实验室/教育部重点实验室

2016-12-05)