HMGB1在重症急性胰腺炎肠黏膜屏障损伤中作用的研究进展

柏超，陈霞，李昌平

(西南医科大学附属医院，四川泸州646000)



HMGB1在重症急性胰腺炎肠黏膜屏障损伤中作用的研究进展

柏超，陈霞，李昌平

(西南医科大学附属医院，四川泸州646000)

肠道不仅是重症急性胰腺炎(SAP)发生时损伤的重要器官，而且肠黏膜屏障损伤还可进一步加重SAP。在动物及临床研究中发现，血清高迁移率族蛋白1(HMGB1)水平与SAP时肠道黏膜损伤严重程度显著相关。其原因为HMGB1作为一种重要的炎症介质与晚期糖基化终末产物受体(RAGE)、Toll样受体(TLR2、TLR4、TLR9)等胞膜受体结合，通过相关信号通路使激活的NF-κB进入细胞核，上调炎性因子的基因表达水平并使其大量释放，从而损伤肠黏膜屏障，导致SAP时的全身炎症反应、多器官功能障碍。动物实验发现，阻断HMGB1可使SAP及其相关的并发症的进程改善。因此，开展HMGB1及其作用机制通路在SAP肠黏膜屏障中的研究，可为SAP时肠道黏膜屏障损伤的治疗提供新的思路和策略。

重症急性胰腺炎；肠黏膜屏障损伤；高迁移率族蛋白1

重症急性胰腺炎(SAP)作为常见的临床疾病，患者病情变化快，病死率高。SAP时患者肠道内菌群失调、肠黏膜屏障功能损伤及细菌易位，进而引起胰腺及周围渗液的感染、脓毒血症，这是致使SAP患者后期死亡的重要因素[1]。肠道不仅仅是SAP的“受害者”，同时也是SAP时其他很多严重系统并发症的“启动者”[2]。在SAP的发病学中，细胞因子网络的失衡起重要作用。研究发现，在SAP初期胰腺及肠黏膜内就存在白细胞的过度激活,从而产生促炎性细胞因子。高迁移率族蛋白1(HMGB1)可能作为一个重要的炎症介质参与了SAP患者全身炎症及多器官损伤，所以其在肠黏膜损伤中所起的作用也日益受到关注。现就HMGB1与SAP肠黏膜屏障的研究进展作一综述，以期为临床SAP肠黏膜屏障损伤研究提供新的思路。

1　HMGB1

高迁移率族蛋白(HMG)包括HMGA、HMGB、HMGN 3个家族成员。HMGB1是HMGB的成员之一，其氨基酸排列顺序保守，并且广泛的存在于哺乳动物的各种组织细胞中，为细胞核内的一种重要非组蛋白。

1.1HMGB1的结构和功能HMGB1为由215个氨基酸组成，从N端到C端的结构依次为2个可与DNA结合的结构域即A盒( A box，9～79氨基酸)、B盒( B box，89～163氨基酸)和富含酸性氨基酸并高度重复的酸性尾端(186～215氨基酸)[3]。炎症反应中主要的活性区域位于B盒，它能复制出HMGB1全长的细胞因子活性，并且在进化中高度保守，而A盒可抑制并拮抗B盒的活性。

1.2HMGB1的生物学功能在细胞核中，HMGB1以“hit-and-run”模式与核小体短暂结合。从这种性质看来，HMGB1与组蛋白H1相似，可以作为DNA的连接器[4]。HMGB1可通过稳定核小体、改变DNA构象，促使转录因子与DNA的结合，参与细胞分化及基因的转录、表达。膜相关HMGB1参与了细胞分化、肿瘤转移等多种生理、病理过程。HMGB1在许多情况下可由组织细胞主动分泌，同时也可由坏死、损伤的细胞被动释放。细胞外HMGB1可刺激免疫细胞表达、分泌炎性递质TNF-α、IL-1β、IL-6等，而这些炎性递质又能促进HMGB1的分泌，从而形成一个复杂的、相互调节的、放大的分泌网络[5]。

1.3HMGB1的信号转导机制细胞外的HMGB1通过与胞膜受体结合引起细胞内信号转导，发挥其生物作用。但是，HMGB1准确的信号转导机制尚不清楚。根据相关报道，晚期糖基化终产物受体(RAGE)及Toll样受体(TLRs)是HMGB1在炎症反应过程的两种主要受体[6]。

1.3.1RAGE受体RAGE是一种广泛表达于多种细胞表面的受体蛋白。RAGE在通常情况下于组织细胞中呈低表达状态，但是其表达量可随配体增多而增多。HMGB1通过与RAGE结合，可使丝裂原活化蛋白激酶被激活[7]，同时也可激活Cdc42、JAK/STAT等信号转导通路[8]。这些转导通路可引起活化的NF-κB进入细胞核，诱导炎性因子及其他细胞因子等的产生，还可促进免疫细胞的成熟及细胞膜受体的表达等。

1.3.2TLRsTLRs是单个的跨膜非催化性蛋白，表达于多种细胞中，如巨噬细胞、树突状细胞、肠上皮细胞等。当前，在哺乳类动物中发现了TLR1～TLR13。TLRs识别的危险信号即损伤相关模式分子分为2类：外源性危险信号即来源于病原微生物表面的病原体相关模式分子，包括内毒素脂多糖、dsDNA等；机体内源性危险信号，包括HMGB1、防御素等[9]。目前，研究发现HMGB1主要与TLR2、TLR4和TLR9相关。Muzio等[10]认为，TLRs通过髓样分化因子88(MyD88)及β干扰素TIR结构域衔接蛋白(TRIF)依赖性途径转导。MyD88依赖性途径可介导TLR2、9，TLR4则可同时由MyD88及TRIF途径介导。MyD88依赖性途径可使肿瘤坏死因子受体相关因子(TRAF6)活化，活化的TRAF6又可进一步激活促分裂原活化的蛋白激酶(MAPK)及NF-κB信号通路。这些信号的逐级反应使炎性因子的表达大量增加并释放。因此，TLRs通路的激活可能是SAP时引起全身炎症反应、多器官功能障碍的重要环节。

TLR4作为目前研究最多的TLRs，它在SAP的病情发展初期就已经参与了机体炎症反应，并导致SAP恶化[11]。Li等[12]研究表明，TLR4不仅在动物模型的胰腺组织中表达上调，而且在肝、肺组织中表达也明显增加，还与多器官功能障碍和肠源性感染的发生密切相关[13]。Matsumura等[14]研究发现，TLR2和TLR4或许参与了内毒素及细菌易位。Hoque等[15]发现，TLR9基因敲除的小鼠胰腺炎症及细胞因子前IL-1β的表达明显降低，TLR9拮抗剂预处理的急性胰腺炎小鼠其胰腺坏死和肺的炎症均有不同程度的减轻。揭示TLR9作为炎性介质参与了急性胰腺炎的病情发展。

1.3.3负性调控受体近期研究发现，某些受体可通过与HMGB1结合负性调节HMGB1，抑制炎症反应。如CD24在Siglec10的参与下与HMGB1 结合可以阻断NF-κB的活化，抑制炎性因子释放，被认为是HMGB1天然的负性调控受体[16]。血栓调节蛋白可通过抑制HMGB1和晚期糖基化终产物受体(RAGE)结合，从而抑制下游通路的激活[17]。热休克蛋白70(HSP70)能够负性调节HMGB1的表达，从而减轻炎症反应[18]。

2　HMGB1对SAP及肠黏膜屏障的影响

2.1HMGB1对SAP的影响 Yasuda等[19]发现，SAP患者血清HMGB1在发病72 h明显升高，与健康对照者血清HMGB1平均水平相比较升高接近3倍，并且与急性胰腺炎、多器官功能衰竭和感染的严重程度呈正相关。 Sawa等[20]实验发现，注射HMGB1中和抗体的SAP小鼠血清胰淀粉酶较对照组明显下降，胰腺、肺、肝、肾的形态学也较对照组明显改善。该实验证明，阻断HMGB1可使SAP及其相关并发症的进程改善。Luan等[21]研究证实，降低HMGB1的水平可以抑制NF-κB的活性，减弱炎症反应并保护SAP继发的肺损伤，这也与Sawa等[20]的实验结果一致。

2.2HMGB1对SAP时肠黏膜屏障的影响肠道通透性的增加在急性胰腺炎中起关键作用，同时也决定疾病的预后。曾经在SAP动物模型肠系膜淋巴结、肝、胰腺中发现肠源杆菌，实验也发现细菌移位多发生于小肠[22]。

目前，SAP时肠黏膜屏障损伤的机制尚不明确，患者肠黏膜屏障的损伤可能发生于疾病早期，并且可能导致临床病情的恶化。近几年，HMGB1被认为在SAP的肠黏膜损伤中起重要作用。Liu等[23]发现，SAP早期的肠黏膜损伤程度与临床病情严重程度及继发感染的发生相关。Luan等[24]研究发现，HMGB1在SAP大鼠肠黏膜中的表达从6 h开始升高，上升可超过48 h，同时也证实血清HMGB1水平与肠道黏膜损伤严重程度呈正相关。该实验中模型组大鼠血清淀粉酶、内毒素、二胺氧化酶(DAO)迅速升高；使用丙酮酸乙酯治疗组SAP大鼠肠黏膜中HMGB1的表达明显下降，并且血清淀粉酶、内毒素、DAO也获得改善。Xu等[25]对SAP患者入院时血清HMGB1水平与肠道黏膜屏障通透性参数的相关性进行分析，发现血浆DAO、血清内毒素、尿甘露醇和乳果糖比值(L/M)与血清HMGB1水平呈显著的正相关。SAP患者血清HMGB1水平显著升高，HMGB1可以作为肠道屏障损害和感染的重要指标。因此，改善已升高的肠黏膜的通透性是控制SAP感染并发症的重要一步。近年来，HMGB1中和抗体应用于改善气道炎症[26]、缺血再灌注引起的肠黏膜损伤[27]、肾细胞缺血再灌注损伤[28]、异种器官移植[29]等动物疾病模型中治疗效果明显，但鲜有HMGB1中和抗体用于SAP肠黏膜损伤的的报道。

SAP时肠道黏膜屏障损伤是一个复杂的过程，改善SAP患者肠黏膜损伤对于其控制病情至关重要，目前许多参与其中的细胞、分子相互间的关系仍不明确。近几年HMGB1重要的生物学效应已引起国内外学者的广泛关注，现已证实HMGB1与SAP肠黏膜屏障的损伤密切相关，尽管其在各方面的研究进展迅速，但HMGB1在SAP肠黏膜屏障损伤中仍有许多不明确之处，有待进一步深入研究。因此，进一步开展HMGB1及其作用机制通路在SAP肠黏膜屏障中的研究，可以为SAP时肠道黏膜屏障损伤的治疗提供新的思路和策略。

[1] Besselink MG, van Santvoort HC, Buskens E, et al. Probiotic prophylaxis in predicted severe acute pancreatitis: a randomised, double-blind, placebo-controlled trial[J]. Lancet, 2008,371(9613):651-659.

[2] Capurso G, Zerboni G, Signoretti M, et al. Role of the gut barrier in acute pancreatitis[J]. J Clin Gastroenterol, 2012,46(Suppl):46-51.

[3] Shen X, Li WQ. High-mobility group box 1 protein and its role in severe acute pancreatitis[J]. World J Gastroenterol, 2015,21(5):1424-1435.

[4] Thomas JO, Stott K. H1 and HMGB1:modulators of chromatin structure[J]. Biochem Soc Trans, 2012,40(2):341-346.

[5] Harris HE, Andersson U, Pisetsky DS, et al． HMGB1: a multifunctional alarmin driving autoimmune and inflammatory disease[J]． Nat Rev Rheumatol, 2012,8(4):195-202．

[6] Sims GP, Rowe DC, Rietdijk ST. HMGB1 and RAGE in inflammation and cancer[J]. Annu Rev Immunol, 2010,28:367-388.

[7] Qin YH， Dai SM， Tang GS， et al． HMGB1 enhances the proinflammatory activity of lipopolys accharide by promoting the phosphorylation of MAPK p38 through receptor for advanced glycation end products[J]． J Immunol, 2009,183(10):6244-6250．

[8] Tsoyi K, Nizamutdinova IT, Jang HJ, et al. Carbon monoxide from CORM-2 reduces HMGB1 release through regulation of IFN-beta /JAK2 /STAT-1 /INOS /NO signaling but not COX-2 in TLR-activated macrophages[J]. Shock, 2010,34(6):608-616.

[9] Romero R, Chaiworapongsa T, Alpay SZ, et al． Damage-associated molecular patterns ( DAMPs) in preterm labor with intact membranes and preterm PROM: a study of the alarmin HMGB1[J]． Matern Fetal Neonatal Med, 2011,24(12):1444-1455．

[10] Muzio M, Fonte E, Caligaris-Cappio F. Toll-like receptors in chronic lymphocytic leukemia[J]. Mediter J Hematol Infect Dis, 2012,4(1):e2012055.

[11] Zhang X, Zhu C, Wu D, et al. Possible role of toll-like receptor 4 in acute pancreatitis[J]. Pancreas,2010,39(6):819-824.

[12] Li Y ，Zhou ZG ，Xia QJ ，et al． Toll-like receptor 4 detected in exocrine pancreas and the change of expression in cerulean in duced pancreatitis[J]. Pancreas, 2005,30(4)：375-381.

[13] Sawa H, Ueda T, Takeyama Y, et al. Role of toll like receptor4 in the pathophysiology of severe acute pancreatitisin mice[J].Surg Today, 2007,37(10):867-873.

[14] Matsumura N, Takeyama Y, Ueda T, et al. Decreased expression of Toll-like receptor 2 and 4 on macrophages in experimental severe acute pancreatitis[J]. Kobe J Med Sci, 2007,53(5):219-227．

[15] Hoque R, Sohail M, Malik A, et al． TLR9 and the NLRP3 inflammasome link acinar cell death with inflammation in acute pancreatitis[J].Gastroenterology, 2011,141(1):358-369.

[16] Yang H, Hreggvidsdottir HS, Palmblad K, et al. A critical cysteine is required for HMGB1 binding to TLR4 and activation of macrophage cytokine release[J]. Proc Natl Acad Sci, 2010,107(26):11943-11947．

[17] Conway EM． Thrombomodulin and its role in inflammation[J]. Semin Immunopathol, 2012,34(1):107-125．

[18] Hasegawa A，Iwasaka H，Hagiwara S，et al． Relationship between HMGB1 and tissue protective effects of HSP72 in a LPS-induced systemic inflammation model[J]. Surg Res, 2011,169(1):85-91．

[19] Yasuda T, Ueda T, Takeyama Y, et al. Significant increase of serum high-mobility group box chromosomal protein 1 levels in patients with severe acute pancreatitis[J]. Pancreas, 2006,33(4):359-363.

[20] Sawa H, Ueda T, Takeyama Y, et al. Blockade of high mobility group box-1 protein attenuates experimental severe acute pancreatitis[J]． World J Gastroenterol, 2006,12(47):7666-7670.

[21] Luan ZG, Zhang XJ, Yin XH, et al. Down regulation of HMGB1 protects against the development of acute lung injury after severe acute pancreatitis[J]． Immunobiology, 2013,218(10):1261-1270.

[22] Fritz S, Hackert T, Hartwig W, et al. Bacterial translocation and infected pancreatic necrosis in acute necrotizing pancreatitis derives from small bowel rather than from colon[J]. Am J Surg, 2010,200(1):111-117.

[23] Liu H, Li W, Wang X, et al. Early gut mucosal dysfunction in patients with acute pancreatitis[J]. Pancreas, 2008,36(2):192-196.

[24] Luan ZG, Zhang H, Ma XC, et al. Role of high-mobility group box 1 protein in the pathogenesis of intestinal barrier injury in rats with severe acute pancreatitis[J]. Pancreas, 2010,39(2):216-223.

[25] Xu GF, Guo M, Tian ZQ, et al. Increased of serum high-mobility group box chromosomal protein 1 correlated with intestinal mucosal barrier injury in patients with severe acute pancreatitis[J]. World J Emerg Surg, 2014,9(1):61.

[26] Zhang F, Huang G, Hu B, et al. Anti-HMGB1 neutralizing antibody ameliorates neutrophilic airway inflammation by suppressing dendritic cell-mediated Th17 polarization[J]. Mediators Inflamm, 2014,2014:257930.

[27] Wang J, He G, Wang Y, The role of high mobility group box 1 in the signaling pathways of mouse intestinal ischemia-reperfusion injury[J]. Zhonghua Wai Ke Za Zhi, 2015,53(3):215-220.

[28] Li J, Gong Q, Zhong S, et al. Neutralization of the extracellular HMGB1 released by ischaemic damaged renal cells protects against renal ischaemia reperfusion injury[J]. Nephrol Dial Transplant, 2011,26(2):469-478.

[29] Li JH, Zhao B, Zhu XH, et al. Blockade of Extracellular HMGB1 Suppresses Xenoreactive B Cell Responses and Delays Acute Vascular Xenogeneic Rejection[J]. Am J Transplant, 2015,15(8):2062-2074.

泸州市人民政府-四川医科大学联合课题[2015LZCYD-S04(3/15)]。

李昌平(E-mail： 506854209@qq.com)

10.3969/j.issn.1002-266X.2016.34.039

R576

A

1002-266X(2016)34-0103-03

2016-06-02)