赵占娟,李世杰,徐泽华,商亚贞,赵建喜
(1.河北大学 基础医学院,河北 保定 071002;2. 河北大学 公共卫生学院,河北 保定 071002;
3. 河北大学 附属医院,河北 保定 071002)
光动力治疗耐药细菌的研究进展
赵占娟1,李世杰1,徐泽华2,商亚贞3,赵建喜3
(1.河北大学 基础医学院,河北 保定071002;2. 河北大学 公共卫生学院,河北 保定071002;
3. 河北大学 附属医院,河北 保定071002)
摘要:光动力抗菌疗法是基于光动力疗法原理的一种抗感染治疗的新方法,对于细菌、真菌和病毒引起的感染,特别是对于耐药菌感染均显示很好的疗效.光动力抗菌疗法不会因为单一用药、光敏剂的浓度、曝光时间不足等因素产生耐药问题.多重耐药细菌多发生在伤口、肺部等部位,因而无论从耐药性、杀菌性以及效果和方便等考虑,光动力抗菌疗法均有很大的优势.本文重点介绍了近年来光动力抗菌疗法治疗多重耐药细菌性感染的研究进展,相信在不久的将来,光动力抗菌疗法将应用于临床,成为治疗难治性细菌感染性疾病的新疗法.
关键词:光动力疗法;光动力抗菌化学疗法;多重耐药菌;光敏剂;感染
Research progress of photodynamic therapy for drug-resistant bacteria
ZHAO Zhanjuan1,LI Shijie1,XU Zehua2,SHANG Yazhen3,ZHAO Jianxi3
(1.College of Basic Medical Science, Hebei University,Baoding 071002, China;
2.College of Public Health, Hebei University,Baoding 071002, China;
3.Affiliated Hospital of Hebei University, Hebei University, Baoding 071002, China)
近年来抗生素的滥用导致了全球范围内多重耐药菌的出现.由耐药菌引起的感染所造成的死亡率居全球死亡率之首[1-2].用于饮用的主要河流水体中耐药菌污染(对第3代第4代头孢菌素耐药的大肠杆菌)形势严峻[3].多重耐药菌的出现和潜在的爆发性流行趋势引起了世界各国的恐慌,许多国家都致力于寻求战胜多重耐药菌的新药物和新手段,而光动力抗菌治疗方法就是其中最具前景的疗法之一.
光动力疗法(photodynamic therapy,PDT)可以诱导细胞和微生物失活,并于1904年开始应用到医学领域[4].将PDT用于灭活微生物、抗微生物化学治疗被称为光动力抗菌化学疗法(photodynamic antimicrobial chemotherapy,PACT).PACT是基于光、光敏剂和氧3种因素协同作用的氧化损伤机制,单一用药很难导致细菌产生耐药性,研究表明将PACT治疗后残存的细菌培养并传代10次,没有发现其子代对PACT产生抵抗性[5]. PACT不会出现光敏剂引起的致死现象,也不会因为光敏剂的浓度、曝光时间不足而产生耐药问题. 由于激光穿透组织深度问题,相对于全身性感染(如菌血症),PACT可能更适用于局部治疗,光敏剂可以采取局部施用、滴入、间质性注射或气溶胶输送等方式.PACT治疗的关键问题是如何减小PACT对宿主组织和病原体周围正常组织的损伤、避免病原体再生等[6].而保证PACT有效杀死致病菌的关键是选择有效的光敏剂.本文拟综述近年来光动力抗菌治疗耐药细菌的研究进展.
1PACT的作用机制
早在20世纪,就有报道称某些染料和光的组合可以在体外杀死微生物.近年来的研究也表明微生物对PACT的选择性与哺乳动物细胞不同,主要表现在药物代谢动力学方面[7].PACT对微生物的作用机制尚不完全清楚,但猜测与PDT的作用机制一样,即I型反应(如超氧阴离子自由基、羟基、过氧化氢等对组织产生损伤)和Ⅱ型反应.在Ⅱ型反应中,三线态光敏剂可以把能量传给基态氧,产生一种高反应活性的单态氧,它可与脂质、蛋白、核酸等多种生物分子发生反应,使其氧化失活[8].
PACT可能会损伤微生物的细胞质膜或核酸或两者兼有.细胞质膜被破坏造成细胞内容物的损失,会进一步造成膜转运功能丧失和酶的失活[9].革兰氏阴性菌的外膜是一个半透膜,富含带有负电荷的脂多糖分子,可以聚阳离子[10-11].中性或阴离子光敏剂不能渗透革兰氏阴性菌的外膜,而聚阳离子药物可以干扰其外膜[12-13].研究表明,PACT与细菌、原虫作用时,荧光显微镜显示光敏剂主要位于细菌的细胞质膜上,照射几分钟后便扩散到细菌内;而PACT灭活大肠埃希菌和鳗利斯顿菌,激光照射结合在膜外的光敏剂会损伤细菌的细胞质膜,从而使更多的光敏剂通透,光照前若洗掉细胞上结合疏松的光敏剂则PACT杀菌率降低[14-15].Soncin等[16]也发现PACT灭活金黄色葡萄球菌时其膜上酶的灭活程度与细菌的灭活率紧密相关.
PACT灭活微生物时可能会导致DNA损伤.研究表明PACT治疗后,在革兰阳性及阴性菌中都能检测出质粒部分超螺旋消失,由此可知PACT可以破坏单链和双链DNA[17].有研究表明[18]4价阳离子卟啉介导的PACT灭活大肠埃希菌主要依赖基因组DNA的光损伤而不是依赖于质膜及膜蛋白的失活.阳离子酞菁类光敏剂介导的PACT可形成复杂的核酸[19],光激发DNA结合大环起化学反应,裂解DNA,以这种方式,鸟嘌呤残基比其他DNA碱基更容易被氧化[20-21].Spesia[22]等对PACT灭活后的大肠杆菌质粒和基因组DNA进行电泳分析发现阳离子酞菁与DNA可以发生强相互作用;长时间照射,细菌质粒的DNA断裂但未被修改.透射电子显微镜显示细胞大分子聚集和细胞屏障不规则;扫描电镜则显示PACT治疗后细胞外形缩小.
Hamblin等[23]认为光动力抗菌的作用点取决于光敏剂的结构,结构不同,则细胞定位不同,PACT灭活微生物的效果也不同.还有研究表明尽管PACT过程中会发生DNA损伤,但不是光灭活细菌的主要原因[24].PACT过程中DNA产生的一些小损伤可以被DNA修复系统纠正[25].可见光介导PACT灭活金黄色葡萄球菌,Maclean等[26]研究结果表明氧气量增加会使细菌的灭活率升高;氧气减少则对应细菌的失活率降低.
2PACT灭活革兰氏阳性菌及阴性菌的体外实验
金黄色葡萄球菌很容易产生耐药性,是引起伤口感染的一个重要原因.目前常见的是耐甲氧西林金黄色葡萄球菌(Methicillin-resistantStaphylococcusaureus,MRSA).万古霉素是治疗MRSA的首选药物,但是2002年,美国分离出第1例对万古霉素耐药的金黄色葡萄球菌(Vancomycin resistantStaphylococcusaureus,VRSA).VRSA的出现使细菌感染再次成为非常棘手的临床问题.体外研究表明目前PACT治疗金黄色葡萄球菌及其耐药菌的光敏剂多为卟啉,噻嗪染料,酞菁和二氢卟吩等.
有研究[27]表明低功率的氦-氖激光器照射吩噻嗪类光敏剂甲苯胺蓝O(TBO),当质量浓度为12.5 μg/mL时导致MRSA菌株的灭活达4.47 log.Usacheva等[28]利用金黄色葡萄球菌比较光敏剂MB和TBO的光毒性和暗毒性,结果发现照射后几乎所有菌株都被灭活,2种光敏剂都表现出了很好的杀菌性,但TBO的光毒性和暗毒性要优于MB. Wright[29]评估了5种光敏剂,亚甲基蓝(MB)、甲苯胺蓝O(TBO)、新亚甲基蓝(NMB)、二亚甲基蓝(DMMB)和天青B(AB)对5种金黄色葡萄球菌菌株的PACT作用,发现光照MB,DMMB和NMB能更好的杀死细菌,光照后灭菌率比不光照增加916倍.此外,不同光敏剂之间最小杀菌浓度差别很大,DMMB和NMB对耐甲氧西林金黄色葡萄球菌的最小杀菌浓度低于万古霉素(≥0.5 μmol/L).Phoenix等[30]研究也发现吩噻嗪及其衍生物具有亲脂性,对金黄色葡萄球菌表现出固有的暗毒性,大部分衍生物光照后显示较高的单线态氧产率(ΦΔ=0.18~1.35),光照(3.15 J/cm2) 30 min后,最小杀菌浓度降低8倍,光毒性反应表现出Ⅱ型机制.
Kubin等[31]研究了4种光敏剂hypericin,PhotofrinⅡ,porfimer sodium and meso-tetrahydroxyphenylchlorin (mTHPC)的单独及合并使用的抗菌情况,发现单独使用时,金黄色葡萄球菌对PhotofrinⅡ,mTHPC表现出较高的敏感性,但对hypericin不敏感.当PhotofrinⅡ和mTHPC连用时,抗菌效果没有表现出协同作用,但mTHPC,PhotofrinⅡ中加入hypericin时PACT抗菌效果却受到抑制.Wierrani[32]报道mTHPC和血卟啉衍生物联用时,对金黄色葡萄球菌有较强的杀菌性.精氨酸的血卟啉衍生物(HpD-Rut2-Arg2)在可见光的作用下对甲氧西林敏感的金黄色葡萄球菌最小杀菌质量浓度达6.2 μg/mL而对MRSA却高达12.5 μg/mL[33].Nitzan等[34]发现9种细菌菌株放入δ-氨基乙酰丙酸(ALA)后可以产生高含量的卟啉.将0.38 μmol/L的ALA放入金黄色葡萄球菌的菌悬液中孵育4 h该菌株产生过量的粪卟啉被分泌到培养基中,使用蓝光光照,光能量密度为100 J/cm2时,可以彻底消灭金黄色葡萄球菌菌株.
一些共轭的光敏剂对革兰氏阳性菌也有影响,这些光敏剂受到光照后可结合或积聚于微生物,从而杀死细菌.目前,PACT治疗感染性疾病缺乏特异性,将光敏剂与细菌表面上的抗体相连接,可以识别抗原,从而实现更大的特异性.一些研究小组已经尝试将细菌叶绿素分子与兔IgG结合,发现对金黄色葡萄球菌的蛋白A有较高的特异性[35],蛋白A是金黄色葡萄球菌的一种表面蛋白质,可以在Fc区结合IgG抗体,用激光(λ>550 nm)照射此类共轭化合物发现其光毒性有明显的剂量依赖性[36].Embleton等[37]研究发现将SnCe6与抗体IgG相连,MRSA菌株可以被这种免疫偶联物灭活(红光照射),但致死的效果取决于菌株和生长期.进一步研究发现将耐甲氧西林金黄色葡萄球菌(MRSA)的抗体与SnCe6共轭可以灭活各个生长阶段的所有MRSA菌株.此外,SnCe6与抗体结合还可以选择性杀死悬浮液中的EMRSA-16和大肠杆菌,但却无法消除非致病共生微生物.Hasan[38]等比较了2种阳离子共轭光敏剂(a polylysine-chlorin e6 conjugate pL-ce6和methylene Blue)和1种阴离子光敏剂(free ce6)利用665 nm光照射,研究对金黄色葡萄球菌、表皮葡萄球菌及胞外黏液中的同基因突变体的灭活情况,发现野生型菌株对阴离子光敏剂free ce6的吸收量较高,但free ce6对突变型的灭活程度却大于野生型.同时,处于对数期的菌株比处于稳定期的菌株更容易被free ce6灭活,而且对数期的菌株对free ce6的吸收量也要高于稳定期的菌株.2种阳离子光敏剂PL-CE6和methlyene blue灭菌效果相似,菌株对2种光敏剂的吸收也相似.由此可见,发展光敏剂结合物促进微生物的选择性是未来光敏剂的发展方向.
早在20世纪90年代,就有报道革兰氏阳性菌与革兰氏阴性菌的细胞壁结构不同会造成其对光敏剂的敏感性不同.革兰阳性菌的细胞壁是由相对多孔的肽聚糖和磷壁酸组成,允许光敏剂通过;革兰阴性菌在细胞壁外还有脂蛋白、脂质双层和脂多糖3层结构,其中脂质双层具有通透性屏障作用,能阻止多种大分子物质进入[39].
研究表明[41]ALA介导的PACT对副流感嗜血杆菌(革兰氏阴性菌)的杀菌效果较好.将ALA(2 μmol/L)添加到副流感嗜血杆菌的PBS悬浮液中,使用617 nm的光照射,结果超过99.9%的副流感嗜血杆菌被杀死.某些革兰氏阴性菌属(卟啉单胞菌,普氏菌,梭杆菌,类杆菌等)都与牙周炎的产生有关.研究表明一定能量的氩激光照射普氏菌和卟啉单胞菌培养的生物膜可以抑制这些菌种的生物膜生长.灭活率与细胞卟啉含量无关,但却受培养基添加剂(氯化血红素,血红蛋白,和血液)的影响[42-43].而普通光源与氦-氖光源对TBO的PACT效果一样,用这种方法治疗牙龈卟啉单胞菌,死亡率达5 log[44].同时,由TBO介导的PACT还可以减少大肠杆菌的LPS的活动能力和绿脓杆菌蛋白酶的活力[45].Ashkenazi[46]等设计合成了新型抗氧化剂载体敏化剂(ACS-3)五倍子酸丙脂血卟啉,对革兰阴性菌有特异性.用低能量(7.5 J/cm2)蓝光照射ACS-3(10 μmol/L)可以彻底根除鲍曼不动杆菌,同样条件下,增加照射光能量(37.5 J/cm2)则可以完全灭活大肠杆菌.Szpakowska[47]等研究发现聚赖氨酸-卟啉烯的结合物可以有效地灭活细菌,结合物呈中性时,对革兰氏阴性菌几乎没有杀菌效果,但呈阳离子时,对革兰氏阴性菌具有明显的光毒性,其效果依赖于化合物的浓度和低聚度,而且选择合适的参数还可以最大限度地降低对成人纤维细胞损害的可能性.Sol等[48]体外对二十四氨基卟啉衍生物对大肠杆菌的抗菌活性进行了研究,发现携带多胺结构的2种化合物对大肠杆菌表现出显著的灭菌活性,不需要使用膜不稳定剂破坏外膜,也能产生很强的抗菌性.Segalla[49]也发现675 nm激光照射1 μmol/L的新型光敏剂(Zn(Ⅱ)-phthalocyanine)5 min,大肠杆菌菌株被大量灭活,PACT可以损伤大肠杆菌细胞壁外膜的特定蛋白质,导致一些关键的酶失活,促进了光敏剂向细胞质膜的渗透,具有较好地抗菌效果.PACT同时还灭活相关的毒力因子,导致微生物细胞的死亡[50].
铜绿假单胞菌极易形成生物菌膜对抗菌药物高度耐药并可逃避宿主的免疫作用.Lee等[51]建立体外铜绿假单胞菌的菌膜模型,用630 nm的激光照射δ-氨基酮戊酸(δ-ALA)20 min后,检测不到菌膜中的活菌,48 h后观察到菌膜有再生现象,再次进行PACT,菌膜中的所有细菌完全被杀灭.Donnelly等也对铜绿假单胞菌菌膜引起的肺纤维囊性病的体外模型进行研究,发现亚甲蓝介导的PACT对铜绿假单胞菌的杀伤率较高,但细菌的生物膜对PACT灭活效应有一定的影响;而卟啉类光敏剂TMP-YP的PACT灭活却不受生物膜的影响[52].
阳离子富勒烯C60是具有选择性吸收的抗菌光敏剂[53],由足球状的碳原子组成,用一些官能团衍生时,可成为可溶的光敏剂.研究发现,经过10 min的暗孵育,二价和三价阳离子富勒烯对革兰氏阳性菌、阴性菌和真菌具有较高的灭活效率,相同条件下对哺乳动物细胞却相对安全.新型双阳离子C60衍生物DTC602+与不带电的富勒烯并吡咯烷MAC60光动力灭活大肠杆菌的体外实验表明,使用1 μmol/L的敏化剂DTC602+暗孵育大肠杆菌菌悬液30 min, 灭活率达99.97%.即使在光照之前将孵育的光敏剂进行洗涤,光敏灭活率依旧很高.此外,生长延迟的大肠杆菌的培养也证实了DTC602+光动力抗菌的效果,而不带电的MAC60的杀菌效果可以忽略不计[54].这些研究表明,阳离子富勒烯是一种非常有前景的光敏剂,具有潜在的应用价值.
3PACT的在体研究
皮肤损伤使皮肤失去了天然的屏障,皮下组织很容易受到细菌、病毒等微生物的感染,造成严重创伤、烧伤的患者的常死.过去几十年中,广泛使用抗生素控制严重的局部皮肤感染(痈、溃疡、烧伤和大面积的创伤等).但是由于耐药菌的不断出现及新药研发的困难使得抗生素的抗菌作用降低,因此迫切需要一种新的、有效的抗感染方法.
目前,仅有少量报道光动力抗菌的体内研究,使用的感染的动物模型多为小鼠、大鼠、狗和猪.对于PACT的体内研究来说最困难的是监测动物感染的动态发展及对其治疗的反应.使用传统的微生物学技术、标准追踪感染动物,需要牺牲大量的动物来获取数据,而这些数据分析费事费力,结果不可靠.而非侵入性的监测动物感染模型多采用基因工程生物发光细菌和光敏感成像系统,即可实现可视化感染动态监视过程.
PACT可以治疗伤口表面感染.Demidova等[55]研发了使用生物发光成像的小鼠局部感染模型.Hamblin[56]等研究小组首次创建小鼠的剪伤感染模型,探讨PACT治疗切除伤口感染大肠杆菌和绿脓杆菌的效果.研究人员在小鼠背部剪掉小面积皮肤,滴加基因工程发光细菌,将聚阳离子共轭光敏剂涂抹于伤口表面,然后以660 nm激光照射,低光成像系统量化大肠埃希菌.结果显示伤口处的大肠埃希菌被高效灭活,伤口愈合良好,PACT对宿主组织没有危害;而PACT治疗感染铜绿假单胞菌的小鼠伤口时发现,与对照组(不治疗)相比,PACT治疗组小鼠存活率达90%,且伤口愈合速度明显高于硝酸银对照组治疗后的伤口[57].Hashimoto[58]利用HB:La+3作为光敏剂对临床分离菌株绿脓杆菌的耐药菌进行体内PACT研究.结果表明,PACT能够减少小鼠烧伤创面的细菌数量,抑制菌血症,与对照组相比血液中的耐药菌量降低了2~3 log,而且PACT治疗还可以使小鼠的存活时间增加24 h.
创伤弧菌是一种易感染的侵入机会型治病菌(革兰氏阴性菌).Wong[59]利用甲胺蓝O(TBO)介导的PACT治疗弧菌种感染小鼠的创伤模型,体外实验表明PACT严重破坏细菌细胞壁结构,降低细胞活性和毒性.体内实验用宽光谱的红光(150 J/cm2)照射质量浓度为100 μg/mL的TBO,结果显示53%的小鼠存活.PACT可以治愈感染致命创伤弧菌的小鼠伤口模型,在未来的临床应用具有潜在的价值.Zolfaghari等[60]使用亚甲蓝结合670 nm激光,采用PACT治疗耐甲氧西林金黄色葡萄球菌感染的小鼠皮肤创面,发现这种耐药性金黄色葡萄球菌被有效地杀灭,而且这种杀菌效果,不是PACT治疗过程中产生的热量导致的.Dai等[61]用PL-ce6(polyethylenimine-ce6)光敏剂结合非相干红光治疗小鼠局部皮肤感染荧光性金黄色葡萄球菌,发现PACT治疗组伤口愈合的时间比对照组平均缩短8.6 d.PACT还可以治疗深部组织感染,能有效抑制MRSA感染,加速创面愈合.Simonetti等[62]探讨新型酞菁类抗菌药物RLP068/Cl介导的PACT治疗MRSA的菌株引起的小鼠感染模型,采用波长为698 nm、能量密度为60 J/cm2的激光光源结合酞菁类光敏剂治疗,感染2 d,与未治疗组的小鼠相比PACT治疗组细菌数量显著下降约3 log.感染9 d,PACT治疗组比抗生素组(替考拉宁组)细菌数量显著下降约2 log.组织学检查发现PACT治疗组表现出一个连续的完整的再上皮化过程.Berthiaume[63]等建立铜绿假单胞菌感染小鼠背部皮肤模型,使用2种特异性和非特异性结合物锡(Ⅳ)二氢卟吩卟酚e6-单克隆抗体结合物注射入感染部位.孵育15 min后,用630 nm的光照射,发现相对于非特定共轭组和模型组,照射特定共轭光敏剂可使约75%的细菌被灭活,而非特定共轭组和模型组的细菌则正常生长,显示有针对性的光解抗体可能会成为一种用于治疗各种感染的比较有效的方法.
软组织感染(坏死性筋膜炎,气性坏疽杆菌(Clostridium),坏死性蜂窝组织炎和福耳尼埃氏坏疽等)比较少见,但传播迅速,死亡率较高,往往给患者带来灾难性的后果.这种感染需要反复清除坏死组织,截肢手术是目前唯一控制疾病发展的手段.PACT可以应用于深部组织感染的治疗,通过选择合适的方案,PACT治疗可以迅速杀灭细菌,降低清创手术的程度.一种常用的软组织感染模型是肌肉内注射(大肠杆菌,绿脓杆菌和金黄色葡萄球菌)菌悬液到小鼠大腿肌肉.Bisland[64]等用ALA介导的PACT治疗由各种病原体感染引起的骨髓炎.在SD大鼠的胫骨骨髓腔内接种金黄色葡萄球菌产生菌膜,经腹膜给予ALA后,用置于胫骨的光导纤维进行照射,发现PACT可以有效降低骨髓腔内细菌的数量.Gad[65]等使用发光细菌研究了PACT治疗金黄色葡萄球菌感染软组织.注射悬浮于PBS中的发光细菌悬液106CFU到小鼠大腿肌肉下2 mm深度,感染30 min后,用多聚赖氨酸氯E6共轭物介导的PACT治疗,发现发光细菌的损失与剂量有关,未经处理的对照组和单独光照组没有看到.Tardivo等[66]应用吩噻嗪和贯叶连翘提取物的混合物介导PACT治疗糖尿病合并骨髓炎患者的足部溃烂.治疗后X线片显示病灶愈合,并且骨质也得到了改善,PACT治疗使这些患者免去了截肢的痛苦.
烧伤创面极易细菌感染.由于大量或长期应用多种抗生素使得并发真菌感染日益增加.虽然新型抗生素不断应用于临床,治疗措施几经改进,但耐药菌引起的烧伤败血症或创面脓毒症等感染性疾病是大面积烧伤患者的主要的致死原因.Orenstein等[67]使用豚鼠模型,研究了卟啉氯化血红素复合物PACT灭活耐药性金黄色葡萄球菌感染的烧伤创面.使用铜板加热至150 ℃,放置在小鼠背部10 s,建立Ⅲ度烧伤模型.随后在伤口处滴加108CFU金黄色葡萄球菌15 min建立感染模型.然后将卟啉滴在焦痂或注射入焦痂进行PACT治疗,发现金葡菌菌株减少了99%.而且次卟啉氯化血红素复合物还具有较强的暗毒性,不光照也能杀菌,被认为是一种有效的、有前途的抗金黄色葡萄球菌剂.Lambrechts等[68]用具有生物发光特性的金黄色葡萄球菌感染小鼠Ⅲ度烧伤伤口,建立烧伤感染的模型,用阳离子光敏剂5-苯基-10,15,20(N-甲基-4-吡啶基)卟啉氯化物(PTMPP)介导的PACT治疗,用生物发光系统进行检测发现,用能量密度为210 J/cm2、波长为(635±15) nm的红光照射后98%以上的细菌被杀灭,但同时观察到治疗后有细菌再生现象.他们还发现单独光照和PACT治疗都可导致伤口延迟愈合,认为影响PACT治疗烧伤感染的因素复杂,需进一步优化PACT的各种条件以适应临床应用.多药耐药鲍曼不动杆菌感染是一个日益严重的问题, PACT可能是一种新的有效治疗多药耐药的鲍曼不动杆菌感染的方法.Dai等[69]用PL-Ce6介导的PACT治疗多药耐药鲍曼不动杆菌感染,使用2个加热黄铜块(95 ℃)在小鼠背部两侧烫伤皮肤10 s,建立全层热烧伤感染小鼠模型.将二氢卟吩共价偶联到聚乙烯亚胺,用红光照射,治疗30 min后,使用定量荧光成像分析发现细菌发光损失超过了3 log.同时还发现,PACT治疗不会抑制伤口愈合.
4展望
多种病原微生物耐药性的提高导致对感染的治疗效果下降,成为临床最棘手的问题之一.各国科学家的研究内容也转向不依靠抗生素和其他细胞生物学传统方法抗微生物感染. PACT在有氧条件下将不同波长的可见光照射光敏剂杀灭微生物,安全可靠,它有许多优点:1)不损害邻近的宿主组织,对于正常菌群的影响很小,避免一些感染并发症的发生和发展;2)可以在短时间内灭活感染的微生物,不会使微生物产生耐药性;3)治疗用途非常广阔;4)可以消除生物膜上的病原体;5)治疗具有双重选择性,光敏剂对微生物细胞具有靶向性,同时选择合适波长的激光照射感染组织部位[70]进行PACT治疗.
PACT治疗过程中光照光敏剂会产生摧毁细菌分泌毒力的能力.大多数的分泌毒力因子是蛋白质或酶,蛋白质或酶在溶解状态下氨基酸残基链很容易被氧化,而且光动力治疗破坏分泌毒力因子的能力已经被一些实验所证实[71].
未来,对PACT的研究方向其一是PACT对宿主免疫系统的刺激性作用研究.例如:研究发现光动力治疗癌症时,能够增强宿主对癌症的免疫应答.光动力诱杀的肿瘤细胞能够释放肿瘤抗原和细胞因子的混合物,同时由光动力治疗引起的急性炎症反应也激活了内部免疫系统的树突状细胞及其他细胞成分. PACT治疗感染时,也应进行同样的研究;其二是新型光敏剂的研发及其在体内的代谢问题.PACT的应用中还应注意新型光敏剂对不同微生物的靶向性问题,激光光源最适应光敏剂的波段选择,机体对PACT治疗过程中产生的过敏反应问题等. 这些方面如果能进一步研究和解决,会是一个硕果累累的研究方向.
随着机制的阐明、实验条件的优化,相信在不久的将来,PACT将应用于临床,成为治疗多重耐药细菌感染性疾病的新疗法.
参考文献:
[1]WILLIAMS R, LEWIS K, SALYERS A A, et al. Resistance as a worldwide problem [J]. Bacterial Resistance to Antimicrobials, 2002: 223-238.
[2]PLOWMAN R, GRAVES N, GRIFFIN M A, et al. The rate and cost of hospital-acquired infections occurring in patients admitted to selected specialties of a district general hospital in England and the national burden imposed[J]. Journal of Hospital Infection, 2001, 3(3): 198-209.
[3]CHEN J, JIN M, QIU Z G, et al. A survey of drug resistance blagenes originating from synthetic plasmid vectors in six Chinese rivers[J]. Environmental Science & Technology, 2012, 46(24): 13448-13454.
[4]WAINWRIGHT M, PHOENIX D A, GASKELL M, et al. Photobactericidal activity of methylene blue derivatives against vancomycin-resistantEnterococcusspp[J]. The Journal of Antimicrob Chemother, 1999, 44(6): 823-825.
[5]TAVARES A, CARVALHO CM, FAUSTINO M A, et al. Antimicrobial photodynamic therapy: study of bacterial recovery viability and potential development of resistance after treatment[J]. Marine Drugs, 2010, 8(1): 91-105.
[6]DAI T, HUANG Y Y, M R. H. Photodynamic therapy for localized infections-state of the art[J]. Photodiagnosis & Photodynamic Therapy, 2009, 6(3-4): 170-188.
[7]SOUKOS N S, WILSON M, BURNS T, et al. Photodynamic effects of toluidine blue on human oral keratinocytes and fibroblasts andStreptococcussanguisevaluatedinvitro[J]. Lasers in surgery and medicine, 1996, 18(3): 253-259.
[8]MOAN J, PENG Q. An outline of the hundred-year history of PDT[J]. Anticancer Research, 2003, 23(5A): 3591-3600.
[9]ROSSETI I B, CHAGAS L R, MS C. Photodynamic antimicrobial chemotherapy (PACT) inhibits biofilm formation byCandidaalbicans, increasing both ROS production and membrane permeability[J]. Lasers in Medical Science, 2014, 29(3):1059-1064.
[10]SHIH M H, HUANG F. Repetitive methylene blue-mediated photoantimicrobial chemotherapy changes the susceptibility and expression of the outer membrane proteins ofPseudomonasaeruginosa[J]. Photodiagnosis & Photodynamic Therapy, 2013, 10(4): 664-671.
[11]HANCOCK R E. The bacterial outer membrane as a drug barrier[J]. Trends in Microbiology, 1997, 5(1): 37-42.
[12]SOUKOS N S, XIMENEZ-FYVIE L A, HAMBLIN M R, et al. Targeted Antimicrobial Photochemotherapy[J]. Antimicrobial Agents and Chemotherapy, 1998, 42(10): 2595-2601.
[13]HAMBLIN M R. Polycationic photosensitizer conjugates: effects of chain length and Gram classification on the photodynamic inactivation of bacteria[J]. The Journal of Antimicrobial Chemotherapy, 2002, 49(6): 941-951.
[14]NITZAN Y, ASHKENAZI H. Photoinactivation ofAcinetobacterbaumanniiandEscherichiacoliB by a cationic hydrophilic porphyrin at various light wavelengths[J]. Current Microbiology, 2001, 42(6): 408-414.
[15]JORI G, BROWN S B. Photosensitized inactivation of microorganisms[J]. Photochemical & Photobiological Sciences, 2004, 3(5): 403-405.
[16]SONCIN M. Approaches to selectivity in the Zn (II)-phthalocyanine-photosensitized inactivation of wild-type and antibiotic-resistantStaphylococcusaureus[J]. Photochemical & Photobiological Sciences Official Journal of the European Photochemistry Association & the European Society for Photobiology, 2002, 1(10):815-819.
[17]BERTOLONI G, LAURO F M, CORTELLA G, et al. Photosensitizing activity of hematoporphyrin onStaphylococcusaureuscells[J]. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-General Subjects, 2000, 1475(2): 169-174.
[18]SALMON-DIVON M, NITZAN Y, MALIK Z. Mechanistic aspects ofEscherichiacoliphotodynamic inactivation by cationic tetra-meso(N-methyl-pmdyl) porphine[J]. Photochemical & Photobiological Sciences, 2004, 3: 423-429.
[19]ASADI M, SAFAEI E, RANJBAR B, et al. Thermodynamic and spectroscopic study on the binding of cationic Zn (Ⅱ) and Co (Ⅱ) tetrapyridinoporphyrazines to calf thymus DNA: the role of the central metal in binding parameters[J]. New journal of chemistry, 2004, 28(10): 1227-1234.
[20]CADET J, DOUKI T, GASPARUTTO D, et al. Oxidative damage to DNA: formation, measurement and biochemical features[J]. Mutation Research/Fundamental and Molecular Mechanisms of Mutagenesis,2003,531(1-2):5-23(19).
[21]CADET J, RAVANAT J L, MARTINEZ G R, et al. Singlet oxygen oxidation of isolated and cellular DNA: Product formation and mechanistic insights[J]. Photochemistry and photobiology, 2006, 82(5): 1219-1225.
[22]SPESIA M B, CAMINOS D A, PONS P, et al. Mechanistic insight of the photodynamic inactivation ofEscherichiacoliby a tetracationic zinc (II) phthalocyanine derivative[J]. Photodiagnosis Photodynamic & Therapy,2009,6(1):52-61.
[23]HAMBLIN M R, HASAN T. Photodynamic therapy: a new antimicrobial approach to infectious disease[J]. Photochemical & Photobiological Sciences, 2004, 3(5): 436-450.
[24]IMRAY F P, MACPHEE D G. The role of DNA polymerase I and the rec system in survival of bacteria and bacteriophages damaged by the photodynamic action of acridine orange[J]. Molecular & General Genetics Mgg, 1973, 123(4):289-298.
[25]JOHN D C, ROSAMUND J, DOUGLAS K T. Tight binding of a copper (II) phthalocyanine (Cuprolinic Blue) to DNA[J]. Biochemical & Biophysical Research Communications, 1989, 159(3): 1256-1262.
[26]MACLEAN M, MACGREGOR S J, ANDERSON J G, et al. The role of oxygen in the visible-light inactivation ofStaphylococcusaureus[J]. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology, 2008, 92(3): 180-184.
[27]WILSON M, YIANNI C. Killing of methicillin-resistant Staphylococcus aureus by low-power laser light[J]. Journal of Medical Microbiology, 1995, 42(1): 62-66.
[28]USACHEVA M N. Comparison of the methylene blue and toluidine blue photobactericidal efficacy against gram-positive and gram-negative microorganisms[J]. Lasers in Surgery & Medicine, 2001, 29(2):165-173.
[29]WAINWRIGHT M, PHOENIX D A, LAYCOCK S L, et al. Photobactericidal activity of phenothiazinium dyes against methicillin-resistant strains ofStaphylococcusaureus[J]. Fems Microbiology Letters, 1998, 160(2): 177-181.
[30]PHOENIX D A, SAYED Z, HUSSAIN S, et al. The phototoxicity of phenothiazinium derivatives againstEscherichiacoliandStaphylococcusaureus[J]. Fems Immunology & Medical Microbiology, 2003, 39(1): 17-22.
[31]KUBIN A, WIERRANI F, JINDRA R H, et al. Antagonistic effects of combination photosensitization by hypericin, meso-tetrahydroxyphenylchlorin (mTHPC) and photofrin II onStaphylococcusaureus[J]. Drugs Under Experimental & Clinical Research, 1999, 25(1):13-21.
[32]WIERRANI F. Experimental investigations and clinical use of photodynamic therapy (PDT) in the Rudolf Foundation Hospital][J]. Gynakol Geburtshilfliche Rundsch, 1999, 39 (4):217-225.
[33]SZPAKOWSKA M, LASOCKI K, GRZYBOWSKI J, et al. Photodynamic activity of the haematoporphyrin derivative with rutin and arginine substituents HpD-Rut2-Arg2 againststaphylococcusaureusandpseudomonasaeruginosa[J]. Pharmacological Research, 2001, 44(3):243-246(4).
[34]NITZAN Y, SALMON-DIVON M, SHPOREN E, et al. ALA induced photodynamic effects on Gram positive and negative bacteria[J]. Photochemical & Photobiological Sciences, 2004, 3(5):430-435.
[35]GROSS S, BRANDIS A, CHEN L, et al. Protein-A-Mediated Targeting Of Bacteriochlorophyll-Igg toStaphylococcusAureus: a model for enhanced site-specific Photocytotoxicity[J]. Photochemistry & Photobiology, 2008, 66(6):872-878.
[36]EMBLETON M L, NAIR S P, COOKSON B D, et al. Selective lethal photosensitization of methicillin-resistantStaphylococcusaureususing an IgG-tin (IV) chlorin e6 conjugate[J]. Journal of Antimicrobial Chemotherapy, 2002, 50(6): 857-864(8).
[37]EMBLETON M L, NAIR S P, COOKSON B D, et al. Antibody-directed photodynamic therapy of methicillin resistantStaphylococcusaureus[J]. Microbial Drug Resistance, 2004, 10(2): 92-97.
[38]HASAN T, ZAHRA T, HAMBLIN M R, et al. Effects of growth phase and extracellular slime on photodynamic inactivation of gram-positive pathogenic bacteria[J]. Antimicrobial Agents and Chemotherapy, 2004, 48(6): 2173-2178.
[39]WAINWRIGHT M. ‘Safe’ photoantimicrobials for skin and soft-tissue infections[J]. International Journal of Antimicrobial Agents, 2010, 36(1):14-18.
[40]VAN D M F W, IBRAHIM K, STERENBORG H J C M, et al. Photodynamic destruction of Haemophilus parainfluenzae by endogenously produced porphyrins[J]. Journal of Photochemistry & Photobiology B Biology, 1997, 40(3):204-208.
[42]WILSON M. Lethal photosensitisation of oral bacteria and its potential application in the photodynamic therapy of oral infections[J]. Photochemical & Photobiological Sciences, 2004, 3(5): 412-418.
[43]HENRY C A, DYER B, WAGNER M, et al. Phototoxicity of argon laser irradiation on biofilms of Porphyromonas and Prevotella species[J]. Journal of Photochemistry & Photobiology B Biology, 1996, 34(2):123-128.
[44]DONCO MATEVSKI, ROBERT WEEKSINK, HOWARD C TENENBAUM, et al. Lethal photosensitization of periodontal pathogens by a red-filtered Xenon lampinvitro[J]. Journal of Periodontal Research, 2003, 38(4):428-435(8).
[45]KÖMERIK N, WILSON M, POOLE S. The effect of photodynamic action on two virulence factors of gram-negative bacteria 09[J]. Photochemistry & Photobiology, 2000, 72(5):676-680.
[46]ASHKENAZI H, NITZAN Y, GL D. Photodynamic effects of antioxidant substituted porphyrin photosensitizers on gram-positive and-negative Bacteria 09[J]. Photochemistry and Photobiology, 2003, 77(2): 186-191.
[47]SZPAKOWSKA M, REISS J, GRACZYK A, et al. Susceptibility ofPseudomonasaeruginosato a photodynamic effect of the arginine hematoporphyrin derivative[J]. International Journal of Antimicrobial Agents, 1997, 8(1): 23-27.
[48]SOL V, BRANLAND P, CHALEIX V, et al. Amino porphyrins as photoinhibitors of Gram-positive and-negative bacteria[J]. Bioorganic & Medicinal Chemistry Letters, 2004, 14(16): 4207-4211.
[49]SEGALLA A, BORSARELLI C D, BRASLAVSKY S E, et al. Photophysical, photochemical and antibacterial photosensitizing properties of a novel octacationic Zn (II)-phthalocyanine[J]. Photochemical & Photobiological Sciences Official Journal of the European Photochemistry Association & the European Society for Photobiology, 2002, 1(9):641-648.
[50]USACHEVA M N, TEICHERT M C, BIEL M A. The interaction of lipopolysaccharides with phenothiazine dyes[J]. Lasers in surgery and medicine, 2003, 33(5): 311-319.
[51]LEE C F, LEE C J, CHEN C T, et al. Delta-Aminolaevulinic acid mediated photodynamic antimicrobial chemotherapy onPseudomonasaeruginosaplanktonic and biofilm cultures[J]. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology, 2004, 75(1-2): 21-25.
[52]DONNELLY R F, CASSIDY C M, LOUGHLIN R G, et al. Delivery of methylene blue and meso-tetra (N-methyl-4-pyridyl) porphine tetra tosylate from cross-linked poly (vinyl alcohol) hydrogels: a potential means of photodynamic therapy of infected wounds.[J]. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology, 2009, 96(3): 223-231.
[53]TEGOS G P, DEMIDOVA T N, ARCILA-LOPEZ D, et al. Cationic fullerenes are effective and selective antimicrobial photosensitizers[J]. Chemistry & biology, 2005, 12(12): 1127-1135.
[54]SPESIA M B, MILANESIO M E, DURANTINI E N. Synthesis, properties and photodynamic inactivation ofEscherichiacoliby novel cationic fullerene C 60 derivatives[J]. European Journal of Medicinal Chemistry, 2008, 43(4): 853-861.
[55]DEMIDOVA T N, GAD F, ZAHRA T, et al. Monitoring photodynamic therapy of localized infections by bioluminescence imaging of genetically engineered bacteria[J]. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology, 2005, 81(1): 15-25.
[56]HAMBLIN M R, O'DONNELL D A, MURTHY N, et al. Rapid control of wound infections by targeted photodynamic therapy monitored by in vivo bioluminescence imaging[J]. Photochemistry and photobiology, 2002, 75(1): 51-57.
[57]HAMBLIN M R, ZAHRA T, CONTAG C H, et al. Optical monitoring and treatment of potentially lethal wound infectionsinvivo[J]. Journal of Infectious Diseases, 2003, 187(11): 1717-1725.
[58]HASHIMOTO M C E, PRATES R A, KATO I T, et al. Antimicrobial photodynamic therapy on drug-resistantPseudomonasaeruginosa-induced infection. an in vivo study[J]. Photochemistry and photobiology,2012,88(3):590-595.
[59]CHUANG Y C, WANG Y Y, WONG T W, et al. Bactericidal effects of toluidine blue-mediated photodynamic action on vibrio vulnificus[J]. Antimicrobial Agents & Chemotherapy, 2005, 49(3): 895-902.
[60]ZOLFAGHARI P S, PACKER S, SINGER M, et al. In vivo killing ofStaphylococcusaureususing a light-activated antimicrobial agent[J]. BMC Microbiology, 2009, 9(special): 1-8.
[61]DAI T, TEGOS G P, ZHIYENTAYEV T, et al. Photodynamic therapy for methicillin-resistantStaphylococcusaureusinfection in a mouse skin abrasion model[J]. Lasers Surg Med, 2010, 42(1): 38-44.
[62]SIMONETTI O, CIRIONI O, ORLANDO F, et al. Effectiveness of antimicrobial photodynamic therapy with a single treatment of RLP068/Cl in an experimental model ofStaphylococcusaureuswound infection[J]. British Journal of Dermatology, 2011, 164(5): 987-995.
[63]BERTHIAUME F, REIKEN S R, TONER M, et al. Antibody-targeted photolysis of bacteria in vivo[J]. Biotechnology, 1994, 12(7): 703-706.
[64]BISLAND S K, CHIEN C, WILSON B C, et al. Pre-clinical in vitro and in vivo studies to examine the potential use of photodynamic therapy in the treatment of osteomyelitis[J].Photochemical & Photobiological Sciences,2006,5(1):31-38.
[65]GAD F, ZAHRA T, FRANCIS K P, et al. Targeted photodynamic therapy of established soft-tissue infections in mice[J]. Photochemical & Photobiological Sciences, 2004, 3(5): 451-458.
[66]TARDIVO J P, BAPTISTA M S. Treatment of osteomyelitis in the feet of diabetic patients by photodynamic antimicrobial chemotherapy[J]. Photomedicine & Laser Surgery, 2009, 27(1): 145-150.
[67]ORENSTEIN A, KLEIN D, KOPOLOVIC J, et al. The use of porphyrins for eradication ofStaphylococcusaureusin burn wound infections[J]. FEMS Immunology & Medical Microbiology, 1997, 19(4): 307-314.
[68]LAMBRECHTS S A G, DEMIDOVA T N, AALDERS M C G, et al. Photodynamic therapy forStaphylococcusaureusinfected burn wounds in mice[J]. Photochemical & Photobiological Sciences, 2005, 4(7): 503-509.
[69]DAI T, TEGOS G P, LU Z, et al. Photodynamic therapy forAcinetobacterbaumanniiburn infections in mice[J]. Antimicrobial Agents and Chemotherapy, 2009, 53(9): 3929-3934.
[70]IMLAY J A. The molecular mechanisms and physiological consequences of oxidative stress: lessons from a model bacterium[J]. Nature Reviews Microbiology, 2013, 11(7): 443-454.
[71]CHABRIER-ROSELLY, FOSTER T H, PÉREZ-NAZARIO N, et al. Sensitivity of Dandida albicans germ tubes and biofilms to photofrin-mediated phototoxicity[J]. Antimicrobial agents and chemotherapy, 2008, 49(10): 4288-4295.
(责任编辑:梁俊红)
第一作者:赵占娟(1974-),女,河北博野人,河北大学副教授,博士,主要从事激光医学研究.
E-mail: zhaozhanjuanv@163.com
Abstract:Photodynamic antimicrobial therapy (PACT) is a new anti-infection method which is based on the principle of photodynamic therapy. It has shown good results for treating infections caused by bacteria, fungi and viruses , particularly for drug-resistant infections. PACT doesn’t cause drug-resistant problems resulting from such factors as the use of single drug, concentration of photosensitizer, and insufficient exposure time. Multidrug-resistant bacteria tend to occur in the wound, lungs and other parts of the body, thus PACT has great advantages either in treating drug-resistant bacteria and killing bacteria or treating effect and convenience. This article mainly deals with the recent development in the research of antimicrobial photodynamic therapy for multidrug-resistant bacterial infection. It is believed that in the near future, PACT will be widely used in clinic and become a new therapy to treat refractory bacterial infections.
Key words:photodynamic therapy; photodynamic antimicrobial chemotherapy; multi-drug resistant; photosensitizer; infection
通信作者:赵建喜(1966-),男,河北博野人,河北大学教授,主要从事放射医学研究.E-mail: jianxizhaov@163.com
基金项目:河北大学医学学科建设项目(2015A2001);河北大学大学生创新训练计划项目(2015149);中西部高校综合实力提升工程专项经费
收稿日期:2015-04-20
中图分类号:O43;Q81;R4
文献标志码:A
文章编号:1000-1565(2015)06-0657-10
DOI:10.3969/j.issn.1000-1565.2015.06.017