紫薯花青素体外抗氧化及对H2O2诱导HepG2细胞氧化损伤的保护作用

罗春丽，王 林，李 杏，张子程，张久亮*

紫薯花青素体外抗氧化及对H2O2诱导HepG2细胞氧化损伤的保护作用

罗春丽，王 林，李 杏，张子程，张久亮*

（华中农业大学食品科学技术学院，环境食品学教育部重点实验室，湖北 武汉 430070）

目的：研究紫薯花青素的体外抗氧化作用，建立H2O2诱导HepG2细胞氧化损伤模型，初步评 价紫薯花青素的抗氧化应激作用。方法：紫薯干粉经过提取、纯化制得紫薯花青素干粉，分别测定紫薯花青素的总还原力、对羟自由基（·OH）、超氧阴离子自由基（O2-·）的清除能力以及对大鼠红细胞溶血的保护作用。建立H2O2诱导HepG2细胞氧化损伤模型，采用四甲基偶氮唑蓝（methyl thiazolyl tetrazolium，MTT）法检测不同质量浓度紫薯花青素对HepG2细胞氧化损伤的保护作用。结果：紫薯花青素的还原力和VC基本相当；紫薯花青素对·OH有很好的清除效果，在实验浓度范围内有明显的剂量-效应关系；随紫薯花青素浓度的升高，对O2-·的清除作用增强，呈现良好的量-效关系，单位浓度的紫薯花青素对O2-·的清除作用比2,6-二叔丁基-4-甲基苯酚（butylated hydroxytoluene，BHT）效果好。不同质量浓度的紫薯花青素均可抑制H2O2诱导的大鼠红细胞溶血，且随着紫薯花青素质量浓度的升高，大鼠红细胞的溶血度降低，呈现良好的量-效关系。H2O2诱导的HepG2细胞氧化损伤模型中，50～1 600μg/mL的紫薯花青素 均能够抑制H2O2引起的HepG2细胞凋亡，当紫薯花青素质量浓度达到800μg/mL时，HepG2细胞存活率为（88.03±7.48）%。结论：紫薯花青素具有良好的体外抗氧化作用，并对H2O2诱导HepG2细胞氧化损伤具有明显的保护作用，研究初步揭示了紫薯花青素具有体外抗氧化作用。

紫薯花青素；抗氧化；自由基；氧化应激损伤；HepG2细胞

自由基是一类瞬时形成的含不成对电子的原子或功能基因。人体内的自由基既可以帮助传递维持生命的能量，也可被用来杀灭病菌和寄生虫，还能参与毒素排出，受控的自由基对人体是有益的。但当自由基在体内超过一定量时，则会给人体健康带来伤害，导致正常细胞和组织的损坏，从而引起多种慢性疾病，如心脏病、老年痴呆、恶性肿瘤等[1]。

花青素是目前发现的安全、有效的自由基清除剂[2]，在自然界，花青素是一类广泛存在于植物中的水溶性天然色素，属类黄酮化合物[3]。花青素是一种强效抗氧化剂，是药用价值很高的天然强效自由基清除剂，且具有良好的抗肿瘤、预防和治疗心血管疾病、抑菌等多种药用功能。因而，在医药、保健食品和化妆品等领域被广泛应用，是极具发展前景的天然植物色素[4-5]。本实验采用鄂薯8号为材料[6]，通过AB-8大孔吸附树脂法富集紫薯花青素，体外测定紫薯花青素的还原力和对羟自由基（·OH）、超氧阴离子自由基（O2-·）两种自由基的清除作用，测定其对H2O2诱导大鼠红细胞氧化溶血的影响，并初步研究紫薯花青素对H2O2诱导HepG2细胞损伤的保护作用，为将其开发成抗氧化、降血脂功能性食品奠定实验基础。

1 材料与方法

1.1材料、动物与试剂

鄂薯8号干粉，由武汉普泽天食品有限公司提供。

SPF级雄性老年Sprague-Dawley（SD）大鼠，体质量（240±20）g，购自湖北省实验动物研究中心（合格证号：SCXK（鄂）2008-0005）。饲养条件：室温25℃、相对湿度50%～60%，以大鼠标准饲料适应性喂养1周后，眼球取血，取血前12 h断食。

HepG2人肝癌细胞 华中科技大学同济医学院药学院；四甲基偶氮唑蓝（methyl thiazolyl tetrazolium，MTT） 上海Genview公司；胎牛血清 美国Sigma公司；RPMI-1640培养基 美国HyClone公司。

1.2仪器与设备

UV-102-02WF紫外-可见分光光度计 日本Shimadzu公司；ALPHA 1-4LD真空冷冻干燥机 德国Marin Christ公司；TDL-5A台式离心机 上海菲恰尔公司；RE-52AA旋转蒸发器 上海亚荣生化仪器厂；TS100倒置显微镜 日本Nikon公司；HF90 CO2培养箱力康生物科技医疗集团。

1.3方法

1.3.1紫薯花青素的制备

1.3.1.1紫薯花青素的提取

紫薯花青素的提取流程如下：鄂薯8号干粉→无水乙醇-0.1 mol/L盐酸（60∶40，V/V）提取→4 000 r/min离心10 min→减压浓缩。

其中料液比为1∶10（m/V），60℃提取30 min，经减压浓缩后得到紫薯花青素粗提物，备用[4]。

1.3.1.2紫薯花青素的纯化

紫薯花青素的纯化流程如下：紫薯花青素粗提物→乙酸乙酯萃取→AB-8大孔吸附树脂纯化→减压浓缩→真空冷冻干燥。

先用0.1%HCl冲洗大孔树脂柱2～3个柱体积，将1.3.1.1节所得紫薯花青素粗提物上柱纯化，洗脱液为无水乙醇-缓冲液（70∶30，V/V），洗脱过程中保持柱内pH值为3（以柠檬酸-Na2HPO4缓冲液保持pH值），流速为4 mL/min[1-2]。将冻干后紫薯花青素（紫薯花青素冻干粉）于-20℃条件下保存备用。

1.3.1.3紫薯花青素含量的测定

参照Hosseinian等[7]的方法，取纯化后的紫薯花青素冻干粉0.22 g两份，加入pH 4.5的醋酸钠缓冲溶液或pH 1.0的KCl缓冲液4 mL，摇匀，用紫外-可见分光光度计分别在520、700 nm波长处测定吸光度[8]，以矢车菊素-3-葡萄糖苷为当量，按照公式（1）、（2）计算紫薯花青素冻干粉中的花青素含量。

式中：A1为pH 1.0缓冲液中的样品在520 nm波长处的吸光度；A2为pH 1.0缓冲液中的样品在700 nm波长处的吸光度；A3为pH 4.5缓冲液中的样品在520 nm波长处的吸光度；A4为pH 4.5缓冲液中的样品在700 nm波长处的吸光度；L表示比色皿光路长度/cm；ε为矢车菊素-3-葡萄糖苷的摩尔吸光系数，26 900 L/（mol·cm）；M为矢车菊素-3-葡萄糖苷的摩尔质量，449.2 g/mol[9]；n为稀释倍数。

最终结果换算为1 g紫薯花青素冻干粉中含有花青素的量。

1.3.2紫薯花青素还原力的测定

取一定量的紫薯花青素冻干粉，以甲醇为溶剂配制质量浓度分别为0.1、0.3、0.5、0.7、0.9 mg/mL的系列溶液（以矢车菊素-3-葡萄糖苷计算当量计算得到浓度分别为0.22、0.67、1.11、1.56、2.00 mmol/L）；以VC为对照品，同样以甲醇为溶剂配制质量浓度分别为0.01、0.03、0.05、0.07、0.09 mg/mL的系列溶液（浓度分别为0.57、1.70、2.84、3.97、5.11 mmol/L）。

分别移取上述不同质量浓度的VC溶液1 mL于5个不同的离心管中，依次加入2.5 mL 0.2 mol/L磷酸盐缓冲溶液（pH 6.6）、2.5 mL质量分数1%的K3Fe(CN)6溶液，50℃水浴保温20 min后，再加入2.5 mL质量分数10%的三氯乙酸溶液，3 000 r/min离心10 min，取2.5 mL上清液，加入2.5 mL蒸馏水和0.5 mL质量分数0.1%的FeCl3溶液，于700 nm波长处测定反应体系的吸光度（以蒸馏水调零）。

分别移取上述各浓度的紫薯花青素样品1 mL代替VC，按照相同的步骤进行操作，在700 nm波长处测定反应体系的吸光度[10]。

1.3.3紫薯花青素对·OH的清除作用

根据Smirnoff等[11]的方法进行改进：取一定量的紫薯花青素冻干粉和VC，以甲醇为溶剂配制质量浓度分别为0.1、0.5、1.0、1.5、2.0、3.0 mg/mL的紫薯花青素溶液和VC溶液，以矢车菊素-3-葡萄糖苷为当量计算得到紫薯花青素溶液的浓度分别为0.22、1.11、2.22、3.34、4.45、6.68 mmol/L；VC溶液的浓度分别为0.57、2.84、5.68、8.52、11.36、17.03 mmol/L。

取6 支试管，均加入20 mmol/L H2O20.5 mL、8 mmol/L FeSO40.6 mL、3 mmol/L水杨酸-乙醇溶液2 mL，以及不同质量浓度的紫薯花青素溶液2 mL，再加入0.5 mL 20 mmol/L H2O2启动整个反应。37 ℃反应30 min后流水冷却，加入0.9 mL蒸馏水，使体系总体积为6 mL，3 000 r/min离心10 min，在510 nm波长处测定吸光度（A1）[2]。对照组以VC替代紫薯花青素，操作同上。以浓度为横坐标，吸光度为纵坐标绘制曲线，按照式（3）计算样品的·OH清除率。

式中：A0为以2 mL蒸馏水代替紫薯花青素溶液的空白组吸光度；A2为对照组的吸光度。

1.3.4紫薯花青素对O2-·的清除作用

取一定量的紫薯花青素冻干粉和2,6-二叔丁基-4-甲基苯酚（butylated hydroxytoluene，BHT），以甲醇为溶剂配制质量浓度分别为0.1、0.5、1.0、1.5、2.0、3.0 mg/mL的紫薯花青素溶液和BHT溶液，以矢车菊素-3-葡萄糖苷为当量计算得到紫薯花青素浓度分别为0.22、1.11、2.22、3.34、4.45、6.68 mmol/L；BHT溶液的浓度为0.45、2.27、4.54、6.81、9.08、13.61 mmol/L。

取pH 8.2的0.05 mol/L Tris-HCl缓冲溶液4.5 mL，置于25℃水浴中预热20 min，分别加入1 mL不同浓度的紫薯花青素溶液、0.4 mL 25 mmol/L邻苯三酚溶液，混匀后将混合液放入25℃水浴中反应5 min，再加入1 mL 8 mol/L HCl终止反应，用蒸馏水稀释10倍。在299 nm波长处测定吸光度（A1），以等量的BHT溶液代替紫薯花青素溶液作为对照品[3,10,12]，按照式（4）计算样品的O2-·清除率[13]。

式中：A0为以1 mL蒸馏水代替不同浓度的紫薯花青素的空白组吸光度。

1.3.5紫薯花青素对H2O2诱导大鼠红细胞氧化溶血的影响

从SD大鼠眼眶静脉丛取血，肝素抗凝，3 000 r/min离心10 min分离得红细胞，冷生理盐水洗涤红细胞3次，制成质量分数0.5%的大鼠红细胞悬浮液，4℃条件下保存备用。

取1 mL大鼠红细胞悬浮液，加入0.2 mL不同质量浓度的紫薯花青素溶液、0.1 mL 100 mmol/L H2O2溶液混匀。在37℃条件下温育1 h，以生理盐水稀释6倍，3 000 r/min离心10 min，取上清液，于415 nm波长处比色测定吸光度（A1）（以生理盐水调零）[14]，按照式（5）计算大鼠红细胞的溶血度。

式中：A0为以等体积生理盐水代替样品溶液和H2O2溶液的正常对照组吸光度；A2为以等体积生理盐水代替样品溶液的H2O2诱导对照组吸光度。

1.3.6紫薯花青素对H2O2诱导HepG2细胞氧化损伤的保护作用

1.3.6.1 H2O2诱导HepG2细胞氧化损伤模型的建立

体外建立H2O2诱导HepG2细胞氧化损伤模型，采用不同浓度的H2O2作用于HepG2细胞相同时间，和同一浓度的H2O2作用于HepG2细胞不同时间，四甲基偶氮唑蓝（methyl thiazolyl tetrazolium，MTT）法测定H2O2对HepG2细胞的抑制率[15-16]。

1.3.6.2紫薯花青素对H2O2诱导HepG2细胞氧化损伤的保护作用

取处于对数生长期的HepG2细胞稀释至细胞密度为105个/mL，接种于96孔板中，每孔100μL；细胞培养至贴壁后，吸出全部原培养液。实验组分别加入100μL紫薯花青素质量浓度为50、100、200、400、800、1 600μg/mL的培养基，置于培养箱中培养24 h，吸弃上清液，每孔加入400μmol/L的H2O2100μL，置于培养箱中孵育2.5 h。培养2.5 h后尽可能吸弃上清液，加入200μL质量浓度为0.5 mg/mL的MTT，37℃孵育4 h后停止培养[17]，吸出上清液，每孔加入150μL二甲基亚砜酶标仪振荡10 min后于490 nm波长处测定吸光度，每组做5个复孔，重复3次[18-19]。另设：空白组不接种细胞但添加培养液；阴性对照组接种细胞但不加H2O2和其他药物处理；模型组接种细胞并加H2O2处理，但不加紫薯花青素溶液处理。其余操作步骤相同。按照公式（6）、（7）计算细胞存活率和细胞损伤率。

式中：A0为空白组的吸光度；A1为样品组的吸光度；A2为阴性对照组的吸光度。

1.4数据处理

2 结果与分析

2.1紫薯花青素含量

紫薯干粉经过含盐酸的乙醇溶液提取后得到紫薯花青素粗提物，利用乙酸乙酯萃取去除脂溶性成分，采用AB-8大孔吸附树脂对紫薯花青素进行纯化和富集，浓缩冻干后制得紫薯花青素冻干粉。根据双波长法[20]测定结果计算得到：紫薯花青素冻干粉中，总花青素的含量约为312 mg/g（以矢车菊素-3-葡萄糖苷为当量计算）。

2.2紫薯花青素的还原力

图1 紫薯花青素和VC的还原力Fig.1 Reducing power of anthocyanins from purple sweet potato and vitamin C

众所周知，VC具有很好的抗氧化活性。如图1所示，紫薯花青素具有一定的还原力，且随着浓度的增加，反应体系的吸光度增大，即紫薯花青素的还原能力增强，表现出良好的量-效关系；此外，浓度相同的紫薯花青素和VC吸光度大致相同，说明紫薯花青素的还原力和VC基本一致。

2.3紫薯花青素清除·OH的效果

正常情况下，机体自身的抗氧化系统可以抵御氧化应激带来的损伤，以避免自由基攻击细胞，引起细胞死亡。但是若机体正常的抗氧化系统被破坏，失去了对自由基损伤和细胞氧化损伤的控制能力，将带来严重的后果。·OH被认为是毒性很强的自由基，可通过Fe2++VC、Fe2++H2O2等反应产生，能诱导膜系统氧化损伤，对细胞有很强的毒害作用[7]。紫薯花青素可以提供H，H与·OH结合，形成稳定性较强的自由基或惰性化合物，进而清除体内过多的有害自由基。

图2 不同浓度紫薯花青素对·OH的清除作用Fig.2 Hydroxyl radical scavenging effect of different concentrations of anthocyanins from purple sweet potato

由图2可知，以VC为参照物，紫薯花青素对·OH有很好的清除效果，且随着浓度的增大，紫薯花青素对·OH的清除率逐渐增大，有明显的剂量-效应关系。当反应体系对·OH的清除率为90%时，对应的VC的浓度为2.61 mmol/L，而紫薯花青素的浓度为5.67 mmol/L，且随着紫薯花青素浓度的增加，其对·OH的清除率逐渐增大。以上结果表明，紫薯花青素与VC一样，都可以清除·OH，在实验设定的浓度范围内表现出剂量依赖性。

2.4紫薯花青素清除O2-·的效果

花青素强大的自由基清除能力来源于其分子中大量的酚羟基。研究表明，原花青素分子B环的邻位酚羟基为主要的还原部位，在抗氧化反应过程中，邻位酚羟基作为H供体可以捕获氧化过程中产生的O2-·，自身形成的自由基可以通过形成分子内氢键、半醌式自由基甚至邻苯醌等形式得以稳定，从而中断自由基链式反应。

图3 不同浓度紫薯花青素对的清除作用（Fig.3 Superoxide anion radical scavenging effect of different concentrations of anthocyanins from purple sweet potato

BHT是公认的对O2-·具有良好清除作用的化合物。由图3可知，在相同浓度下，紫薯花青素对O2-·的清除作用比BHT更好，且随着紫薯花青素浓度的升高，对O2-·的清除作用增强，呈现良好的量-效关系，当反应体系对O2-·的清除率为45%时，对应的BHT浓度为13.61 mmol/L，而紫薯花青素的浓度为4.45 mmol/L，由此可见，单位浓度的紫薯花青素对O2-·的清除作用比BHT效果好。

2.5紫薯花青素对H2O2诱导大鼠红细胞氧化溶血的抑制作用

H2O2可以氧化红细胞膜，导致血红蛋白逸出，从而导致其吸光度的增加。紫薯花青素上的羟基可以与H2O2结合，起到保护红细胞的作用，进而降低红细胞的溶血现象[21-22]。

图4 紫薯花青素对H2O2诱导大鼠红细胞氧化溶血的影响Fig.4 Protective effect of anthocyanins from purple sweet potato on red blood cell hemolysis induced by H2O2

由图4可知，不同质量浓度的紫薯花青素均可抑制H2O2诱导的大鼠红细胞溶血，且随着紫薯花青素质量浓度的升高，大鼠红细胞的溶血度降低。当紫薯花青素的质量浓度为3 mg/mL时，H2O2诱导的大鼠红细胞溶血度降低到7.41%，与0.1 mg/mL质量浓度下大鼠红细胞溶血度80.07%相比，有更好的抗溶血效果，呈现良好的量-效关系。

2.6紫薯花青素对H2O2诱导的HepG2细胞损伤的保护作用

2.6.1紫薯花青素对HepG2细胞无毒剂量的确定

表1 紫薯花青素对HepG2细胞的毒性作用TTaabbllee 11 EEffffeect of anthocyanins from purple sweet potato on the survival rate of HepG2 cells

表1 紫薯花青素对HepG2细胞的毒性作用TTaabbllee 11 EEffffeect of anthocyanins from purple sweet potato on the survival rate of HepG2 cells

组别紫薯花青素质量浓度/（μg/mL）HepG2细胞存活率/%阴性对照组 94.17±7.78紫薯花青素组5092.80±4.22 10089.68±7.60 200100.01±3.32 400100.01±3.56 80099.68±4.61 1 60096.76±4.78

由表1可知，各质量浓度的紫薯花青素对HepG2细胞均无明显的毒性作用，相反有一定的增殖作用，当紫薯花青素质量浓度达到200～400μg/mL时，其对HepG2细胞的增殖效果最明显。

2.6.2 H2O2诱导HepG2细胞损伤的模型建立

由表2可知，50、100、200、400、800μmol/L的H2O2对HepG2细胞的生长均有一定抑制作用，且细胞抑制率随H2O2浓度的增加而增大，400μmol/L的H2O2对HepG2细胞的抑制率达到53.36%，因此建模时H2O2的最佳浓度选取为400μmol/L。其余各H2O2处理组与50μmol/L H2O2处理组相比均有极显著差异（P＜0.01）。

表2 相同作用时间不同浓度的H2O2对HepG2细胞的损伤作用Table2 Efects of incubation with different concentrations of H2O2 oonn HepG2 cell damage

表2 相同作用时间不同浓度的H2O2对HepG2细胞的损伤作用Table2 Efects of incubation with different concentrations of H2O2 oonn HepG2 cell damage

注：Δ Δ. 与50 μmol/L H2O2处理组相比，差异极显著（P＜0.01）。

组别H2O2浓度/（μmol/L）HepG2细胞抑制率/%阴性对照组0 H2O2处理组5021.56±5.82 10035.96±5.21ΔΔ20037.39±46.15ΔΔ40053.36±5.82ΔΔ80056.02±7.75ΔΔ

2.6.3 400μmol/L H2O2处理不同时间对HepG2细胞的氧化损伤作用

表3 400 μmolmol/L H/L H2O2处理不同时间对HepG2细胞的损伤作用x ±s，n＝3）3Table3 Oxidative stress injury induced by 400μmolmol/L H/L H2O2for for different durations in HepG2 cells(x ± s, n = 3)

由表3可知，400μmol/L的H2O2在不同作用时间内均可引起HepG2细胞发生氧化损伤（P＜0.01），处理时间越长，对HepG2细胞的抑制作用也越强，H2O2处理6 h时，HepG2细胞损伤率已达到97.70%，不适宜造模，故建模时选取H2O2的最佳处理时间为2 h。

2.6.4不同质量浓度紫薯花青素对H2O2诱导HepG2细胞氧化损伤的保护作用

由表4可知，模型组的HepG2细胞存活率只有（60.60±4.37）%，而加入不同质量浓度紫薯花青素的HepG2细胞存活率均高于（60.60±4.37）%，即紫薯花青素可显著或极显著提高HepG2细胞存活率（P＜0.05或P＜0.01）。以上结果说明紫薯花青素可以有效降低H2O2诱导HepG2细胞的氧化损伤作用，且随着紫薯花青素质量浓度的升高，其对HepG2细胞的保护作用愈加明显。

3 结 论

本实验结果表明，紫薯花青素的还原力、对·OH和·的清除能力随其浓度的增大而增强，在本实验所设定的浓度范围内，紫薯花青素·OH的清除率可达到91.93%，对的清除率可达到47.25%，能够有效清除Fenton反应产生的·OH。研究结果还显示，紫薯花青素能显著抑制H2O2诱导的大鼠红细胞溶血，随着紫薯花青素质量浓度的增大，大鼠红细胞溶血度不断降低。以上结果均表明紫薯花青素具有良好的体外抗氧化功效。

经H2O2处理的HepG2细胞会发生显著的氧化损伤，本实验确定HepG2细胞氧化损伤最佳造模条件为400μmol/L的H2O2处理2 h；使用单一紫薯花青素处理HepG2细胞发现其对细胞无明显毒性作用；当不同质量浓度紫薯花青素和H2O2共同作用于HepG2细胞时，结果显示紫薯花青素对H2O2诱导HepG2细胞氧化损伤具有较为明显的保护作用。

本实验发现紫薯花青素对H2O2诱导HepG2细胞氧化损伤具有保护作用，进一步的研究需要采取动物模型结合细胞实验深入探究紫薯花青素对超氧化物歧化酶、谷胱甘肽过氧化物酶等体内抗氧化酶活性的影响，以及如何通过调控细胞凋亡蛋白酶Caspases家族蛋白、氨基端激酶JNK等关键蛋白的表 达而发挥保护作用，进而阐明紫薯花青素抗氧化损伤的作用机制[23]。

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Antioxidant Activities and Protective Effect of Anthocyanins from Purple Sweet Potato on HepG2 Cell Injury Induced by H2O2

LUO Chunli, WANG Lin, LI Xing, ZHANG Zicheng, ZHANG Jiuliang*
(Key Laboratory of Environment Correlative Dietology, Ministry of Education, College of Food Science and Technology, Huazhong Agricultural University, Wuhan 430070, China)

Objective∶ To evaluate thein vitroantioxidant activities of anthocyanins extracted from purple sweet potato and investigate the protective effect of the anthocyanins on H2O2-induced oxidative stress in HepG2 cells. Methods∶ The anthocyanins were extracted and purified from the dried powder of purple sweet potato. The total reducing power, free radical scavenging effect and red blood cell hemolysis-protecting effect of the anthocyanins were measured. Moreover, anin vitroHepG2 cell damage model induced by H2O2was established, and the MTT (3-(4,5-dimethylthiazol-2-yl)-2,5-diphenyltetrazolium bromide) method was used to detect the protective effect on HepG2 cell injury of different concentrations of the anthocyanins. Results∶ The anthocyanins had goodin vitroantioxidant effects, possessing reducing power similar to that of VC and potent scavenging activities hydroxyl and superoxide anion radicals in a dose-dependent manner. The superoxide anion radical scavenging activity was higher than that of BHT at the same concentration. The anthocyanin extract at 50-1 600μg/mL could restrain the HepG2 cells from apoptosis caused by H2O2and it at 800μg/mL yielded a survival rate of HepG2 cells of (88.03±7.48)%. Conclusion∶ The anthocyanins from purple sweet potato possess goodin vitroantioxidant ability and obvious protective effects on HepG2 cells from oxidative stress injury induced by H2O2.

anthocyanins from purple sweet potato; antioxidant; free radicals; oxidative stress injury;HepG2 cells

O629.12；R979.1

1002-6630（2015）17-0225-06

10.7506/spkx1002-6630-201517042

2014-11-07

中央高校基本科研业务费专项资金项目（2013PY095）；华中农业大学“国家级大学生创新创业训练计划”项目（201310504034）

罗春丽（1992—），女，硕士研究生，研究方向为天然产物化学。E-mail：956526251@qq.com

*通信作者：张久亮（1982—），男，副教授，博士，研究方向为天然活性成分研究与开发。E-mail：zjl_ljz@mail.hzau.edu.cn