Raynald,李延滨,郭牧遥,黄 华,张 涵,于 昊,李海龙,崔福斋,安沂华
(1.首都医科大学,北京市神经外科研究所,北京 100050;2.清华大学材料科学与工程系,北京 100084)
脊髓损伤是一种严重危害人类健康的中枢神经系统疾病,可导致感觉和运动功能丧失,目前对其后遗症缺乏有效的治疗手段。随着干细胞及组织工程学技术的发展,细胞复合生物材料移植治疗中枢神经系统损伤得到了更多的关注。本研究利用骨髓间充质干细胞作为种子细胞,透明质酸—多聚赖氨酸材料作为支架,研究其复合物对脊髓损伤的修复效果。
1.1 材料
Spraque Daw ley(SD)大鼠(中国医学科学院实验动物研究所SCXK(京)2009-0017);细胞培养试剂:DMEM,10%牛血清(GIBCO Company);手术器械:YZ20P5手术显微镜(苏州六六视觉科技股份有限公司);倒置显微镜(Nikon);电镜(Hitachi TEM system)。
1.2 方法
1.2.1 细胞培养:将5 mL已抗凝的人骨髓与等体积PBS混合,室温下900 g离心10 min,沉淀物用PBS洗2次;细胞重悬,密度为4×107/mL;密度梯度离心法分离单个核细胞,重悬于DMEM(低糖)+ 15%胎牛血清培养基中,置于37℃、5%CO2的培养箱中培养;每3~4 d换一次培养基;细胞至90%融合时,0.25%胰酶/EDTA消化,传代培养;
1.2.2 透明质酸-多聚赖氨酸(HA-PLL)材料的制备:HA在EDC(碳化二亚胺,1-(3-dimethylam inopropyl)-3-ethylcarbodiim ide)的介导下与PLL反应,避光过夜保存,溶液缓慢交联成凝胶;将上述凝胶用去离子水在超声波中清洗三次去除残留物,-20℃冷冻后放入冻干机内进行冷冻干燥。48 h后得到多孔框架材料[1]。
1.2.3 实验动物分组:体重200~220 g的雌性SD大鼠32只,随机分为4组,单纯损伤组(8只)、hBMSC移植组(8只)、HA-PLL移植组(8只)、hBMSC-HA-PLL移植组(8只)。
1.2.4 脊髓半横断模型的制作:水合氯醛(0.4 m L/100 g)腹腔注射麻醉。取俯卧位,无菌状态下充分暴露T6-T7节段的脊髓,将其半横断,纵向去除脊髓组织的长度为2 mm,然后根据分组情况,将hBMSC、材料或hBMSC+材料植入脊髓缺损区域,逐层缝合。
1.2.5 大鼠运动功能的检测:于术后8周内每周1次观察大鼠运动功能恢复情况。评价方法参照BBB运动评分法[2]。
1.2.6 损伤部位形态学评价:术后8周杀死大鼠,利用电镜观察各组损伤局部是否有新生轴突和血管出现,并比较其形态差别。
1.2.7 统计学分析:大鼠运动功能的评分用平均值±标准差表示(±s),使用SPSS软件进行重复测量方差分析,P<0.05表示为有显著性差异。
2.1 动物行为学恢复情况
动物行为学变化主要是观察损伤侧下肢运动功能的恢复情况。观察运动功能行为分为3个阶段:早期主要观察后肢关节的运动,中期主要观察平衡能力与步态运动,晚期主要观察下肢足部精细运动。8周内观察可见,HA-PLL组大鼠的运动功能与单纯损伤组相比评分差异无统计学意义,hBMSC移植组的运动功能恢复程度明显好于上述两组(P<0.05),hBMSC-HA-PLL组的运动功能恢复程度则明显好于单纯损伤组及HA-PLL组(P<0.05),但与hBMSC移植组相比差异无统计学意义(表1)。从恢复的时间段来看,在损伤后急性期改善程度较亚急性期显著。4组中,hBMSC组及hBMSC-HAPLL移植组恢复的速度最快,尤其是在第一周时明显高于对照组及HA-PLL组,两周后对照组及HAPLL组也出现明显的恢复,而hBMSC组及hBMSCHA-PLL组的恢复速度则有所减慢,但评分仍要好于对照组及HA-PLL组,而到5周以后各组的恢复程度几乎没有明显变化(图1)。
表1 表1 脊髓损伤术后1至8周BBB评分各组变化Tab.1 1st week to 8th week post-spinal cord injury each group BBB score
图1 脊髓损伤术后1至8周BBB评分各组变化Fig.1 1st week to 8th week post-spinal cord injuryeach group BBB score
2.2 电镜评价损伤局部形态
利用电镜观察新生轴突和血管生长情况。电镜结果显示:HA-PLL移植组和hBMSC-HA-PLL移植组,在有材料存在的脊髓损伤区域,可见新生神经纤维,包括有髓纤维和无髓纤维,其中大部分的新生神经纤维有施万细胞围绕(彩插2图2),与HA-PLL组相比,hBMSC-HA-PLL组新生轴突的数量要更多,轴突的髓鞘形态较为完整,板层明暗相间,结构清晰,轴浆内细胞器丰富,且未见明显髓鞘变性,两组的材料内部都偶见新生血管形成,血管形态基本正常,血管内皮细胞生长良好(彩插2图3)。单纯损伤组的损伤区域主要被胶原和纤维细胞填充,偶见有孤立的新生轴突生成,但生长欠佳,而在有材料植入的损伤区域胶原及纤维细胞明显减少。在单纯细胞移植组,损伤局部也有新生神经纤维生成,新生轴突的髓鞘也较完整,但与HA-PLL移植组及hBMSC-HA-PLL移植组相比,其胶原及纤维细胞的成分更多,胶质瘢痕的生成更为丰富,但少于单纯损伤组。
脊髓损伤后,轴突的再生能力极为有限,因而此类患者往往遗留有严重的终生残疾。如何有效促进此类患者损伤的中枢神经的再生,改善其神经功能,成为目前国际上的研究热点。国内外许多研究证明,hBMSC在中枢神经系统损伤修复中具有巨大潜力。hBMSC具有干细胞多向分化和自我更新的潜能,且获取途径避免了相关伦理学争议,体外扩增相对简便且性质稳定,拥有更加广阔的临床应用前景。本研究选择hBMSC作为种子细胞,结合组织工程学技术治疗大鼠脊髓损伤。
脊髓损伤导致神经元及胶质细胞死亡、功能丧失以及胶质疤痕形成,胶质疤痕主要由反应性星形胶质细胞组成,可阻碍轴突再生和延伸[3,4]。上述改变在单纯损伤组中有所体现。本研究采用多孔的HA-PLL水凝胶作为支架,希望其材质可有利于神经功能的恢复:其多孔的表面形态有利于细胞的贴附和生长。在有材料存在的组中可见:材料移植区损伤区域变窄,其内有新生轴突和血管,同时可见动物在行为学方面有所恢复[5-7]。上述结果说明,HA-PLL水凝胶在一定程度上可以减轻胶质瘢痕的形成,为轴突再生和移植细胞发挥作用提供相对良好的微环境,这与其他相关研究的结果基本一致。其机制可能包括:HA-PLL水凝胶的存在可以维持组织的形态结构;在细胞生长和物质交换方面起到重要作用,有利于损伤轴突的再生;同时材料本身的材质可以消除细胞周围的水肿、诱导新生血管的形成,进一步促进轴突的再生[8-10]。
本研究结果显示,有干细胞移植的两组动物损伤恢复程度更好。BBB评分显示脊髓损伤后急性期,hBMSC组和hBMSC-HA-PLL组评分显著高于对照组和HA-PLL组,在亚急性期评分也略微高于后两组。而8周时的BBB评分表明,HA-PLL组大鼠的运动功能与单纯损伤组相比评分差异无统计学意义,而hBMSC移植组和hBMSC-HA-PLL组的运动功能恢复程度明显好于没有移植细胞的两组(表1,P<0.05)。已知hBMSC可分泌许多营养因子包括脑源性神经营养因子(BDNF)、神经营养因子-3 (NT-3)、血管内皮生长因子(VEGF)、神经生长因子(NGF)、碱性成纤维细胞生长因子(bFGF)、胰岛素生长因子-1(IGF-1),等等。这些神经营养因子对神经系统的损伤修复发挥着重要作用。推测这些hBMSC分泌的细胞因子和细胞外基质促进了损伤轴突的再生、填充损伤区域并恢复脊髓的信号传导、减轻胶质疤痕对轴突延伸的抑制效应,从而促进神经修复[3,4,11-14]。
虽然HA-PLL材料本身的确可以改善损伤微环境,有利于神经再生。但在本研究中,四组的BBB评分统计学分析表明,HA-PLL似乎对神经修复并无影响,推测有以下两种可能:一是HA-PLL本身对神经修复的影响不如干细胞显著;二是BBB评分对神经功能的评价不如神经电生理检查敏感,虽然可以检测出比较明显的神经功能差异,但对不甚明显的差异可能表现欠佳。这一点在我们随后的实验研究中已经得到初步证实(数据未显示)。
综上所述,联合应用hBMSC-HA-PLL能够促进大鼠运动功能的恢复,其具体机制仍需要进一步的深入研究。
[1]Tian WM,Hou SP,Ma J,et al.Hyaluronic acid-poly-D-lysinebased three-dimensional hydrogel for traumatic brain injury[J].Tissue Engineering,2005,11:513-525.
[2]Basso DM,Beattie MS,Bresnahan JC.A sensitive and reliable locomotor rating scale for open field testing in rats[J].Journal of Neurotrauma,1995,12:1-21.
[3]W illerth SM,Sakiyama-Elbert SE.Cell therapy for spinal cord regeneration[J].Advanced Drug Delivery Reviews,2008,60:263-276.
[4]Neuhuber B,Himes B,Shumsky JS,et al.Axon growth and recovery of function supported by human bone marrow stromal cells in the injured spinal cord exhibit donor variations[J].Brain Research,2005,1035:73-85.
[5]Nair S,Remya NS,Remya S,et al.A biodegradable in situ injectable hydrogel based on citosan and oxidized hyaluronic acid for tissue engineering app lications[J].Carbohydrate Polymers,2011,85:838-844.
[6]Romagnoli M,Belmontesi M.Hyaluronic acid-based fillers:theory and practice[J].Clinics in Dermatology,2008,26:123 -159.
[7]Price RD,Berry MG,Navsaria HA.Hyaluronic acid:the scientific and clinical evidence[J].Journal of Plastic,Reconstructive&Aesthetic Surgery,2007,60:1110-1119.
[8]Lin CM,Lin JW,Chen YC,et al.Hyaluronic acid inhibits the glial scar formation after brain damage with tissue loss in rats[J].Surgical Neurology,2009,72:50-54.
[9]Hou SP,Xu QY,Tian WM,et al.The repair of brain lesion by implantation of hyaluronic acid hydrogels modified with laminin[J].Journal of Neuroscience Methods,2005,148:60-70.
[10]Ren YJ,Zou ZY,Cui FZ,et al.Hyaluronic Acid/Polylysine Hydrogel as a transfer system for transp lantation of neural stem cells[J].Journal of Bioactive and Compatible Polymers,2009,24:56-62.
[11]Hirabayashi TN,Kato K,Iwata H.Hyaluronic acid hydrogel loaded with genetically-engineered brain-derived neurotrophic factor as a neural cell carrier[J].Biomaterials,2009,30:4581-4589.
[12]Schante CE,Zuber G,Herlin C,et al.Chemical modifications of hyaluronic acid for the synthesis of derivatives for a broad range of biomedical app lications[J].Carbohydrate Polymers,2011,85:469-489.
[13]Chen X,Li Y,Wang L,et al.Ischemic ratbrain extracts induce human marrow stromal cell growth factor production[J].Neuropathology 2002,22:275-279.
[14]Chen X,Katakowski M,Li Y,et al.Human bone marrow stromal cell cultures conditioned by traumatic brain tissue extracts:growth factor production[J].Journal of Neuroscience Research,2002,69,687-691.