聚氨酯组织工程支架的研究进展

魏建军 潘博 蒋海越

聚氨酯(Polyurethane，PU)材料以其原料来源丰富、加工方式多样、性能优异且覆盖范围宽，而应用于生产、生活的多个领域。商业用途的PU早在20世纪30年代即投入应用，而医疗用途的PU在20世纪60年代初才开始应用。由于聚合链中的氨基甲酸酯键与氨基酸的结构相近，因而具有良好的生物相容性。早期PU材料主要应用于心血管和骨科疾病的治疗，其后逐渐推广到其他领域。伴随组织工程研究的开展，PU因其分子结构多样化、功能基团可修饰的性质，被制备为性能各异、用于多种组织构建的支架。现就目前相关研究进展综述如下。

1 PU材料的构成

PU材料软、硬段各自形成不同的微区分散在PU基体中，形成微相分离结构。软段与硬段的结构与组成、－NCO的含量均影响支架的性能。软段相区主要影响支架的弹性。软段所含多元醇包括聚醚型、聚酯型、聚醚酯型和聚烯烃型。在PU结构中各种基团的水解稳定性顺序为:醚基氨基甲酸酯基脲基缩二脲基脲基甲酸酯基酯基，而极性顺序则正相反。聚碳酸酯的抗氧化能力比传统的聚醚更强。将聚己内酯和聚碳酸1,6-己二醇酯分别以100/0、75/25、50/50、25/75和0/100的摩尔比混合作为软段，随着后者的含量升高，PU降解逐渐减慢，而柔软度和可扩张性逐渐增加[1]。硬段相区决定材料的硬度、拉伸强度和抗撕裂强度。随着硬段相的增加，聚氨酯从软段为连续相向硬段为连续相过渡，软段与硬段间的氢键数增多，材料从韧性转变为脆性。商业化的异氰酸酯单体多为二异氰酸酯。用三异氰酸酯做硬段合成PU，其机械性能的范围大于二异氰酸酯合成的PU[2]。

2 生物稳定性和生物降解性

特有的聚合链骨架，使PU材料具有特殊的稳定性。但是，长期植入体内的PU在应力和离子氧化的作用下会逐渐降解。以聚碳酸酯主链替代聚醚或者用硅氧烷修饰链端基，可以提高材料的生物稳定性。Raghunath等[3]将两种方法结合，用多面体低聚硅倍半氧烷和聚碳酸酯反应，硅氧烷端基汇聚于材料表面，形成一层抗氧化屏障，使聚碳酸酯型聚氨酯的生物稳定性进一步增强。随后，Raghunath将聚已酸内酯和聚碳酸酯以8∶2的比例混合，制成降解速率可控的纳米复合物。红外光谱分析显示，受水解酶和血浆蛋白的作用，在维持机械性能稳定的同时，软段和硬段逐渐降解。

合成可生物降解型PU支架主要是在软段相中引入可降解性基团，通过选用不同的软段及调节软、硬段的比例，控制支架的降解速度。降解速度较快的聚酯包括聚乳酸(PLA)、聚乙交酯(PGA)、聚己内酯(PCL)等[1]。而采用降解产物无毒的饱和环族二异氰酸酯、脂肪族二异氰酸酯或三异氰酸酯为硬段，也可以调整材料的降解速率[2]。

3 形状记忆功能

PU形状记忆效应的基本原理:PU分子的软段和硬段的聚集状态、热行为不同，二者导致分子间的相分离，赋予PU形状记忆功能。软段为线性链段，是可逆相，其玻璃化温度(Tg软段)较低，发生形变后，当温度超过软段的Tg时，软段恢复常态。硬段为氨基甲酸酯聚集成的微区，具有较高的Tg硬段。当温度处于Tg软段和Tg硬段之间时，对材料施加外力，不会造成永久形变[4]。Ajili等[5]将聚己内酯型聚氨酯和聚己酸内酯以70/30的比例混合，制备回复温度在36.5℃的支架。软段的结晶性和硬段的共价交联均可影响形状记忆功能，而后者的影响较大[4]。

与其他记忆材料相比，形状记忆聚氨酯具有以下优势:原料价格便宜，容易获取；原料品种多，成品性能广泛，形状记忆恢复温度范围宽；加工方式多，塑形方便；性状稳定，耐腐蚀；电绝缘性好，保温效果好；重量轻，运输、生产及使用方便；形变量大，易变形。但是，材料的回复应力较小。

4 加工方法

最初，聚氨酯弹性体按照加工方法分为浇铸型、热塑型和混炼型，其后出现反应注射模塑和水性聚氨酯等。提高支架的孔隙率可以增加细胞与材料的接触面积，提高结合力[6]。传统制备多孔材料的方法有微相分离法、盐析法、湿纺法、冷冻干燥法和发泡法。将上述方法进行改进和组合，可在提高材料性能的同时，避免使用有毒试剂。Rowlands等[7]利用热致相分离技术，以聚乳酸－乙醇酸(PLGA)提供羟基，生成弹性TPU。Heijkants等[8]利用热致相分离法结合盐析法，将两种PU材料复合，支架孔间沟通紧密。在不使用有毒试剂的情况下，可以对孔隙率、孔径和孔间交通通路进行调节。获得的材料的孔隙率为76%～84%，其弹性模量在200 kPa～1 MPa之间。Grenier等[9]应用压差微粒盐析法，以氯化铵和石蜡微粒制备多孔支架。Srivastava等[10]使用CO2替代发泡技术中的光气，在不使用溶剂的情况下，合成聚氨酯和聚碳酸酯前体。使用倒相喷雾法时，随喷枪和转轴距离的增加，孔隙率增大，顺应性也会增加[6]。液滴喷射技术结构简单、成本低、定位精度高，但原料需制成水溶液。以99N，N－双(2－羟乙基)－2－氨基乙磺酸作扩链剂，引入磺酸基，当PH值大于8.7时，聚合物离子化，可以用于液滴喷射技术[11]。另外，有学者采用静电丝纺技术[12－13]，使网格状支架可以诱导细胞排列、增殖和分化。当纤维直径在0.28～2.3 μm时，直径越大，排列越整齐，诱导效果越明显[13]。

还有学者采用端基修饰和整合不同材料的办法对支架材料进行改性。Eglin等[14]将法呢醇生成的类异戊二烯共价结合于聚氨酯进行端基修饰，以盐析法制成支架。Blanco等[15]在体外构建骨髓微环境时发现，以Ⅰ型胶原蛋白(62.5 mg/mL)包裹的PU支架最符合需求。

5 释放细胞因子的能力

不同类型PU材料的降解速率不同，当温度或pH值变化时，某些材料会改变膨胀/收缩状态，因此被制成药物释放体。有报道将该技术用于制备支架，以模拟细胞生长的体内环境。携带血小板源性生长因子粉末的PU支架，能在第一天释放75%的生长因子，随后缓慢释放剩余的生长因子[2]。Li等[16]在发泡反应之前将骨形态发生蛋白(BMP2)粉末混入原材料，取得与上述相似的结果。其后，Li改进工艺，用PLGA包裹BMP2制成球形体，然后混入支架，BMP2持续释放。与前期实验相比，骨形成率大幅提高。用PLGA包裹胰岛素样生长因子(IGF1)和凝胶的混合物后，在最初的8 h内，IGF1呈爆发式释放，随后释放速度变慢，至第4周时释放速度再次加快。PLGA含量少的球囊(5 wt%)比含量高的球囊(8 wt%)的释放速度快[12]。将生长因子与支架相结合，具有生物利用度高、释放缓慢持久、作用直接等优点。但是，如何有效地调控生长因子的释放周期和释放峰值，以及缩小释放微球的体积，是下一步研究需要解决的问题。

6 多学科应用

6.1 心脏和血管

研究表明PU材料的微相分离结构可以有效抗血栓形成、抑制血管内膜增生。应用静电丝纺技术合成的高强度弹性体适于细胞生长，并可水解和酶解，其亚微米级网状结构能够诱导干细胞排列和分化[12]。该技术尚可制备适合细胞长入的三层管状物，用于血管构建。其内、外层为PLGA，中间是PU。观察发现，内皮细胞层完整，免疫组化染色显示内皮细胞层和平滑肌细胞层基质丰富，管状物的机械性能和天然血管非常接近[17]。应用1,4-二异氰基丁烷、腐胺扩链剂、聚己内酯和聚碳酸1,6-己二醇酯合成的聚氨酯弹性体具有上述性质。材料的玻璃化温度和纯PCL相同，是－53℃，证明了微相分离的存在。聚合物的断裂伸长率在660%～875%之间，抗张强度在8～24 MPa之间[1]。体外实验中，聚合物支持平滑肌细胞黏附，而且其降解产物无毒性。Heijkants等[8]将PU溶于二甲基亚砜，结合热诱导相分离技术和盐析法，研究聚合物的浓度和淬火温度对孔径分布的影响。结果发现，支架孔隙率控制在76%～84%之间，通过调整浓度和淬火温度，可以制备特定孔隙率的材料。

在心血管组织工程化构建研究中，支架在具有生物相容性的同时，还必须具备生物降解性。通常是在软段采用体内、外均可水解的聚酯类二醇。Fujimoto等[18]以丁基二异氰酸酯BDI、腐胺扩链剂和PCL 2000为原料，通过热诱导相分离技术合成PU补片支架，孔隙率可达85%。以右室流出道缺损的大鼠为动物模型，在缺损部位植入PU支架，对照组采用聚四氟乙烯(PTFE)补片。术后第4、8、12周，取出内置物进行检测。第4周，PU支架表面有成纤维细胞生长，其后细胞逐渐长入支架，在巨嗜细胞的持续作用下，材料逐渐降解；PTFE支架无细胞长入，免疫应答在第4周达到高峰，并逐渐减弱。心肌缺血造成的心肌细胞死亡常导致心功能下降、心室重塑或心衰。传统的心肌整复术的效果往往差强人意，聚氨酯补片有望成为一种有效的修复材料。

6.2 骨

PU材料性能界于塑料和橡胶之间。纳米羟基磷灰石(HA)脆性大。将有机聚合物PU和无机材料HA制成复合材料，可以达到增加强度和增加韧性的双重目的，以该材料制备的骨支架中的PU模拟胶原等有机质，羟基磷灰石模仿钙、磷矿物质[19]。盐析法结合相分离法可以在不使用有毒溶剂的情况下生成特定孔隙率的支架[8]。应用该方法，制备用于修复骨缺损的含有六亚甲基二异氰酸酯(HDI)、多种扩链剂和二元醇软段的聚氨酯弹性体支架，支架的孔隙率大于90%。通过复合羟基磷灰石，支架表面的骨传导性大大提高。体外实验证明，钙化作用有助于提高材料的亲水性。体内实验:实验组软段中亲水性材料占70%，而对照组含30%亲水性材料。亲水性组分中包含聚乙烯氧化物或聚乙烯－聚丙烯－聚乙烯三嵌段氧化物二元醇，疏水性组分为PCL二元醇。在绵羊髂骨缺损处植入多孔PU支架后，周围髂骨内的成骨细胞长入支架形成松质骨[20]。6个月以后，实验组支架孔隙内形成的骨质的钙磷比接近正常松质骨。亲水性支架内新生骨的矿物质含量远高于疏水性支架。材料表面均没有密质骨形成，骨缺损表面有一层纤维结缔组织覆盖。实验结果显示，在1岁半至2岁的雌激素缺乏的绵羊体内，复合羟基磷灰石的支架可有效地促进骨组织再生[21]。Hafeman等[2，16]用热诱导相分离技术，以短链多元醇和赖氨酸三异氰酸酯反应合成能够稳定释放血小板源性生长因子(PDGF)的PU。PDGF的起始负荷量对释放动力学并没有显著影响。实验通过接种骨髓来源的细胞，对释放的PDGF进行评估，发现其生物活性可以维持21 d，到第21天，支架释放了89%的生长因子。培养5、14、21 d后检测发现，能够释放PDGF的支架上的细胞密度远高于缺乏PDGF的支架，进一步证明PDGF保留了生物活性。材料在室温下呈液态，为可注入式的聚氨酯，能够作为支架和骨黏合剂。

6.3 软骨、韧带和平滑肌

目前软骨构建的难点之一是促进合成正常基质。Raghunath等[3]制备了降解速率可控的聚己酸内酯/聚碳酸酯支架以促进软骨基质形成。Eglin等[14]制备法呢醇修饰脂肪族聚氨酯支架。Ganta等[22]用蔗糖为软段制成降解产物无毒性的支架。支架的孔径在100～300 μm的范围内、孔间距可以在10～2 000 μm范围内进行调整。通过改变机械性能和孔隙率，可获得适用于软骨等多种组织构建的支架。Gisselfaelt等[23]应用湿纺技术，以PCL 530为原料，制备了聚氨酯韧带。其后，Bashur等[13]应用静电丝纺技术制备韧带组织支架，结果显示，当支架由亚微米级直径的纤维整齐排列而成时，支架表面能够形成较多的韧带样组织。

7 展望

起初，PU材料因其生物相容性好、机械性能覆盖范围宽和降解速率慢而应用于医疗领域。当组织工程研究开展后，材料学家将原有工艺结合纳米技术、静电丝纺、倒相喷雾等方法制备出众多的PU支架材料，应用于组织工程化骨、软骨、血管等的构建，因其具备促进细胞生长和血管化、降解速率可调、可控制性释放生长因子等优点，而拥有广阔的应用前景。如何将用于不同组织构建的PU支架组合在一起，形成用于构建软骨－骨、神经－血管等复合组织(或器官)的支架，将是下一步的研究重点。

[1]Hong Y,Guan J,Fujimoto KL,et al.Tailoring the degradation kinetics of poly(ester carbonate urethane)urea thermoplastic elastomers for tissue engineering scaffolds[J].Biomaterials,2010,31:4249-4258.

[2]Hafeman AE,Li B,Yoshii T,et al.Injectable biodegradable polyurethane scaffolds with release of platelet-derived growth factor for tissue repair and regeneration[J].Pharmaceutical Res,2008,25(10):2387-2399.

[3]Raghunath J,Georgiou G,Armitage D，et al.Degradation studies on biodegradable nanocomposite based on polycaprolactone/polycarbonate(80:20%)polyhedral oligomeric silsesquioxane[J].J Biomed Mater Res A,2009,91:834-844.

[4]Zhu Y,Hu J,Yeung K.Effect of soft segment crystallization and hard segment phyical crosslink on shape memory function in antibacterial segmented polyurethane ionomers[J].Acta Biomater,2009,5:3346-3357.

[5]Ajili SH,Ebrahimi NG,Soleimani M.Polyurethane/polycaprolactane blend with shape memory effect as a proposed material for cardiovascular implants[J].Acta Biomater,2009,5:1519-1530.

[6]Khorasani MT,Shorgashti S.Fabrication of microporous polyurethane by spray phase inversion method as small diameter vascular grafts material[J].J Biomed Mater Res A,2006,77:253-260.

[7]Rowlands AS,Lim SA,Martin D,et al.Polyurethane/poly(lactic-coglycolic)acid composite scaffolds fabricated by thermally induced phase separation[J].Biomaterials,2007,28:2109-2121.

[8]Heijkants RGJC,van Calck RV,van Tienen TG,et al.Polyurethane scaffold formation via a combination of salt leaching and thermally induced phase separation[J].J Biomed Mater Res,2008,87(A):921-932.

[9]Grenier S,Sandig M,Mequanint K.Polyurethane biomaterials for fabricating 3D porous scaffolds and supporting vascular cells[J].J Biomed Mater Res A,2007,82:802-809.

[10]Srivastava R,Srinivas D,Ratnasamy P.Syntheses of polycarbonate and polyurethane precursors utilizing CO2over highly efficient,solid as-synthesized MCM-41 catalyst[J].Tetrahedron Letters,2006,47:4213-4217.

[11]Zhang C,Wen XJ,Naren RV,et al.Synthesis and characterization of biodegradable elastomeric polyurethane scaffolds fabricated by the inkjet technique[J].Biomaterials,2008,29:3781-3791.

[12]Wang F,Li ZQ,Tamama K,et al.Fabrication and characterization of prosurvival growth factor releasing,anisotropic scaffolds for enhanced mesenchymal stem cell survival/growth and orientation[J].Biomacromolecules,2009,10(9):2609-2618.

[13]Bashur CA,Shaffer RD,Dahlgren LA,et al.Effect of fiber diameter and alignment of electrospun polyurethane meshes on mesenchymal progenitor cells[J].Tissue Eng,2009,15(9):2435-2445.

[14]Eglin D,Grad S,Gogolewski S,et al.Farnesol-modified biodegradable polyurethanes for cartilage tissue engineering[J].J Biomed Mater Res A,2010,92:393-408.

[15]Blanco TM,Mantalaris A,Bismarck A,et al.The development of a three-dimensional scaffold for ex vivo biomimicry of human acute myeloid leukaemia[J].Biomaterials,2010,31:2243-2251.

[16]Li B,Yoshii T,Hafeman AE,et al.The effects of rhBMP-2 released from biodegradable polyurethane/microsphere composite scaffolds on new bone formation in rat femora[J].Biomaterials,2009,30(35):6768-6779.

[17]Zhang L,Zhou J,Lu Q,et al.A novel small-diameter vascular graft:in vivo behavior of biodegradable three-layered tubular scaffolds[J].Biotechnol Bioeng,2008,99(4):1007-1015.

[18]Fujimoto KL,Guan J,Oshima H,et al.In vivo evaluation of a porous,elastic,biodegradable patch for reconstructive cardiac procedures[J].Ann Thorac Surg,2007,83:648-654.

[19]Laschke MW,Strohe A,Menger MD,et al.In vitro and in vivo evaluation of a novel nanosize hydroxyapatite particles/poly(esterurethane)composite scaffold for bone tissue engineering[J].Acta Biomater,2010,6(6):2020-2027.

[20]Gogolewski S,Gorna K.Biodegradable polyurethane cancellous bone graft substitutes in the treatment of iliac crest defects[J].J Biomed Mater Res A,2007,80(1):94-101.

[21]Gogolewski S,Gorna K,Turner AS.Regeneration of bicortical defects in the iliac crest of estrogen-deficient sheep,using new biodegradable polyurethane bone graft substitutes[J].J Biomed Mater Res A,2006,77(4):802-810.

[22]Ganta SR,Piesco NP,Long P,et al.Vascularization and tissue infiltration of a biodegradable polyurethane matrix[J].J Biomed Mater Res A,2003,64(2):242-248.

[23]Gisselfaelt K,Edberg B,Flodin P.Synthesis and properties of degradable poly(urethane urea)s to be used for ligament reconstructions[J].Biomacromolecules,2002,3(5):951-958.