木犀草素通过TLR4/PI3K/AKT通路对子痫前期大鼠胎盘血管生成及细胞凋亡的影响

曾克非 夏婷婷 吴小兰 雷祥华

（1.井冈山大学附属医院妇产科， 吉安 343000；2.井冈山大学附属医院生殖医学科，吉安 343000）

子痫前期（preeclampsia，PE）是一种妊娠期特有的疾病，以蛋白尿和高血压为主要表现，可导致胎盘持续性缺氧缺血，进而引发炎症，造成胎盘滋养层细胞凋亡及血管生成受损，影响胎儿器官发育，并损害母体健康，是孕产妇死亡的主要原因之一［1-2］。在PE发病过程中，炎症反应是导致胎盘功能受损的主要病理基础，抗炎治疗是改善PE患者临床症状的有效策略［3-4］。动物实验研究表明，Toll样受体4（Toll-like receptor 4，TLR4）是调控炎症反应的重要信号分子，下调TLR4表达可抑制磷脂酰肌醇3-激酶（phosphatidylinositol-3-kinase/protein kinase B，PI3K）/蛋白激酶B（protein kinase B，AKT）通路蛋白磷酸化，抑制小鼠促炎细胞因子产生，保护关节及肝组织免于炎症损伤［5-6］。研究发现，下调TLR4还可通过抑制PE大鼠炎症因子表达而恢复其螺旋动脉重塑，促使胎儿生长［7］，而侯敬等［8］研究显示PI3K/AKT信号在PE发病过程中具有重要作用，其通路蛋白在早发型PE患者体内表达明显升高，由此可知，下调TLR4/PI3K/AKT信号激活可能是防治PE的分子作用机制之一。木犀草素最初提取自木犀草茎、枝、叶中，是一种具有明显抗炎功效的天然化合物，可通过下调TLR4/NF-κB通路表达改善变应性鼻炎大鼠Th1/Th2失衡，减轻鼻黏膜炎症损伤［9］。有研究显示，木犀草素是银杏叶的主要活性成分，可治疗高血压［10］。但木犀草素是否能够通过TLR4/PI3K/AKT通路降低血压，改善PE引发的胎盘血管生成受损及细胞凋亡还不清楚，本研究通过建立PE大鼠模型对此进行探讨。

1 材料与方法

1.1 材料

1.1.1 实验动物 SD大鼠购自上海昇敞生物科技有限公司，生产许可证号：SCXK（沪）2021-0002，雌性（76只）体质量180～210 g，雄性（38只）体质量270～310 g，SPF级，在井冈山大学附属医院屏障环境动物中心适应饲养1周，4～6只/笼，明暗各12 h交替照明，动物房温度、湿度分别为22～25 ℃、50%～60%，通风换气10～20次/h。本实验经井冈山大学附属医院生物医学研究伦理委员会审批［伦批2023第（81）号］。

1.1.2 主要试剂与仪器 N-硝基-L-精氨酸甲酯（L-NAME，FT011014）购于上海梵态生物科技有限公司；腺病毒包装的TLR4过表达载体（含有空载对照）购于苏州吉玛基因股份有限公司；大鼠IL-6 ELISA试剂盒、木犀草素（HPLC纯度≥98%）、大鼠IL-17 ELISA试剂盒购于北京索莱宝科技有限公司（货号SEKR-0005、SL8300、SEKR-0007）；TUNEL细胞凋亡原位检测试剂盒、BCA法总蛋白定量测定试剂盒、肿瘤坏死因子-α（TNF-α）测试盒、高强度RIPA裂解液购于南京建成生物工程研究所（货号：G001-1-1、A045-3-2、H052、W062-1-1）；大鼠二步法免疫组化试剂盒购于北京中杉金桥公司（货号ZLI-9017）；羊抗兔二抗、兔源Anti-BCL2相关X蛋白（BCL2-associated X protein，Bax）一抗、兔源Anti-天冬氨酸特异性半胱氨酸蛋白酶3（caspase-3）一抗、兔源Anti-B淋巴细胞瘤-2（B-cell lymphoma-2，Bcl-2）一抗、兔源Anti-CD31一抗、兔源Anti-GAPDH一抗、兔源Anti-TLR4一抗、兔源Anti-PI3K一抗、兔源Antip-PI3K一抗、兔源Anti-p-AKT一抗、兔源Anti-AKT一抗购于美国Abcam公司（货号ab150077、ab32503、ab184787、ab196495、ab281583、ab181602、ab13867、ab133595、ab182651、ab38449、ab179463等）。

血压测量仪购于中国成都泰盟科技有限公司（型号：BL-410）；全自动生化分析仪购于美国Beckman Coulter公司（型号：AU2700）；酶标仪购于美国Bio Tek公司（型号：Synergy H4）；石蜡包埋机、切片机购于德国MEDITE公司（型号TES99、BM2135）；倒置显微镜购于德国Leica公司（型号：DMIL/DFC295）；蛋白电泳仪购于美国Hoefer公司（型号：SE300）；转印电泳仪购于中国北京六一生物科技有限公司（型号：DYCZ-40D）；化学发光凝胶成像仪购于美国Bio-Rad公司（型号：Transilluminator）。

1.2 方法

1.2.1 建立PE大鼠模型及分组给药 将大鼠以2∶1的雌雄比例合笼，交配后获得孕鼠72只（观察到阴栓），随机平分为6组：对照组、模型组、木犀草素组、TLR4过表达载体组、TLR4空载组、木犀草素+TLR4过表达载体组，以阴栓脱落作为孕1 d，除对照组外，其余各组大鼠于孕10 d向其臀部皮下注射L-NAME，剂量为100 mg/kg［11］，对照组大鼠同时皮下注射等剂量0.9%NaCl溶液，所有大鼠均每天注射1次，持续至孕18 d，大鼠妊娠晚期平均动脉压与24 h尿蛋白含量显著升高，表明PE模型制备成功。

将木犀草素溶于0.9%NaCl溶液中，制成4 mg/ml的药液［12］，木犀草素组、木犀草素+TLR4过表达载体组大鼠以10 ml/kg的剂量灌胃给药，每日1次；TLR4过表达载体组、TLR4空载组、木犀草素+TLR4过表达载体组大鼠静脉注射0.5 ml腺病毒包装的载体（TLR4过表达载体、空载对照浓度按照说明书设置）［13］，每周1次，对照组和模型组大鼠以10 ml/kg剂量每日灌胃给药木犀草素1次，同时每周静脉注射0.5 ml 0.9%NaCl溶液1次，各组大鼠均于孕13 d给药，共给药1周。

1.2.2 测定大鼠妊娠晚期24 h尿蛋白含量及平均动脉压 使用代谢笼收集孕20 d大鼠24 h内的尿液，以生化分析仪测出其中尿蛋白含量；采用血压测量仪测定孕20 d大鼠尾根部的收缩压和舒张压，计算平均动脉压=（收缩压+舒张压×2）/3。

1.2.3 检测大鼠妊娠结局状况及收集标本 以乙醚麻醉孕21 d大鼠，采集尾静脉血1.3 ml静置离心，于-80 ℃冰箱中保存上清备用；然后打开子宫，取出胎鼠和胎盘，测量胎鼠体质量并计数，获得平均子代体质量和平均子代数目；以手术剪取0.4 g胎盘组织，加入裂解液剪碎、匀浆、离心，以BCA法测出上清中总蛋白浓度后将其调至各组相等，最后分组标记，于-80 ℃冰箱中保存备用；剩余胎盘组织清洗、固定、脱水后，以仪器进行包埋、切片备用。

1.2.4 测定大鼠血清炎症因子IL-6、TNF-α、IL-17水平 提前取出1.2.3中的血清，以冰水浴慢慢解冻，采用试剂盒测定其中炎症因子IL-6、TNF-α、IL-17水平，具体步骤参照各自试剂盒说明书进行。

1.2.5 检测大鼠胎盘组织血管生成及细胞凋亡状况 取出1.2.3中的胎盘组织切片，每只大鼠选3张于37.5 ℃下脱蜡（二甲苯孵育15 min）、水化（100%～70%乙醇依次孵育10 min）、封闭（5%牛血清白蛋白孵育3 h）后，4 ℃孵育CD31一抗（稀释比例1∶250）过夜，洗涤，37.5 ℃孵育二抗（稀释比例1∶500） 3 h，使用试剂盒进行免疫组化染色，再次洗涤、脱水后透明、封片，任选镜下5个视野拍照，以显微镜所带有的病理分析软件分析计算出CD31阳性细胞比例；每只大鼠再次选出3张切片，以上述相同方法脱蜡、水化后，TUNEL染色、洗涤、脱水、透明、封片，显微镜下观察并拍照，同样以病理分析软件分析计算凋亡细胞比例。

1.2.6 大鼠胎盘组织TLR4/PI3K/AKT通路蛋白水平检测 取出1.2.3中的胎盘组织蛋白样品液，以冰水浴慢慢解冻，各组均取20 μg蛋白100 ℃煮沸5 min变性，上样电泳后湿转，均于120 V电压下进行80 min，然后将分离转移到膜上的蛋白于37.5 ℃封闭（3%牛血清白蛋白孵育2 h），然后4 ℃分别孵育一抗（Anti-GAPDH、Anti-TLR4、Anti-PI3K、Anti-p-PI3K、Anti-p-AKT、Anti-AKT、Anti-Bax、Anti-caspase-3、Anti-Bcl-2）过夜稀释比例分别为1∶2 000、1∶3 000、1∶2 500、1∶1 000、1∶1 500、1∶2 000、1∶2 500、1∶1 500、1∶1 000，以TBST洗膜（3次，6 min/次）后37.5 ℃孵育二抗（稀释比例1∶1 000） 2 h，再次以TBST洗膜（3次，6 min/次）后，以化学发光法使蛋白条带显色，拍照，以Image J软件定量条带灰度值，对其进行统计分析后得到各蛋白相对表达水平。

1.3 统计学分析 实验数据以±s表示，采用SPSS24.0软件进行统计学分析，两组间差异比较采用t检验；组间差异比较采用单因素方差分析，两两之间进一步比较行SNK-q检验，P＜0.05表示差异具有统计学意义。

2 结果

2.1 各组大鼠妊娠晚期平均动脉压与24 h尿蛋白含量测定结果 与对照组相比，模型组大鼠妊娠晚期平均动脉压与24 h尿蛋白含量显著升高（P＜0.05）。与模型组、木犀草素+TLR4过表达载体组分别相比，木犀草素组大鼠妊娠晚期平均动脉压与24 h尿蛋白含量均显著降低（P＜0.05）；TLR4过表达载体组大鼠妊娠晚期平均动脉压与24 h尿蛋白含量均显著升高（P＜0.05）。与模型组相比，TLR4空载组大鼠妊娠晚期平均动脉压与24 h尿蛋白含量差异无统计学意义（P＞0.05）。见表1。

表1 各组大鼠妊娠晚期平均动脉压与24 h尿蛋白含量（±s，n=12）Tab.1 Average arterial pressure in third trimester of pregnancy and 24-hour urinary protein content of rats in each group （±s，n=12）

表1 各组大鼠妊娠晚期平均动脉压与24 h尿蛋白含量（±s，n=12）Tab.1 Average arterial pressure in third trimester of pregnancy and 24-hour urinary protein content of rats in each group （±s，n=12）

Note：1）P＜0.05 vs control group； 2）P＜0.05 vs model group； 3）P＜0.05 vs luteolin+TLR4 overexpression vector group.

Groups Control Model Luteolin TLR4 overexpression vector TLR4 empty Luteolin+TLR4 overexpression vector Mean arterial pressure/mmHg 83.57±4.62 123.18±6.131）84.92±5.402）3）159.43±7.362）3）123.39±6.48 24 h urinary protein content/mg 6.13±1.12 11.65±1.671）6.48±1.182）3）16.23±2.092）3）11.69±1.58 121.94±9.41 11.22±1.43 71.593 0.000 F P 213.541 0.000

2.2 各组大鼠妊娠结局情况检测结果 与对照组相比，模型组大鼠平均子代数目及平均子代体质量显著降低（P＜0.05）。与模型组、木犀草素+TLR4过表达载体组分别相比，木犀草素组大鼠平均子代数目及平均子代体质量均显著升高（P＜0.05）；TLR4过表达载体组大鼠平均子代数目及平均子代体质量均显著降低（P＜0.05）。与模型组相比，TLR4空载组大鼠平均子代数目及平均子代体质量差异无统计学意义（P＞0.05）。见表2。

表2 各组大鼠平均子代数目及平均子代体质量（±s，n=12）Tab.2 Average offspring number and average offspring weight of rats in each group （±s， n=12）

表2 各组大鼠平均子代数目及平均子代体质量（±s，n=12）Tab.2 Average offspring number and average offspring weight of rats in each group （±s， n=12）

Note：1）P＜0.05 vs control group； 2）P＜0.05 vs model group； 3）P＜0.05 vs luteolin+TLR4 overexpression vector group.

Groups Control Model Luteolin TLR4 overexpression vector TLR4 empty Luteolin+TLR4 overexpression vector Average subalgebra/only 13.26±1.83 9.25±0.921）12.89±1.472）3）5.47±0.412）3）9.19±0.85 Average offspring weight/g 4.92±0.37 3.39±0.141）4.71±0.352）3）2.85±0.192）3）3.35±0.16 9.30±0.76 3.52±0.18 132.514 0.000 F P 75.716 0.000

2.3 各组大鼠胎盘微血管密度测定结果 与对照组相比，模型组大鼠胎盘组织CD31阳性细胞比例显著降低（P＜0.05）。与模型组、木犀草素+TLR4过表达载体组分别相比，木犀草素组大鼠胎盘组织CD31阳性细胞比例均显著升高（P＜0.05）；TLR4过表达载体组大鼠胎盘组织CD31阳性细胞比例均显著降低（P＜0.05）。与模型组相比，TLR4空载组大鼠胎盘组织CD31阳性细胞比例差异无统计学意义（P＞0.05）。见图1、表3。

图1 免疫组化学染色检测胎盘组织CD31表达（微血管密度）（×100）Fig.1 Expression of CD31 （microvessel density） in placental tissue detected by immunohistochemical staining （×100）

表3 各组大鼠胎盘组织CD31阳性细胞比例（±s，n=12）Tab.3 Proportion of CD31 positive cells in placental tissue of rats in each group （±s，n=12）

表3 各组大鼠胎盘组织CD31阳性细胞比例（±s，n=12）Tab.3 Proportion of CD31 positive cells in placental tissue of rats in each group （±s，n=12）

Note：1）P＜0.05 vs control group； 2）P＜0.05 vs model group； 3）P＜0.05 vs luteolin+TLR4 overexpression vector group.

Proportion of CD31 positive cells/%Groups 32.25±4.15 11.64±0.921）31.14±5.132）3）4.05±0.342）3）11.59±0.87 11.71±1.05 213.127 0.000 Control Model Luteolin TLR4 overexpression vector TLR4 empty Luteolin+TLR4 overexpression vector F P

2.4 各组大鼠胎盘细胞凋亡测定结果 与对照组相比，模型组大鼠胎盘细胞凋亡比例显著升高（P＜0.05）。与模型组、木犀草素+TLR4过表达载体组分别相比，木犀草素组大鼠胎盘细胞凋亡比例均显著降低（P＜0.05）；TLR4过表达载体组大鼠胎盘细胞凋亡比例均显著升高（P＜0.05）。与模型组相比，TLR4空载组大鼠胎盘细胞凋亡比例差异无统计学意义（P＞0.05）。见图2、表4。

图2 TUNEL染色检测大鼠胎盘细胞凋亡情况（×200）Fig.2 Apoptosis of rat placental cells detected by TUNEL staining （×200）

表4 各组大鼠胎盘细胞凋亡比例（±s，n=12）Tab.4 Proportion of placental cell apoptosis of rats in each group （±s，n=12）

表4 各组大鼠胎盘细胞凋亡比例（±s，n=12）Tab.4 Proportion of placental cell apoptosis of rats in each group （±s，n=12）

Note：1）P＜0.05 vs control group； 2）P＜0.05 vs model group； 3）P＜0.05 vs luteolin+TLR4 overexpression vector group.

Apoptosis/%3.83±0.54 32.67±5.281）4.23±0.632）3）54.89±6.492）3）33.25±6.02 31.91±6.15 191.826 0.000 Groups Control Model Luteolin TLR4 overexpression vector TLR4 empty Luteolin+TLR4 overexpression vector F P

2.5 各组大鼠血清炎症因子IL-6、TNF-α、IL-17水平检测结果 与对照组相比，模型组大鼠血清炎症因子IL-6、TNF-α、IL-17水平显著升高（P＜0.05）。与模型组、木犀草素+TLR4过表达载体组分别相比，木犀草素组大鼠血清炎症因子IL-6、TNF-α、IL-17水平均显著降低（P＜0.05）；TLR4过表达载体组大鼠血清炎症因子IL-6、TNF-α、IL-17水平均显著升高（P＜0.05）。与模型组相比，TLR4空载组大鼠血

清炎症因子IL-6、TNF-α、IL-17水平差异无统计学意义（P＞0.05）。见表5。

表5 各组大鼠血清炎症因子IL-6、TNF-α、IL-17水平（±s，n=12）Tab.5 Serum inflammatory factors IL-6， TNF-α and IL-17 levels of rats in each group （±s，n=12）

表5 各组大鼠血清炎症因子IL-6、TNF-α、IL-17水平（±s，n=12）Tab.5 Serum inflammatory factors IL-6， TNF-α and IL-17 levels of rats in each group （±s，n=12）

Note：1）P＜0.05 vs control group； 2）P＜0.05 vs model group； 3）P＜0.05 vs luteolin+TLR4 overexpression vector group.

Groups Control Model Luteolin TLR4 overexpression vector TLR4 empty Luteolin+TLR4 overexpression vector IL-17/（pg·ml-1）45.93±1.61 184.27±8.251）48.14±2.082）3）276.42±13.012）3）186.06±9.73 180.58±9.64 1351.209 0.000 F P IL-6/（ng·L-1）47.25±6.13 110.48±12.691）50.13±6.842）3）164.05±16.202）3）112.57±13.02 108.19±14.31 158.309 0.000 TNF-α/（ng·L-1）129.53±9.75 213.48±17.511）131.97±10.362）3）292.86±26.182）3）214.39±18.73 210.85±20.12 138.207 0.000

2.6 各组大鼠胎盘组织凋亡相关蛋白及TLR4/PI3K/AKT通路蛋白表达的检测结果 与对照组相比，模型组大鼠胎盘组织凋亡蛋白Bax、caspase-3及TLR4/PI3K/AKT通路蛋白TLR4、p-PI3K/PI3K、p-AKT/AKT表达水平显著升高（P＜0.05），抗凋亡蛋白Bcl-2表达水平显著降低（P＜0.05）。与模型组、木犀草素+TLR4过表达载体组分别相比，木犀草素组大鼠胎盘组织凋亡蛋白Bax、caspase-3及TLR4/PI3K/AKT通路蛋白TLR4、p-PI3K/PI3K、p-AKT/AKT表达水平均显著降低（P＜0.05），抗凋亡蛋白Bcl-2表达水平均升高（P＜0.05）；TLR4过表达载体组大鼠胎盘组织凋亡蛋白Bax、caspase-3及TLR4/PI3K/AKT通路蛋白TLR4、p-PI3K/PI3K、p-AKT/AKT表达水平均升高（P＜0.05），抗凋亡蛋白Bcl-2表达水平均降低（P＜0.05）。与模型组相比，TLR4空载组大鼠胎盘组织上述各蛋白表达水平差异无统计学意义（P＞0.05）。见表6、图3。

图3 Western blot检测各组大鼠胎盘组织TLR4/PI3K/AKT通路蛋白表达Fig.3 Expression of TLR4/PI3K/AKT pathway protein in placental tissue of rats in each group was detected by Western blot

表6 各组大鼠胎盘组织TLR4/PI3K/AKT通路蛋白相对表达水平（±s，n=12）Tab.6 Relative expression level of TLR4/PI3K/Akt pathway protein in placenta of rats in each group （±s，n=12）

表6 各组大鼠胎盘组织TLR4/PI3K/AKT通路蛋白相对表达水平（±s，n=12）Tab.6 Relative expression level of TLR4/PI3K/Akt pathway protein in placenta of rats in each group （±s，n=12）

Note：1）P＜0.05 vs control group； 2）P＜0.05 vs model group； 3）P＜0.05 vs luteolin+TLR4 overexpression vector group.

Groups Control Model Luteolin TLR4 overexpression vector TLR4 empty Luteolin+TLR4 overexpression vector caspase-3/GAPDH Bcl-2/GAPDH 0.85±0.12 0.49±0.051）0.79±0.132）3）0.09±0.022）3）0.46±0.10 0.52±0.14 83.541 0.000 F P TLR4/GAPDH 0.49±0.14 1.25±0.271）0.52±0.152）3）2.01±0.342）3）1.27±0.28 1.22±0.31 56.808 0.000 p-PI3K/PI3K 0.38±0.11 1.07±0.231）0.42±0.132）3）1.78±0.292）3）1.10±0.24 1.02±0.18 75.132 0.000 p-AKT/AKT 0.24±0.05 0.96±0.211）0.27±0.082）3）1.68±0.322）3）0.95±0.16 0.92±0.24 85.901 0.000 Bax/GAPDH 0.22±0.03 0.98±0.141）0.26±0.052）3）1.71±0.262）3）0.97±0.12 0.95±0.21 147.369 0.000 0.07±0.02 0.45±0.071）0.10±0.032）3）0.99±0.202）3）0.46±0.08 0.44±0.11 123.008 0.000

3 讨论

PE作为一种常见的产科疾病，严重威胁孕产妇生命安全和胎儿发育，还是造成流产、早产、新生儿死亡的重要原因，目前尚无特效治疗手段，对于人口质量的提升产生较大的负面影响［14-15］。本文以皮下注射L-NAME的方法诱导建立PE大鼠模型，观察到大鼠血清中炎症因子IL-6、TNF-α、IL-17水平明显升高，显示L-NAME可引发妊娠大鼠体内炎症，导致大鼠尿蛋白含量和平均动脉压明显升高，胎盘组织血管生成受损，凋亡蛋白Bax、caspase-3表达水平显著升高，抗凋亡蛋白Bcl-2表达显著降低，细胞大量凋亡，最终造成胎鼠发育迟缓，体质量降低，存活率减少，揭示PE模型建立成功。

胎盘滋养层细胞是维持胎盘正常功能和胎儿营养支持的重要结构，在PE病理过程中会发生严重凋亡，影响胎儿正常生长发育［1-2］，而炎症反应是导致包括胎盘滋养层细胞凋亡在内的PE病理过程的主要因素，减轻母体全身炎症有利于PE的治疗［3-4］。木犀草素是一种有显著抗菌消炎活性的天然黄酮类物质，可通过抑制IL-17炎症信号通路，降低氧化应激水平，促进血管平滑肌细胞增殖及再生，减轻脑缺血损伤，发挥脑保护作用［16-17］，刘翠翠等［10］研究发现木犀草素还可治疗高血压。本研究以木犀草素干预处理PE大鼠，可显著降低其血清IL-6、TNF-α及IL-17水平、平均动脉压、24 h尿蛋白含量，降低胎盘细胞凋亡比例及凋亡蛋白Bax、caspase-3表达，提升抗凋亡蛋白Bcl-2表达，增加平均子代数目、平均子代体质量和胎盘组织CD31阳性细胞比例，表明木犀草素能够抑制炎症细胞因子表达，减轻PE大鼠体内炎症，降低滋养层细胞凋亡率，促进胎盘血管生成及胎鼠生长发育，改善大鼠妊娠后期高血压及蛋白尿症状，揭示木犀草素对PE具有较强的治疗作用。

在动物实验中发现，TLR4作为与炎症密切相关的重要蛋白分子，可通过调控NF-κB、PI3K/AKT信号参与介导小鼠肝损伤、过敏性鼻炎等炎症疾病的致病过程，下调TLR4表达可通过抑制PI3K/AKT信号激活减轻小鼠肝组织炎症［5，18-19］。研究发现，PI3K/AKT信号通路蛋白在早发型子痫前期患者体内表达明显升高，可介导PE的发病过程［8］；另外下调TLR4表达还可通过抑制NF-κB信号激活减少PE大鼠炎症因子合成释放，进而抑制胎盘滋养层细胞凋亡，修复胎盘功能，促使子代存活，改善大鼠PE症状［7，20］。另外有研究显示木犀草素可通过下调变应性鼻炎大鼠TLR4/NF-κB通路表达，从而改善其鼻黏膜炎症损伤，因而推测下调TLR4/PI3K/AKT通路可能是木犀草素治疗PE的作用机制［9］。本文以腺病毒包装的TLR4过表达载体上调PE大鼠TLR4表达，对此推测进行验证，结果显示，木犀草素可以降低PE大鼠胎盘组织TLR4、p-PI3K/PI3K、p-AKT/AKT蛋白表达水平，而以腺病毒包装的TLR4过表达载体可以促进PE大鼠炎症进展，加重其高血压及蛋白尿症状，进一步降低子代存活率，并可减弱木犀草素对上述症状的改善作用，逆转木犀草素对PE的治疗作用，表明木犀草素可通过下调TLR4/PI3K/AKT通路抑制炎症反应，改善PE临床症状，维持胎盘正常功能，促使胎儿存活。

综上所述，木犀草素可通过下调TLR4表达，减弱PI3K、AKT蛋白的磷酸化，进而降低炎症因子表达合成，阻碍炎症反应进展，减少PE大鼠胎盘细胞凋亡，促进胎盘血管生成，改善大鼠妊娠后期高血压与蛋白尿症状，提高子代存活率，干扰TLR4/PI3K/AKT信号途径传导是其药理机制之一。本文为木犀草素治疗PE提供了支持性证据，对其临床的推广应用可能有一定的参考价值。