九蒸九制对黄精中AGEs 含量、多糖结构及体外活性的影响

马永强，张一鹏，王 鑫,2, ，张丝瑶

（1.哈尔滨商业大学食品工程学院，黑龙江省谷物食品与谷物资源重点实验室，黑龙江哈尔滨 150028；2.黑龙江省林业科学院，黑龙江哈尔滨 150081）

黄精（Polygonatum sibiricum）作为我国的药食两用植物，其主要的活性成分为黄精多糖[1]，具有降血糖、降血脂、防止动脉粥样硬化等多种药理作用[2-3]。由于鲜黄精内部富含水分，在运输和贮藏时极易产生霉变、虫蛀等现象，影响黄精的产品品质。同时，鲜黄精具有较强刺激性，生品服用或接触时，易产生致敏反应[4]，脾胃虚寒者直接服用鲜黄精易发生便溏现象[5]。因此，通常对黄精采用干制、炮制等不同的加工方式，以延长其货架期，便于大量贮藏和运输，同时消除其刺激性。

黄精的加工方式多种多样，在众多的加工方式中，尤以“九蒸九制”法最为著名，较多典籍中均认为九蒸九制的加工方法可以使黄精“糖性变浓”口感香甜，同时起到减毒增效的作用[6-7]。但是，现代研究发现九蒸九制后的黄精多糖含量下降明显，黄精色泽发生了明显的褐变，并散发焦香，同时，有多位学者在九蒸九制黄精中检测到了美拉德反应的标志产物5-羟甲基糠醛（5-HMF）以及黄精多糖单糖组成改变的现象，说明黄精在九蒸九制的加工过程中很可能发生了美拉德反应，并对黄精多糖产生了一定程度的影响[8-10]。

对于九蒸九制黄精多糖含量下降的现象，有研究将其归咎于美拉德反应导致的糖异构化及糖降解[11]，但并未对其降解及单糖组成改变的机制进行详细的解答，且鲜有发现与黄精中AGEs 测定及来源机制相关的研究。在众多AGEs 中羧甲基赖氨酸（Nε-carboxymethyllysine，CML）和羧乙基赖氨酸（Nε-carboxyethyllysine，CEL）被公认是AGEs 最重要的指标性成分，会加速人体衰老并与阿尔茨海默病等多种疾病相关[12]。因此，实验尝试通过测定美拉德反应代表产物5-羟甲基糠醛（5-HMF）及AGEs 的含量，初步探究九蒸九制黄精中美拉德反应对黄精多糖的组成、结构及其黄精多糖对体外活性的影响，为黄精在不同加工方式下功效差异的理论研究提供支撑，同时还能够为黄精等药食同源物料的绿色加工提供参考依据。

1 材料与方法

1.1 材料与仪器

黄精 产自黑龙江省天问山；5-HMF（≥99%）

美国 Sigma-aldrich 公司；CML、CEL（≥98%）阿拉丁试剂有限公司；葡萄糖（glucose，Glc）、甘露糖（mannose，Man）、古洛糖醛酸（guluronic acid，G）、甘露糖醛酸（mannuronic acid，M）等14 种单糖标准品上海源叶生物科技有限公司；硼氢化钠 西陇科学股份有限公司；α-淀粉酶（4000 U/g）、α-葡萄糖苷酶（60 U/mg）上海和氏璧有限公司；四硼酸钠盐酸东曹化学科技有限公司；正己烷、氯仿、乙腈、甲醇、氨水、氢氧化钠等试剂 均为国产分析纯。

ACQUITY UPLC H-Class/Xevo TQ-XS 超高效液相色谱-三重四极杆串联质谱、Oasis MCX 固相萃取柱（3 mL/60 mg）、ACQUITY UPLC HSS T3 色谱柱（100 mm×2.1 mm，1.8 μm）美国Waters 公司；Infinity-II-126 型高效液相色谱仪、Agilent C18柱（250 mm×4.6 mm，5 μm）安捷伦科技中国有限公司；Scimitar 2000 型红外光谱分析仪 美国安捷伦公司；STA6000 热重分析仪 PerkinElmer 仪器有限公司；Alpha 2-4 LDplus 真空冷冻干燥机 上海景莱科学仪器有限公司。

1.2 实验方法

1.2.1 九蒸九制黄精制备 取鲜黄精除杂洗净，切片，隔水蒸制3 h，取出稍晾，于100 ℃烘箱中干燥6 h，如此反复操作至9 次，即得九蒸九制黄精[13]。为方便后续实验，将其打磨成粉，过40 目筛备用。

1.2.2 5-HMF 含量测定 称取5-HMF 标准品加入甲醇，配制成1.0、5.0、10.0、15.0 和20.0 μg/mL 的标准品溶液，进行测定并绘制标准曲线。

称取鲜黄精及九蒸九制黄精样品粉末0.4 g，加80%甲醇25 mL，称重后超声提取30 min，放冷后再次称重，以80%甲醇补足减少的质量，4000 r/min 离心5 min 后取上清液用0.22 μm 滤膜过滤后得到供试品溶液[14]。

使用Infinity-II-126 型高效液相色谱仪测定供试品溶液中5-HMF 含量。HPLC 条件：Agilent C18柱（250 mm×4.6 mm，5 μm），柱温：35 ℃，流动相为水-甲醇（9:1），流速：0.8 mL/min，紫外检测波长：275 nm，进样量：50 μL[14]。

1.2.3 AGEs 含量测定

1.2.3.1 对照品溶液制备 称取CML 和CEL 标准品各5.0 mg 分别溶于5 mL 超纯水中，分别配制成质量浓度为1.0 mg/mL 的CML 和CEL 标准溶液，混匀后将标准溶液梯度稀释，配制成质量浓度分别为1.0、10.0、50.0、100.0、200.0、500.0、1000 ng/mL的CML、CEL 混合标准溶液。

1.2.3.2 供试品溶液制备 参考宫瑞泽[15]的方法对样品进行前处理，并稍加改动。称取鲜黄精及九蒸九制黄精样品粉末各20 mg，加入正己烷离心完成脱脂。加入硼酸盐缓冲液（pH9.2）和硼氢化钠溶液，置于4 ℃条件下放置24 h。然后加入氯仿-甲醇（2:1，V/V）后离心，向沉淀物中加入盐酸并水解24 h。吸取水解后的溶液在80 ℃下干燥，再复溶于超纯水中。将Waters Oasis MCX 固相萃取小柱进行活化，取1 mL 样液加到固相萃取小柱中，用3 mL 水及3 mL 甲醇进行淋洗，最后用5 mL 甲醇进行洗脱。将洗脱液在60 ℃氮吹至干，再复溶于1 mL 超纯水中，将其用于液质联用（LC-MS）测定黄精样品中AGEs 的含量。

1.2.3.3 检测条件 色谱柱为ACQUITY UPLC HSS T3 柱（100 mm×2.1 mm，1.8 μm）。流动相A 为乙腈，流动相B 为0.1%甲酸，梯度洗脱程序：0～1 min，2% A，98% B；1～3 min，2%～5% A，98%～95% B；3～4.5 min，5%～10% A，95%～90% B；4.5～6 min，10%～2% A，90%～98% B。流速0.1 mL/min，进样量1.0 μL，柱温30 ℃[16]。

MS 条件：电喷雾离子源正离子模式；毛细管电压3.5 kV；脱溶剂温度400 ℃；脱溶剂气流量600 L/h；锥孔气流量150 L/h；离子源温度110 ℃；碰撞气流量0.16 mL/min；多反应监测模式。其他质谱参数见表1。

1.2.4 黄精多糖提取、分离纯化及含量测定 将黄精粉末经正己烷脱脂后自然温度下晾干，在料液比1:20 g/mL、浸提温度80 ℃、浸提时间2 h 的条件下采用水热浸提法提取九蒸九制前后的黄精多糖，采用Sevage 法除去浸提液中多余的蛋白质，在多糖浸提液中加入4 倍体积的80%乙醇，醇沉24 h 后离心、真空冷冻干燥，得到鲜黄精粗多糖及九蒸九制黄精粗多糖。粗多糖经DEAE-52 纤维素柱层析及Sephadex G-100 柱层析后，旋蒸后再次真空冷冻干燥，即得到精制黄精多糖[17]。

取浓度为1 mg/mL 的葡萄糖标准溶液25 mL，将其定容至250 mL 得到标准样品溶液。分别取0.1、0.2、0.3、0.4、0.5 mL 的葡萄糖标准液，依次加入0.9、0.8、0.7、0.6、0.5 mL 蒸馏水，采用苯酚硫酸法，以蒸馏水作空白样品，在490 nm 处测定吸光值，得到葡萄糖的标准曲线。称取黄精多糖粉末用去离子水定容后测定其吸光度，带入回归方程后计算多糖含量。

1.2.5 九蒸九制法对黄精多糖的结构影响

1.2.5.1 紫外光谱分析 称取PSP（黄精多糖）、N-PSP（九蒸九制黄精多糖），配制成质量浓度为1 mg/mL的样品溶液，在200～400 nm 波长范围内进行紫外可见光扫描。

1.2.5.2 傅里叶红外光谱分析 称取PSP 及N-PSP粉末5 mg，KBr 压片，采用傅里叶变换红外光谱仪对PSP、N-PSP 在4000～500 cm-1范围内进行扫描，并分析加工方式对黄精多糖官能团的影响。

1.2.5.3 刚果红试验 分别将PSP 和N-PSP 与刚果红试剂混合，配制成浓度为0、0.1、0.2、0.3、0.4、0.5 mol/L 的NaOH 溶液，在400～700 nm 范围内进行紫外分光光谱扫描[14]，测定溶液最大吸收波长，使用去离子水代替多糖溶液作为空白对照组。

1.2.5.4 热重分析 利用热重分析系统对PSP、NPSP 进行热重分析，取适量样品，置样品容器中，在N2气氛下测定样品在0～700 ℃区间的质量变化，控制升温速率为10 ℃/min。

1.2.5.5 单糖组成分析 a.单糖标准品的衍生化：准确称取14 种单糖标准品分别配成0.4 mg/mL 的溶液待用。将单糖标准品溶液按等体积进行混合，取400 μL 的混合单糖标准液加入400 μL 浓度为0.6 mol/L 的NaOH 进行混合，再加入400 μL PMP甲醇溶液后漩涡混匀，70 ℃水浴中反应2 h，冷却后加入HCl 中和至中性。加入1200 μL 水及1200 μL的三氯甲烷，涡旋混匀，静置后弃去三氯甲烷，重复操作2 次后，将水相用0.45 μm 滤膜过滤后即得到衍生化后的单糖混合标准品供HPLC 进样分析[17]。

b.黄精多糖的衍生化：称取PSP 及N-PSP 各15 mg 于20 mL 的钳口瓶中，加入5 mL 的2 mol/L三氟乙酸溶液，充氮气封管，于100 ℃烘箱中水解2 h。冷却后用氮吹仪吹干，加入1 mL 甲醇后继续吹干，如此重复2 次以去除三氟乙酸。加入1 mL 0.3 mol/L 的NaOH 溶液进行充分溶解，得到多糖水解液，吸取400 μL 进行衍生化处理及HPLC 分析[15]。

c.色谱条件：色谱柱：C18柱（250 mm×4.6 mm，5 μm）；流动相：A 为0.1 mol/L 的磷酸盐缓冲液（pH6.7），流动相B 为乙腈；检测波长为250 nm；柱温30 ℃；流速1 mL/min；进样量5 μL；洗脱程序：0～9 min 为86%～83% A，14%～17% B，9～28 min 为83%～78% A，17%～22% B，28～31 min 为78%～50%A，22%～50% B，31～36 min 为50%～86% A，50%～14% B。

1.2.6 九蒸九制对黄精多糖体外降血糖活性的影响研究

1.2.6.1 黄精多糖对α-淀粉酶的抑制作用研究 移取2、4、6、8、10 mg/mL 质量浓度的PSP、N-PSP 溶液100 μL，加入100 μL 的α-淀粉酶溶液（1.2 U/mL），37 ℃水浴5 min，加入PBS 配制的淀粉溶液（质量分数1%），37 ℃水浴15 min，再加入2 mL DNS 溶液，沸水浴5 min 后取出冷却，用蒸馏水稀释至10 mL，使用阿卡波糖作为阳性对照，在540 nm 处测定吸光度。

式中：A1为缓冲液代替多糖的吸光度值；A2为缓冲液代替酶液和多糖溶液的吸光度值；A3为黄精多糖的吸光度值；A4为缓冲液代替酶液的吸光度值。

1.2.6.2 黄精多糖对α-葡萄糖苷酶的抑制作用研究

移取2、4、6、8、10 mg/mL 质量浓度的PSP、NPSP 溶液1 mL，加入0.1 mLα-葡萄糖苷酶（1 U/mL）和2 mL 的磷酸盐缓冲液，37 ℃下保持10 min 后加入1 mL 谷胱甘肽溶液和0.25 mL 对硝基苯-β-D-半乳糖吡喃糖苷，于37 ℃下反应10 min，再加入2 mL 碳酸钠溶液，使用阿卡波糖作为阳性对照，在400 nm 处测定吸光度[18]，根据公式（1）计算抑制率及IC50数值。

1.2.7 加工方式对黄精多糖体外抗氧化效果的影响研究

1.2.7.1 黄精多糖DPPH 自由基清除率测定 向试管中加入2 mL 的DPPH-乙醇溶液（0.2 mmol/L），然后加入1.0 mL 磷酸盐缓冲液（0.2 mol/L pH7.0），最后加入2.0 mL PSP 及N-PSP 样品溶液（2、4、6、8、10 mg/mL），室温避光30 min，并以稀释100 倍的VC溶液作阳性对照，在517 nm 处测得反应后吸光值A1，以无水乙醇代替DPPH 得到吸光值A2，蒸馏水对照值为A0，按公式（2）计算DPPH 自由基清除率。

式中：A1为样品溶液的吸光值；A2为无水乙醇代替DPPH 的参比对照吸光值；A0为蒸馏水代替样品的空白对照吸光值。

1.2.7.2 黄精多糖ABTS+自由基清除率测定 将7 mol/L 的ABTS 溶液按1:1 的比例与2.45 mol/L的过硫酸钾溶液混合，避光静置16 h，采用紫外分光光度计，在734 nm 波长下用PBS 缓冲液（pH7.4）稀释ABTS 溶液，调节吸光度至0.7 备用。分别向试管中加入2 mL ABTS+溶液，加入不同质量浓度的PSP 及N-PSP 溶液，避光反应20 min，以稀释一百倍的VC作为阳性对照，在734 nm 处测定吸光度，按公式（3）计算ABTS+自由基清除率。

式中：A1为样品溶液的吸光值；A0为蒸馏水代替样品的空白组吸光值。

1.3 数据处理

所有样品进行3 次测定，相关性与显著性差异采用SPSS 18.0 统计软件进行分析，P<0.05 时表示存在显著性差异，采用Origin 2018 绘图。

2 结果与分析

2.1 5-HMF 含量测定结果

在1.0～20 μg/mL 范围内，以5-HMF 质量浓度为横坐标（x），峰面积为纵坐标（y）绘制标准曲线，得到线性方程y=84.207x-45.312，R2=0.9974，表明二者具有良好的线性关系。以信噪比为3 和10 确定方法的检出限和定量限，LOD 和LOQ 分别为1.86、6.13 ng/mL。

通过对鲜黄精样品进行检测，结果显示未检测到5-HMF。九蒸九制黄精样品的高效液相色谱图见图1，九蒸九制黄精中5-HMF 含量为（631.3±21.5）μg/g。

图1 九蒸九制黄精5-HMF 液相图Fig.1 5-HMF liquid chromatogram of nine steaming-nine processing Polygonatum sibiricum

结果表明，经过九蒸九制后黄精中的5-HMF 含量明显增加，这一变化与张帆[19]的研究结果一致。由此说明，不同加工方式对于黄精中5-HMF 含量的影响差异较大，黄精在九蒸九制过程中由于受到高温进而加剧了糖苷键断裂，使得多糖发生了一定程度的水解现象，经过脱水反应后从而生成了5-HMF[19]，九蒸九制过程促使了黄精中5-HMF 含量的显著上升。

2.2 AGEs 含量测定结果

2.2.1 线性范围、检出限和定量限 以CML 和CEL的分子离子峰[M＋H]＋理论精确质量数提取色谱图，如图2 所示。在1.0～1000 ng/mL 质量浓度范围内，以质量浓度为横坐标，定量离子对的响应峰面积为纵坐标绘制标准曲线，以信噪比为3 和10 确定方法的检出限和定量限，结果如表2 所示。在1.0～1000 ng/mL 范围内，二者均呈良好的线性关系。

图2 混合标准溶液中CML 和CEL 的提取离子流色谱图Fig.2 Extracted ion flow chromatogram of CML and CEL in mixed standard solution

表2 CML 和CEL 的线性范围、线性方程、决定系数R2、检出限与定量限Table 2 Linear range,linear equation,correlation coefficient R2,limit of detection and limit of quantitation for CML and CEL

2.2.2 实际样品测定 九蒸九制后的黄精中CML和CEL 含量见表3。通过表可知，九蒸九制后黄精中CML 和CEL 含量增加至（342.4±11.3）μg/g、（63.7±9.8）μg/g。由此表明，九蒸九制对于黄精的CML 和CEL 含量变化有着较大影响，在蒸制加工过程中发生的美拉德反应使其生成了较多含量的CML 和CEL，这与宫瑞泽[15]的研究结果一致。在高温的蒸制环境中，黄精多糖中的一部分还原糖经糖基化反应形成了AGEs[20]，此外，黄精中的抗坏血酸可以氧化成L-阿苏糖，经氧化裂解也可以形成CML 及CEL[21]。因此，经过反复蒸制后的黄精中CML 和CEL 含量得以显著上升。

表3 不同加工方式的黄精中CML 及CEL 含量Table 3 Content of CML and CEL in different process methods of Polygonatum sibiricum

2.3 黄精多糖含量测定及结构表征

2.3.1 多糖含量的测定 以葡萄糖质量浓度和其吸光度值绘制葡萄糖标准曲线，回归方程为y=0.0145x-0.0034，R2=0.999。根据标准曲线，采用苯酚硫酸法测得鲜黄精多糖含量为15.32%±1.62%，九蒸九制黄精多糖含量为12.21%±1.43%，且多糖纯度在90%以上。结果表明九蒸九制后黄精多糖含量出现下降现象，这是因为在多次蒸制的过程中多糖发生了降解，大量水解为单糖和低聚糖从而使得其含量有所降低[22]。

2.3.2 紫外光谱分析结果 经UV 检测，结果图3 显示PSP 及N-PSP 中蛋白质或者其他杂质含量极低，说明提取到的两种多糖均为纯度较高的多糖。

图3 黄精多糖的紫外光谱分析Fig.3 Ultraviolet spectrum analysis of Polygonatum sibiricum polysaccharide

2.3.3 红外光谱分析结果 采取傅里叶红外光谱对不同加工方式后提取的黄精多糖官能团分析（图4），PSP 及N-PSP 在3325、2925 cm-1处的吸收峰是多糖的O-H、C-H 伸缩振动引起的[23]。在1618、1603、1412 cm-1处出现的吸收峰是-COO-伸缩振动引起的，表明多糖中含有糖醛酸，1022、1050 cm-1处出现的吸收峰是由吡喃糖环的C-O 键引起的，N-PSP 在817、872 cm-1处的吸收峰是由α-糖苷键及β-糖苷键振动产生[24]，与PSP 相比，N-PSP 在1740 cm-1处出现的特征吸收峰为羧基酯化的C=O 伸缩振动引起的。以上结果表明鲜黄精和九蒸九制黄精多糖均属于含吡喃环的多糖，并且九蒸九制加工后得到的黄精多糖会发生较为明显的酯化反应[25]。

图4 九蒸九制对PSP 官能团的影响Fig.4 Effect of nine steaming-nine processing on PSP functional groups

2.3.4 九蒸九制对黄精多糖三螺旋结构的影响 完整的线性三螺旋结构是保持多糖较高免疫活性的前提条件，有研究发现三螺旋结构多糖表现出较强的抗S-180 肿瘤的生物活性[26]，刚果红能够与具有三螺旋结构的多糖发生络合反应，络合物的最大吸收波长会发生红移，并在一定的NaOH 浓度范围内呈现亚稳性[27]。从图5 中可看出，刚果红与PSP 及NPSP 混合后，其最大吸收波长发生了明显的偏移并出现亚稳区，由此可推测黄精多糖是一种具有三螺旋结构的多糖组分，且九蒸九制的加工方法并未破坏黄精多糖的三螺旋结构。

2.3.5 热重分析结果 由图6 可见，PSP 及N-PSP的热降解有很明显的三个阶段，当温度从40 ℃附近升至200 ℃时，PSP 的质量损失高于N-PSP，在后两个阶段质量趋于一致。这可能是由于温度升高导致多糖内部的部分亲水基团水分蒸发，鲜黄精中提取到的PSP 吸附水与结合水含量更高。当温度在200 ℃附近时，多糖样品的质量缩减幅度增大，这可能是因为高温使多糖分子发生了剧烈的解聚和分解作用，大量多糖分子被裂解，产生CO2、水蒸气等析出[28]，当温度从400 ℃附近升至600 ℃时，由于大多数多糖在此时已经过高温处理，成为了碳化结构，质量分数的下降趋势趋于平缓。

图6 PSP 及N-PSP 热分析Fig.6 Thermal analysis of PSP and N-PSP

2.3.6 九蒸九制对黄精多糖单糖组成的影响分析采用PMP 衍生化-HPLC 法检测未蒸制及九蒸九制后的黄精所制得多糖的单糖组成，检测结果如图7和表4 所示。通过与混合的单糖标准品色谱图对比，可以看出PSP 的多糖组成中Man、GalUA、Glc、Gal、Ara 五种单糖含量较多，其摩尔百分比分别为34.53%、9.59%、21.17%、22.59%、9.55%。N-PSP 的单糖含量有所变化，Glc 比例有所增长，其摩尔百分比达到49.72%，Gal 及Ara 在蒸制后比例变化较小。单糖中Man 及GalUA 的摩尔比有明显降低，Man从34.53%降至17.06%，GalUA 从9.59%降至1.77%，这与吴丰鹏等[29]的研究趋势相同。研究结果表明，在九蒸九制的加工过程中，黄精中的部分糖类物质由于发生美拉德反应导致其发生异构化和降解现象[30]，使得黄精多糖中单糖的组成及其含量被改变。

图7 PSP 及N-PSP 单糖组成分析Fig.7 Monosaccharide composition analysis of PSP and N-PSP

表4 鲜黄精及九蒸九制黄精多糖的单糖组成分析Table 4 Monosaccharide composition analysis of fresh Polygonatum sibiricum and nine steaming-nine processing Polygonatum sibiricum polysaccharide

2.4 加工方式对黄精多糖体外降糖功能的影响分析

在糖的催化反应中，α-淀粉酶及α-葡萄糖苷酶起重要作用，可以通过抑制这两种酶，降低碳水化合物的水解和消化，以达到降低血糖的药理作用。由图8A 可知，在质量浓度为2～10 mg/mL 范围，样品对α-葡萄糖苷酶的抑制率递增；当样品质量浓度达到10 mg/mL 时，PSP、N-PSP 对α-葡萄糖苷酶的抑制率分别为39.13%、51.23%。虽然黄精多糖与成品药阿卡波糖相比，药效有较大的差距，但还是具有明显的抑制作用。由图8B 可知，PSP、N-PSP 在质量浓度为10 mg/mL 时，对α-淀粉酶的抑制率分别为38.43%、50.13%。结果表明，相对于PSP，N-PSP 对于α-淀粉酶和α-葡萄糖苷酶具有较强的抑制活性。有研究发现含有葡萄糖、半乳糖的多糖具有相对较强的酶抑制能力[31]，在上文对于PSP 及N-PSP 的单糖组成分析中表明，N-PSP 中的葡萄糖比例有所增长，因此其酶抑制能力也更强。由此说明经过九蒸九制加工后的黄精得到的多糖具有更好的体外降糖效果。

图8 黄精多糖降血糖活性研究Fig.8 Study on hypoglycemic activity of Polygonatum sibiricum polysaccharide

2.5 加工方式对黄精多糖体外抗氧化活性的影响分析

由图9 可知，随着黄精多糖浓度的增大，DPPH自由基清除率及ABTS+自由基的清除能力均随之提升。PSP 和N-PSP 对DPPH 自由基清除率的IC50数值分别为13.31、12.43 mg/mL。对ABTS+自由基清除率的IC50分别为13.42、12.24 mg/mL。阳性对照VC的抗氧化效果明显高于黄精多糖。研究结果表明，N-PSP 的抗氧化能力虽弱于VC，但相较于PSP 却具有一定的提升。这可能是因为黄精多糖通过美拉德反应生成吡咯等杂环化合物，其有利于自由基的亲电加成，使得自由基的清除效果增强[32]。并且有研究表明九蒸九制过程会使得黄精中的黄酮、多酚类物质发生富集现象，其含量的增大也会提高NPSP 的抗氧化能力[4]。因此，经过九蒸九制后得到的黄精多糖其体外抗氧化活性比PSP 更佳。

图9 黄精多糖抗氧化活性研究Fig.9 Study on antioxidant activity of Polygonatum sibiricum polysaccharide

3 结论

通过实验，在九蒸九制后的黄精中检测到了5-HMF，含量为（631.3±21.5）μg/g，说明黄精在九蒸九制的过程中发生了较为明显的美拉德反应，同时产生了晚期糖基化终产物，CML 和CEL 含量分别为（342.4±11.3）μg/g、（63.7±9.8）μg/g。通过傅里叶红外光谱分析发现N-PSP 出现一定程度的酯化现象，单糖组成分析显示N-PSP 的单糖组成显著改变，但九蒸九制并未破坏黄精多糖的三螺旋结构以及热稳定性。上述现象的主要原因可能是由于九蒸九制过程中黄精内部的蔗糖及多糖产生热降解，导致还原糖含量增加，参与美拉德反应，使其多糖含量下降，单糖组成发生改变，并生成了AGEs。体外活性实验结果显示，九蒸九制的加工方式可以在一定程度上提升黄精多糖体外降血糖和抗氧化活性。其主要原因可能是由于加工过程中N-PSP 糖醛酸含量增加、单糖组成改变带来的高级结构发生改变、多糖-蛋白共价复合物的出现，使其体外活性作用得到了一定程度的提升，但其潜在的构效机制尚有待于进一步研究。本研究对九蒸九制黄精多糖含量下降及其活性作用提升的原因，做出了初步解答，有助于为黄精及药食同源类产品的高品质加工提供新的思路。