商品化低盐虾酱发酵过程中的微生物群落演替和品质变化

班雨函，王利文，杨兵兵，马爱进，桑亚新，孙纪录,*

（1.河北农业大学食品科技学院，河北 保定 071000；2.北京工商大学食品与健康学院，北京 100048）

虾酱是一种将小型虾类或虾类加工副产品经过发酵后制成的黏稠酱状食品[1]，具有独特的鲜香风味，是我国沿海地区和东南亚地区常见的一种调味料[2-3]。但是，传统发酵虾酱含盐量较高，一般在25%～30%，高盐量容易导致高血压等心脑血管疾病，已经不符合健康消费潮流。低盐豆酱[4]、低盐鱼露[5]、低盐酱油[6]等低盐发酵食品逐渐成为研究热点。近年来，新型的低盐虾酱也已在一些地区实现了商业化生产。但是，低盐虾酱存在耐储性低、货架期短等缺点[7]，因此，生产商品化低盐虾酱的企业占比较少。河北黄骅地区生产的低盐虾酱是将捕捞的新鲜蜢子虾经过搅碎加盐（约12%）后，装入发酵缸中，在低于20 ℃的条件下自然发酵约145 d而成。目前，对低盐虾酱的研究报道较少，且主要集中于实验室水平的低温发酵[8]和酶法分解快速制备[9]，而对工厂化生产的自然发酵的低盐虾酱研究罕见报道。

微生物在发酵食品中起着至关重要的作用，低盐虾酱的发酵过程属于自然发酵，通常会含有来自原料以及与虾的生长环境相关的微生物。Sang Xue等[10]研究发现，环渤海不同地区生产的虾酱产品的微生物多样性有明显差异，可能是受到地理位置以及气候的影响。Ohshima等[11]对泰国两个工厂生产商品化鱼露发酵过程多样性进行探究，发现原料来源会影响产品的微生物群落组成。Dai Lingying等[12]对虾酱发酵过程细菌群落多样性变化进行探究，发现主要细菌菌群在发酵不同阶段的变化，Lv Xinran等[13]对探究锦州虾酱细菌群落变化与风味形成的关系，对虾酱多样性分析的已知研究中，主要集中于对虾酱细菌群落的研究，对真菌群落的研究相对匮乏。

因此，本研究为探究商品化低盐虾酱发酵过程中微生物群落和品质变化，从黄骅工厂采集商品化低盐虾酱发酵过程中不同阶段的样品作为研究对象，测定虾酱的生物胺、氨基酸态氮、挥发性盐基氮等理化指标，通过高通量测序分析虾酱的真菌和细菌的菌落组成及多样性，并对理化性质和微生物多样性进行相关性分析，以期揭示商品化低盐虾酱的发酵过程中的微生物群落演变规律，为改善商品化低盐虾酱工艺提供一定理论支持。

1 材料与方法

1.1 材料与试剂

商品化低盐虾酱样品 黄骅众信水产有限公司。

乙腈、甲醇（均为色谱级） 美国Fisher Chemical公司；生物胺标准品（组胺盐酸盐、酪胺盐酸盐、β-苯乙胺盐酸盐、色胺盐酸盐、尸胺盐酸盐、腐胺盐酸盐、精胺盐酸盐、亚精胺盐酸盐）、丹磺酰氯（纯度均不小于99%） 上海源叶生物科技有限公司；E.Z.N.ATM Mag-Bind Soil DNA Kit 美国OMEGA公司；Qubit 2.0 DNA检测试剂盒 美国Life公司；TaqDNA Polymerase 美国Thermo公司；Agencourt AMPure XP美国Beckman公司；一般理化指标测定试剂均为国产分析纯。

1.2 仪器与设备

液相色谱系统（包括二元泵、2998紫外-可见光检测器、1500柱温箱） 沃特世科技（上海）有限公司；色谱柱WondaSil C18（4.6 mm×250 mm） 日本GL Science公司；PHS型pH计 合肥桥斯仪器设备有限公司；FSH-2可调高速匀浆机 常州国华电器有限公司；TGL-16MC低温冷冻离心机 长沙湘锐离心机有限公司；Qubit®2.0荧光计 美国Invitrogen公司；ABI GeneAmp®9700型聚合酶链式反应（polymerase chain reaction，PCR）仪 美国Bio-Rad公司。

1.3 方法

1.3.1 虾酱样品的采集

虾酱样品均采自黄骅众信水产有限公司，工厂位于环渤海地区的河北省黄骅市，将从黄骅港捕捞的新鲜蜢子虾，加盐（添加量约12%）搅拌，自然发酵150 d左右（2020.10.26—2021.03.18）。整个发酵周期主要处在中国北方的冬季和春季，气温较低。在发酵过程的不同时间段取样，样品采集后装入无菌袋内，在－80 ℃的冰箱保存，待用。样品采集信息见表1。

表1 商品化低盐虾酱样品采集信息Table 1 information about commercial low-salt shrimp paste samples collected in this study

1.3.2 理化指标分析

理化指标分析时，所测定样品均为湿质量样品。

1.3.2.1 丙二醛的测定

根据GB 5009.181—2016《食品中丙二醛的测定》中的分光光度法测定[14]。

1.3.2.2 氨基酸态氮的测定

根据GB/T 5009.235—2016《食品中氨基酸态氮的测定》中的比色法测定[15]。

1.3.2.3 pH值测定

称取5 g（精确到0.01 g）虾酱样品，加蒸馏水至50 mL，16 000 r/min均质1 min，浸渍30 min，取能浸没pH计电极的液体在100 mL烧杯中。将电极插入试样中，待读数稳定后，进行读数，每种样品重复3 次[16]。

1.3.2.4 挥发性盐基氮测定

根据GB 5009.228—2016《食品中挥发性盐基氮的测定》中的半微量凯氏定氮法[17]。

1.3.2.5 水分的测定

采用直接干燥法测定。

1.3.2.6 含盐量的测定

根据SC/T 3011—2001《水产品中盐分的测定》中的直接滴定法测定[18]。

1.3.2.7 生物胺的测定

用高效液相色谱法测定虾酱中生物胺的含量，色谱柱为WondaSil C18（4.6 mm×250 mm），流动相A为乙腈，流动相B为0.1 moL/L乙酸铵，柱温40 ℃，流速1 mL/min，紫外检测器波长254 nm，进样量20 μL。采用梯度洗脱程序，洗脱程序参照李大伟等[19]的方法。

1.3.3 微生物多样性分析

1.3.3.1 DNA提取和PCR扩增

DNA提取方法参考李文亚等[20]的方法，使用338F（5’-ACTCCTACGGGAGGCAGCAG-3’）和806R（5’-GGACTACHVGGGTWTCTAAT-3’）对16S rRNA基因V3-V4可变区进行PCR扩增，真菌使用ITS1F（CTTGGTCATTTAGAGGAAGTAA）和ITS2R（GCTGCGTTCTTCATCGATGC）在ITS1区进行PCR扩增，扩增程序：95 ℃预变性3 min，27 个循环（95 ℃变性30 s，55 ℃退火30 s，72 ℃延伸30 s），然后72 ℃终延伸10 min，最后在4 ℃进行保存。

PCR体系：5×FastPfuBuffer缓冲液4 μL，2.5 mmol/L dNTPs 2 μL，上游引物（5 μmol/L）0.8 μL，下游引物（5 μmol/L）0.8 μL，TransStartFastPfuDNA聚合酶0.4 μL，模板DNA 10 ng，补足双蒸水至20 μL。每个样本3 个重复[21]。

1.3.3.2 Illumina MiSeq测序和数据处理

扩增后的PCR产物纯化参考文献[22]，纯化后用QuantiFluor™-ST蓝色荧光定量系统对回收产物进行检测定量，按照样品的测序要求，按照相应比例混合。使用NEXTFLEX Rapid DNA-Seq Kit进行建库，原始数据上传至NCBI SRA数据库。用Trimmomatic软件对原始测序序列进行质控，使用FLASH（version1.2.11）软件进行拼接，得到优质的Tags数据。使用的Uparse（version7.0.1090）以97%的相似度对序列进行可操作分类单元（operational taxonomic units，OTU）聚类鉴定并剔除嵌合体，得到优质序列。利用RDP classifier对每条序列进行物种分类注释，并基于Silva（细菌）和UNITE（真菌）分类学数据库对OTU进行分类学注释[23]。

1.4 统计学分析

每个理化指标都进行3 次重复实验，将得到的数据用Origin 2018处理；高通量测序数据的统计分析和差异显著性分析均使用SPSS 25.0软件进行，样品的α多样性指数用Mothur（version1.30.2）计算，随后使用R软件（version 3.3.1）可视化样品间Venn图、稀释曲线图、环境因子相关性分析和优势属的堆叠柱状图；利用LEfSe进行物种差异分析。

2 结果与分析

2.1 低盐虾酱发酵过程中理化指标变化

图1 低盐虾酱发酵过程中理化指标变化Fig. 1 Changes in physicochemical indexes of low-salt shrimp paste during fermentation

由图1可知，虾酱发酵pH值、丙二醛含量、挥发性盐基氮含量、氨基酸态氮含量、水分质量分数、含盐量变化范围分别为7.19～6.90、3.09～5.56 mg/kg、44.81～175.05 mg/100 g、1.42～1.63 g/100 g、59.19%～62.40%、11.02%～12.04%。虾酱发酵是一个受多种因素影响的过程。由图1A可见，pH值在发酵前期上升，可能是由于盐含量低，大多数微生物活性不会受到抑制，蛋白质分解导致氨类物质的产生[24]。发酵第34天pH值降低到6.90，随后基本稳定在6.90～6.94之间，这与Cai Luyun等[25]研究的低盐虾酱中pH值变化结果类似，但是低于吴小禾等[16]研究的黄骅传统虾酱。虾酱通常含有高含量的多不饱和脂肪酸，这些脂肪酸容易氧化。在发酵过程中，丙二醛含量从发酵初期（D0）3.09 mg/kg升高到（D64）5.56 mg/kg，在发酵中后期（D145）逐渐降低至3.68 mg/kg。虾酱中丙二醛含量的变化可能是由于发酵过程中脂肪的氧化和初级氧化产物的降解造成[26]，这与Cai Luyun等[25]研究的低盐虾酱理化指标变化趋势相同，但高于Li Wenya等[27]研究的黄骅传统虾酱，这可能也是低盐虾酱相较于传统虾酱货架期短的原因。氨基酸态氮在低盐虾酱发酵前期呈上升趋势，在发酵第64天基本稳定在1.57 g/100 g，高于Li Wenya等[27]研究的黄骅传统虾酱。这表明，相较于传统发酵而言，低盐虾酱的蛋白质分解更加充分。发酵过程中挥发性盐基氮呈上升趋势，发酵第128天达到最高值175.05 mg/100 g，低于Sang Xue等[10]研究的盘锦地区工厂生产的传统发酵虾酱，可能是由于本研究中生产季节处在冬、春低温条件下，不易发生腐败变质。

本研究的虾酱样品在发酵过程中含盐量范围在12.12%～11.72%之间，低于谢主兰等[28]采用低盐技术发酵生产的虾酱，其含盐量为15%～18%，相较之下，更符合低盐发酵的要求。虾酱发酵过程中，发酵前中期，虾酱水分质量分数从62.40%下降至59.19%（第34天），之后基本保持稳定（约59%），符合我国虾酱行业标准中水分质量分数不高于60%的要求。发酵后期，水分含量发生小幅度增加，可能是由于随着春季的到来，空气的相对湿度增加，导致虾酱吸收了少量环境中的水蒸气。

2.2 低盐虾酱发酵过程中的生物胺变化

生物胺是虾酱中氨基酸在氨基脱羧酶的作用下产生的小分子含氮物质，含量过高会影响虾酱的安全性[29]。对虾酱样品进行了8种生物胺的测定，分别是色胺、腐胺、尸胺、苯乙胺、组胺、酪胺、精胺和亚精胺。如图2所示，共检测出4种生物胺：色胺、苯乙胺、组胺和酪胺，与Li Wenya等[27]研究的黄骅市售虾酱中主要生物胺结果相似。其中，组胺是一种对人体健康有害的化合物[30]。虾酱样品中的组胺在第145天含量达到最高（4.27 mg/kg），但仍远低于我国限量标准200 mg/kg。在发酵过程中，4种生物胺的含量及总量整体呈上升趋势，生物胺含量范围0～113.29 mg/kg。在发酵第100天时，生物胺含量发生降低，这可能是由于生物胺产生菌的生长繁殖受到抑制，脱羧酶活性降低，生物胺降解菌的生长繁殖增快，导致生物胺含量变化发生波动。结合氨基酸态氮含量变化（图1C），后续生产加工中，或许可以考虑缩短发酵时间。

图2 低盐虾酱发酵过程中生物胺变化Fig. 2 Changes in biogenic amines contents in low-salt shrimp paste during fermentation

2.3 低盐虾酱发酵过程中的细菌多样性分析

2.3.1α多样性分析

表2 低盐虾酱发酵过程中细菌多样性Table 2 Bacterial diversity in low-salt shrimp paste during fermentation

低盐虾酱细菌群落的丰富度、多样性和覆盖率见表2。Simpson指数和Shanno指数常用于表征群落物种多样性，ACE指数和Chao1指数是分析物种丰富度的指数[31]。发酵过程中，随着发酵过程的进行，细菌群落多样性呈现明显下降趋势，在发酵中后期，细菌群落的多样性和丰富度明显减少。覆盖率是反映群落覆盖率的指数，细菌群落的覆盖率均大于0.99，且基于OTU水平的稀释曲线（图3A）表明测序结果获得的数据足够可靠，足够支撑后续的数据分析[32]。

细菌群落上共获得572 842 条有效序列，30 838 个OTU。由图3B可见，不同发酵阶段都有其特有的微生物，其中，虾酱样品在发酵前期的细菌群落独有的OTU最多，为443，3 个阶段共有的OTU为61，说明细菌群落的组成相似度较高。

图3 低盐虾酱不同发酵时期的细菌稀释曲线（A）和Venn图（B）Fig. 3 Bacterial rarefaction curve (A) and Venn diagram (B) of low-salt shrimp paste at different fermentation periods

2.3.2 低盐虾酱发酵过程中细菌群落的演替分析

图4 低盐虾酱在不同发酵时期的细菌群落组成Fig. 4 Bacterial community composition of low-salt shrimp paste in different fermentation periods

如图4A所示，在细菌群落门水平上，检测出5 个优势菌门（相对丰度＞1%），分别为厚壁菌门（Firmicutes）、拟杆菌门（Bacteroidota）、变形菌门（Proteobacteria）、放线菌门（Actinobacteriota）、螺旋菌门（Spirochaetota）。厚壁菌门在整个发酵过程中一直都是优势菌属，与Li Wenya等[27]研究的黄骅传统发酵虾酱中主要优势菌门是厚壁菌门的结果相类似。在发酵中后期，D34（99.10%）、D64（98.68%）、D100（99.20%）、D128（99.35%）、D145（97.84%）厚壁菌门的相对丰度都达到95%以上，在整个发酵群落中占绝对优势。

如图4B所示，在细菌属水平上，鉴定出5 个优势菌属（相对丰度＞5%），四联球菌属（Tetragenococcus）、Christensenellaceae_R-7_group、链球菌属（Streptococcus）、乳酸杆菌属（Lactobacillus）和UCG-005。四联球菌属在发酵后期的平均相对丰度达到了98%，与Yao Yunping等[33]研究的北塘虾酱中的优势菌属相同，但本研究中并未发现泰式传统虾酱[34]中的优势菌属Salimicrobium。Christensenellaceae_R-7 group和UCG-005都是常见的肠道微生物，链球菌属和乳酸杆菌属都是常见的乳酸菌。四联球菌属是豆酱[35]、腐乳[36]、鱼露[37]等发酵食品中常见的优势菌属，可能与有机酸、氨基酸、风味物质的产生相关，同时发酵的低氧环境有利于四联球菌的生长[38]。Sang Xue等[39]研究发现嗜盐四联球菌可作为虾酱发酵的潜在发酵剂。Udomsil等[40]采用嗜盐四联球菌作为发酵剂，从而改善盐发酵鳀鱼酱的风味。

图5 低盐虾酱在不同发酵时期细菌OTU水平上的PCAFig. 5 PCA plot of bacterial OTU levels of low-salt shrimp paste in different fermentation periods

样品细菌群落在OTU水平上主成分分析（principal component analysis，PCA）（图5）表明，细菌的PCA得分图显示PC1和PC2的方差分别为97.6%和2.37%，发酵中后期样品明显聚集，说明到发酵中后期的细菌群落基本保持稳定。

2.3.3 低盐虾酱在不同发酵阶段的差异细菌菌群分析

采用Kruskal-Wallis秩和检验对发酵不同阶段细菌属上的差异菌群比较分析，由图6可见，除四联球菌属外，链球菌属、乳酸杆菌属和红球菌属（Rhodococcus）都是发酵前期与发酵中后期的主要差异菌属。链球菌属和乳酸杆菌属都属于乳酸菌，常作为添加剂改善发酵食品品质，如Prihantoab等[41]利用植物乳杆菌改善印尼虾酱的感官特性。红球菌属是一种广泛存在于环境当中的微生物。也是高产几丁质脱乙酰酶的微生物[42]，邱楚雯等[43]发现在虾肠道以及养殖环境中的优势菌属是红菌属。在本研究中，红球菌可能是虾体及环境内存在的微生物。

图6 低盐虾酱在不同发酵阶段的差异菌属Fig. 6 Differential bacterial genera in low-salt shrimp paste during different fermentation stages

2.4 低盐虾酱发酵过程中真菌多样性分析

2.4.1 低盐虾酱发酵过程中真菌的α多样性分析

表3 低盐虾酱发酵过程中真菌多样性Table 3 Fungal diversity in low-salt shrimp paste during fermentation

低盐虾酱群落的丰富度、多样性和覆盖率见表3。真菌群落上所有序列在97%的相似水平下进行OTU统计分析，共获得533 300 条有效序列，42 696 个OTU。与细菌群落相比，低盐虾酱中真菌群落多样性下降趋势缓慢。各个发酵阶段的丰富度都低于细菌群落，其中，发酵前期的真菌多样性小于细菌多样性，到发酵中后期，真菌群落多样性大于细菌群落，且下降趋势缓慢。真菌群落的覆盖率均大于0.99，且基于OTU水平上的稀释曲线（图7A），表明测序结果获得的数据是足够可靠的，足以支撑后续的数据分析。真菌群落Venn图（图7B）显示，发酵前期的OTU最多，为115，3 个阶段共有的OTU为10，表明3 个阶段的真菌群落组成相似度不高。

图7 低盐虾酱不同发酵时期真菌稀释曲线（A）和Venn图（B）Fig. 7 Fungal rarefaction curve (A) and Venn diagram (B) of low-salt shrimp paste during different fermentation periods

2.4.2 低盐虾酱发酵过程中真菌群落的演替分析

图8 低盐虾酱在不同发酵时期真菌群落的组成Fig. 8 Fungal community composition of low-salt shrimp paste during different fermentation periods

由图8A可见，对发酵过程中虾酱样品的真菌群落组成进行分析，鉴定出6 个主要菌门（相对丰度＞1%），即子囊菌门（Ascomycota）、担子菌门（Basidiomycota）、油壶菌门（Olpidiomycota）、被孢霉门（Mortierellomycota）、罗兹菌门（Rozellomycota）和unclassified_k__Fungi，与Sang Xue等[10]研究的环渤海地区虾酱的主要真菌门类似，虾酱在发酵过程中，担子菌门的相对丰度逐渐由85.64%减少到3.13%。子囊菌门的相对丰度由D0的12.87%增加到了D145的95.73%，这与张皓[44]研究南美白对虾养殖环境中的优势菌门相同。

在属水平上，共鉴定出13 个主要菌属（相对丰度＞5%），包括假丝酵母菌属（Candida）、丝孢酵母属（Trichosporon）、酵母菌属（Saccharomyces）、链格孢菌（Alternaria）、Cutaneotrichosporon、Tausonia、unclassified_k__Fungi、Apiotrichum、油壶菌属（Olpidium）、枝孢属（Cladosporium）、帚枝霉属（Sarocladium）、茎点霉属（Phoma）和Hannaella。发酵前期以丝孢酵母属为优势菌属，到发酵中期，假丝酵母菌属和链格孢菌成为优势菌属，发酵后期阶段，假丝酵母菌属成为优势菌属。发酵过程中，酵母菌类都是主要优势菌属，酵母菌不仅有助于产品风味的形成，还有研究发现酵母菌的代谢产物有利于乳酸菌的生长[45]，后续研究可以综合代谢组学探究虾酱发酵过程中代谢通路。

图9 低盐虾酱在不同发酵时期真菌OTU水平上的PCAFig. 9 PCA plot of fungal OTU levels of low-salt shrimp paste during different fermentation periods

样品在真菌群落OTU水平上PCA（图9）表明，PC1和PC2的方差分别为90.47%和8.56%，且3 个阶段的样品能分离开，表明发酵不同阶段的真菌群落有类似性。

2.4.3 低盐虾酱在不同发酵阶段差异的真菌菌群分析

如图10所示，对发酵不同阶段真菌属上的差异菌群比较分析，整体而言，真菌群落相对丰度差异不显著，但是，丝孢酵母属（Trichosporon）和酵母属（Saccharomyces）在不同发酵阶段差异较明显。Wei Guanmian等[46]发现，腐乳中的丝孢酵母属与多种醇类风味物质的产生有关，丝孢酵母属可能是发酵前期醇类风味物质形成的主要微生物。酵母属能产生丰富的代谢产物，常用作发酵剂添加到食品中。Gao Pei等[47]将酿酒酵母（Saccharomyces cerevisiae）31菌株作为发酵剂添加到酸鱼中，发现该菌株能促进酸鱼中脂肪分解和氧化，促进酸鱼中风味的形成。因此，发酵后期，虾酱风味的形成可能与酵母属有关。

图10 低盐虾酱在不同发酵阶段的差异菌属Fig. 10 Differential fungal genera in low-salt shrimp paste during different fermentation stages

2.5 低盐虾酱中优势菌属与理化指标的相关性分析

通过Spearman相关性分析评估细菌群落和真菌群落的优势菌属与理化性质之间的相关性。

2.5.1 优势细菌菌属与理化指标的相关性

由图11可见，理化指标和细菌群落中的大多数优势菌属都表现出较强的相关性。挥发性盐基氮、氨基酸态氮、丙二醛和生物胺和四联球菌均呈正相关，与其他优势菌属均呈负相关。有研究表明，乳酸菌和四联球菌是主要的产生生物胺的微生物[48-50]。本研究中，链球菌与生物胺呈显著负相关（r=－0.72；P=0.04），但四联球菌和其他乳酸菌属并没有与生物胺表现出显著相关性。在复杂的发酵系统中，某一菌株产生生物胺的能力不仅受到环境的影响，也可能会受到其他微生物的作用，使它们无法在发酵过程中发挥作用。

图11 低盐虾酱中优势细菌菌属与理化指标的相关性Fig. 11 Correlation analysis between dominant bacteria and physicochemical properties

2.5.2 优势真菌菌属与理化指标的相关性

图12 低盐虾酱中优势真菌菌属水平与理化指标的相关性Fig. 12 Correlation analysis between dominant fungi and physicochemical properties

真菌群落与理化指标相关性热图（图12）与细菌群落（图11）相比，细菌群落的相关性热图颜色更深，说明细菌群落与虾酱发酵过程的理化指标变化相关性更强。真菌群落中只有几个菌属与理化指标呈现出显著相关性，其中，Purpureocillium与挥发性盐基氮表现出极显著正相关（r=0.91，P=0.000 76），与生物胺呈显著正相关（r=0.82，P=0.006 73），表明Purpureocillium可能与生物胺的产生有关，这在之前的研究中鲜见报道，需要深入地研究。

3 结 论

采用高通量测序技术对商品化低盐虾酱微生物群落进行探究，群落演替分析结果表明，在细菌门水平上，厚壁菌门、拟杆菌门、变形菌门、放线菌门和螺旋菌门为主要优势菌门，在细菌属水平上，四联球菌属、链球菌属和乳酸杆菌属为主要优势菌属。四联球菌属、链球菌属、乳酸杆菌属和红球菌属为3 个发酵阶段的差异菌属。在真菌门水平上，子囊菌门、担子菌门、油壶菌门、被孢霉门和罗兹菌门为主要优势菌门，在真菌属水平上，主要优势菌属为假丝酵母菌属、丝孢酵母属、酵母菌属和链格孢菌，且真菌属在3 个阶段上并无显著差异。通过Spearman分析了商品化低盐虾酱发酵期间细菌群落与主要理化性质之间的相关性。理化指标和细菌群落中的大多数优势菌属都表现出较强的相关性，挥发性盐基氮、氨基酸态氮、丙二醛和生物胺和四联球菌均呈正相关，与其他优势细菌属均呈负相关，除挥发性盐基氮与Purpureocillium表现出极显著正相关，其他理化指标与真菌属的相关性较弱。在发酵第64天时，理化指标和细菌群落基本保持稳定，工厂加工可考虑缩短虾酱发酵时间。目前，低盐发酵虾酱中微生物的代谢机制尚不明确。在以后的研究中，可以综合利用基因组学、转录组学和代谢组学等多组学手段探究虾酱的代谢机制，挖掘影响虾酱中产物转化的功能性菌株。本研究结果为改良商品化低盐虾酱生产工艺提供了理论支持。