砂质潮土高效溶磷菌的筛选鉴定、条件优化及应用

魏畅 戚秀秀 吴越 刘晓丹 王祎 姜瑛 柳海涛

（1. 河南农业大学资源与环境学院，郑州 450000；2. 山东省土壤肥料总站，济南 250100）

磷素是作物生长发育过程中一种重要的营养元素，它能够以多种方式参与植物体内各种代谢过程，从而促进植物的生长发育［1］。我国土壤中的大部分磷以固定态形式存在，导致土壤磷的有效利用率很低，影响作物生长。近几年磷肥的大量施用虽然在一定程度上满足了作物需求，但同时也造成了极大的资源浪费并引发了一系列环境污染问题。在当前我国“减肥增效”的背景下，在减少磷肥投入量的同时又要确保粮食稳定高产，如何提高土壤中磷的利用率便成为土壤元素研究中亟待解决的问题。

土壤中磷的分级可追溯到20世纪前期［2］，直至20世纪50年代才形成了较为完整的测定体系，经学者的不断研究，土壤磷的分级方法也在不断完善。研究土壤中磷素的构成可有效揭示土壤中的磷素形态以及其与环境因素的关系，对提高磷素利用率、“减肥增效”及缓解污染具有重要意义。

前人研究表明，土壤中存在着大量的溶磷菌，这些根际溶磷菌能够将土壤中难溶性磷转化为可被植物吸收利用的可溶性磷，从而提高磷素的利用率，促进作物对营养元素的吸收，提高作物产量；同时还能够改善土壤结构，提高土壤肥力［3-5］。盛荣等［6］的研究亦表明土壤中溶磷微生物能够使难溶性的钙磷、铝磷、铁磷转化为可溶性磷。杨顺等［7］研究发现，土壤中溶磷菌活化磷素的同时有酸性物质的产生。有学者发现土壤中施用溶磷菌可有效溶解土壤中的难溶性磷，促进植物对磷素的吸收［8］，激发玉米的生长活性［5］。可见，利用溶磷菌的生物降解作用增加土壤有效磷含量在提高土壤磷利用率方面有着很大的发展前景。

不同类型土壤受土壤母质、气候条件、植被类型及种植制度等因素影响，其微生物群落组成有着较大的区别［6，9］，土壤中的溶磷微生物在种类、数量和溶磷能力同样有着很大差别。溶磷微生物主要包括细菌、真菌和放线菌，有些微生物分解和转化无机磷化合物的能力较强，有些分解和转化有机磷化合物的能力较强，有些是既可以分解有机磷化合物也可以分解无机磷化合物［4，10］。如不同土壤类型中的溶磷微生物数量通常表现为黑钙土＞黄棕壤＞白土＞红壤＞ 砖红壤＞瓦碱土，在黑钙土中溶磷菌以芽孢杆菌和假单胞杆菌为主，而黄棕壤和红壤中的溶磷菌种类多样［11］。不同耕作类型土壤上，农田土壤有机溶磷菌以芽孢杆菌属为主，林地和菜地则主要是假单胞杆菌属［12］。

河南省作为我国的产粮大省，主要土壤类型之一为砂质潮土，磷素容易被固定形成难溶性化合物造成养分有效性降低，导致小麦很难直接吸收利用，严重影响小麦的产量和质量。目前石灰性土壤特别是砂质潮土上关于溶磷微生物的研究和应用较少。本研究从长势较好的小麦根际砂质潮土中筛选出一株根际高效溶磷促生菌，加以鉴定，并研究不同培养条件下菌株的溶磷量，获得最适溶磷培养条件，设置小麦盆栽实验探究其对土壤磷素形态的影响，并验证其在砂质潮土上的促生效应。

1 材料与方法

1.1 材料

供试土壤取自农业部华北地区小麦玉米轮作营养与施肥科学观测实验站（郑州市，新郑航空港区），选取0-20 cm表层土壤。其土壤基本理化性状为：有机质8.89 g/kg、碱解氮30.02 mg/kg、全磷2.95 g/kg、速效磷31.2 mg/kg、全钾19.60 g/kg、速效钾50.39 mg/kg、pH 7.37。

1.2 方法

1.2.1 供试土壤基本理化性状及小麦植株的测定方法 供试土壤基本理化性质（有机质、碱解氮、全磷、速效磷、全钾、速效钾、pH）和盆栽小麦植株各指标（干重、株高、全氮、全磷和全钾）的测定方法参考《土壤农化分析》（第三版）［13］。

1.2.2 培养基配制 实验所选用的培养基为LB培养基以及PKO培养基，固体培养基则向对应液体培养基中添加15-20 g琼脂。

LB培养基：蛋白胨10 g，酵母提取物5 g，氯化钠10 g，蒸馏水1 000 mL，pH 7.0-7.2。121℃灭菌30 min。

PKO液体培养基（无机磷培养基）：氯化钠0.3 g，葡萄糖10 g，氯化钾0.3 g，磷酸三钙5 g，硫酸铵0.5 g，七水合硫酸镁0.3 g，硫酸锰0.03 g，七水合硫酸亚铁0.03 g，蒸馏水1 000 mL，调节pH 7.0-7.2，121℃灭菌30 min。

1.2.3 溶磷菌株的筛选 将供试土壤过筛处理，称取10 g处理后的供试土壤置于250 mL三角瓶中，加入90 mL无菌水，在摇床上振荡20 min转速为180 r/min、温度为30℃，振荡后取出静置10 min，所得液体为土壤菌悬液。在无菌操作台上用无菌水稀释土壤菌悬液，取合适稀释度的土壤菌悬液涂于PKO平板上，将此培养基置于30℃恒温培养箱中培养，待PKO固体培养基上出现透明圈菌落即为溶磷菌，将溶磷菌纯化后保存于4℃冰箱保存。

1.2.4 溶磷菌株溶磷能力的测定［14］将筛选得到的溶磷细菌进行溶磷能力的定量测定，将纯化后的溶磷菌接种于盛有50 mL的PKO液体培养基的三角瓶中，置于恒温摇床上振荡，温度为30℃、转速为180 r/min、培养时间为96 h，培养结束后将培养液转移至离心管中，在温度为4℃、转速为10 000 r/min条件下离心15 min，离心后收集上清液，用钼蓝比色法测定上清液中有效磷的含量。

1.2.5 菌株W6的形态、生理生化及 16S rDNA 分子学鉴定

1.2.5.1 菌株W6的形态及生理生化指标测定 观察菌落形态特征，对菌株W6进行革兰氏染色，在显微镜下观察其个体形态，并且进行生理生化指标鉴定［15］。

1.2.5.2 菌株W6的分子学鉴定 用SDS-CTAB［16］提取总基因组DNA，采用16S rDNA通用引物27f（5′-AGAGTTTGATCCTGGCTCAG-3′） 和 1492r（5′-GGTTACCTTGTTACGACTT-3′） 进 行 16S rDNA引物 PCR 扩增［17］。PCR 产物经 0.7% 琼脂糖凝胶电泳后回收纯化测序（北京美亿美生物技术有限公司）。在GenBank中Blast搜索同源序列与获得的16S rDNA序列比较，建立系统发育树。

1.2.6 培养条件对菌株W6溶磷量的影响

1.2.6.1 不同培养时间对菌株W6溶磷量的影响 将菌株W6按1%（V/V）的接种量接种在PKO培养基上，摇床培养（180 r/min，30℃恒温，下同），分别在10、15、20、24、36、44和56 h动态取样（用钼蓝比色法测定有效磷含量，每个处理重复3次，下同）。

1.2.6.2 不同碳源对菌株W6溶磷量的影响 设置培养基碳源分别为葡萄糖、木糖、蔗糖、果糖、甘露醇、乳糖和麦芽糖，保证各培养基含碳量相同，按1%（V/V）的接种量接种菌株W6后，置于摇床培养24 h后采样。

1.2.6.3 不同氮源对菌株W6溶磷量的影响 设置培养基氮源分别为硝酸钾、硫酸铵、硝酸铵、酵母粉、谷氨酸、蛋白胨，保证各培养基含氮量相同，按1%（V/V）的接种量接种菌株W6后，置于摇床培养24 h后采样。

1.2.6.4 不同初始 pH 对菌株W6溶磷量的影响 设置培养基初始pH分别为4、5、6、7、8、9及10，按1%（V/V）的接种量接种菌株W6在PKO培养基上，摇床培养，置于摇床培养24 h后采样。

1.2.6.5 不同通气量对菌株W6溶磷量的影响 设置培养液装液量分别为25 mL、50 mL、75 mL、100 mL和150 mL 装于 250 mL 的三角瓶中，按1%（V/V）的接种量接种菌株W6在PKO培养基上，摇床培养，置于摇床培养24 h后采样。

1.2.7 小麦促生盆栽实验

1.2.7.1 种子催芽 小麦品种选用“郑麦9023”，将小麦种子浸入20%双氧水中消毒20 min，消毒后取出小麦种子用无菌水冲洗多次，在25℃条件下置于无菌培养皿中催芽2 d，选取发芽较好，长势一致的小麦种芽备用。

1.2.7.2 实验设计 接菌处理：将菌株W6接种于LB培养基，置于恒温摇床中于30℃在180 r/min下培养至对数生长期，将菌液转移至10 mL离心管中于10 000 r/min离心10 min，用无菌水重悬底部菌体3次，此时细菌悬液浓度约为108CFU/mL，备用。

选取自然条件下0-20 cm土层的新鲜砂质潮土，将土壤过2 mm筛处理，用塑料盆每盆盛新鲜土壤700 g，按田间持水量的60%调节土壤含水量，供试菌株接种量为106CFU/g干土，设置W6接种处理和对照处理（CK，接种等量灭活的W6菌株）。然后种植小麦种芽，30 d后采样。

1.2.7.3 土壤磷素分级 根据改进后的Hedley磷素分级方法［18］，将土壤磷素分为9个形态，分别表现为：水溶态磷（H2O-P）、碳酸氢钠提取态磷（NaHCO3-Pi；NaHCO3-Po）、氢氧化钠提取态磷（NaOH-Pi；NaOH-Po）、稀盐酸提取态磷（HCl-P）；浓盐酸提取态磷（浓HCl-Pi；浓HCl-Po）和浓硫酸提取态磷（浓H2SO4-P）。

该方法将土壤中的磷素主要分为五大类，包括有机和无机部分，其中Po代表有机态磷，Pi代表无机态磷。H2O-P的特点是充分有效性，而这部分磷占据了土壤活性磷的大量比重；NaHCO3-P包括有机与无机部分，无机部分主要是指吸附在土壤表面的磷素而有机部分则为易于矿化的有机磷；NaOH-P是指通过化学吸附作用而吸附于铁、铝等金属表面的磷素；HCl-P（石灰性磷）主要存在于石灰性土壤中，难溶磷酸盐的比例甚至高达60%-80%。

1.2.7.4 植株样品测定 用根系扫描仪（LA1600+scanner，Canada）扫描所采集的小麦根系，然后用根系分析软件（Winrhizo2003b，Canada）对根长、根表面积、根体积、根尖数、根直径进行分析，并测定植株全氮磷钾含量。

2 结果

2.1 高效溶磷菌株的筛选

通过定性测定，共分离出5株具有溶磷能力的菌株，分别命名为W2、W4、W6、W7和W11。各菌株的溶磷量测定结果如图1所示，经过4 d培养，W6菌株溶磷量最大，达到447 mg/L，溶溶磷酸三钙达到8.9%，显著高于筛选出的其他菌株（P＜0.05），因此选取菌株W6为最佳溶磷菌株。

2.2 菌株W6的鉴定

2.2.1 菌株W6的形态及生理生化指标鉴定 对菌株W6进行形态及生理生化鉴定，可见W6菌落呈同心圆状，不透明，表面粗糙，不湿润，产芽孢，杆状（图2-A、2-B）。革兰氏阳性（图2-C），兼性厌氧，化能异养，接触酶阳性，M.R实验阴性，VP实验阳性，淀粉水解阳性，硝酸盐还原阳性，柠檬酸盐利用实验阴性（表1）。

图2 菌株 W6 的形态观察及革兰氏染色Fig.2 Morphological observation and Gram staining of strain W6

表1 W6菌株的生理生化特性Table 1 Physiological characteristics of strain W6

2.2.2 菌株W6的16S rDNA分子生物学鉴定 根据GenBank 中已登录的核苷酸序列与获得的16S rDNA 的序列进行比较，发现菌株W6与Bacillus flexus IFO15715（AB021185）同源性为100%，用邻接法（N-J）构建菌株W6的系统发育树（图3）。结合菌株W6的形态及生理生化特征，鉴定菌株W6为弯曲芽孢杆菌（Bacillus flexus），将其序列上传至NCBI，获得登录号KX267760。

2.3 不同培养条件对W6菌株溶磷量的影响

图3 基于菌株W6和相关菌株的16S rDNA 序列采用邻接法建立的系统发育树Fig. 3 Phylogenetic tree that based on 16S rDNA sequences of strain W6 and related strains

2.3.1 不同培养时间对菌株溶磷量的影响 W6菌株在培养10 h时间段内磷浓度几乎为零（图4），可能是因为菌株在培养10 h时间段内生长较缓慢。培养10 h以后开始出现溶磷作用，在15 h后磷浓度迅速升高，在24 h达到最大溶磷率，磷浓度达到140 mg/L，说明菌株在培养10 h后菌株生长较快且活性高。菌株在培养24 h以后随着时间的增加磷浓度上升变缓。

2.3.2 不同碳源对菌株溶磷量的影响 不同碳源条件下，W6菌株的溶磷量具有显著性差异（图5）。在本实验所做的7种不同碳源中，W6菌株所表现出来的溶磷量从大到小依次为：木糖＞甘露醇＞麦芽糖＞蔗糖＞葡萄糖＞乳糖＞果糖。其中以木糖为碳源时磷浓度最高达到为368 mg/L，溶磷量显著高于另外6种碳源（P＜0.05），其次为甘露醇，碳源为果糖时磷浓度最低为1 mg/L。PKO培养基以木糖为碳源时W6菌株生长较旺盛，推荐木糖为W6菌株最佳碳源。

图4 不同培养时间对W6菌株溶磷量的影响Fig.4 Effect of different incubation time on the phosphate-solublizing efficiency of strain W6

图5 不同碳源对W6菌株溶磷量的影响Fig.5 Effect of different carbon sources on the phosphatesolublizing efficiency of strain W6

2.3.3 不同氮源对菌株溶磷量的影响 PKO培养基在不同的氮源条件下，W6溶磷菌的溶磷量也有显著性差异（图6）。当以硝酸钾、蛋白胨为氮源时，磷浓度达到360 mg/L、352 mg/L，两者间差异不显著，但均显著高于其他氮源间产物中磷含量；当以谷氨酸为氮源时磷浓度最低80 mg/L。本实验所做的7种不同氮源中，W6菌株所表现出来的溶磷量从小到大依次为 ：谷氨酸 ＜ 硝酸铵 ＜ 硫酸铵 ＜ 酵母粉 ＜ 蛋白胨 ＜ 硝酸钾。由此推荐硝酸钾为W6的最佳氮源。

图6 不同氮源对W6菌株溶磷量的影响Fig.6 Effect of different nitrogen sources on the phosphate-solublizing efficiency of strain W6

2.3.4 不同pH对菌株溶磷量的影响 PKO培养基在不同的pH条件下，W6溶磷菌的溶磷量有显著性差异（图7）。当培养基pH在4.0-6.0之间时随着酸度的减小磷浓度逐渐增大，当pH在6.0时磷浓度达到最大值为252 mg/L，当pH值大于6.0时随着pH值的增加磷浓度逐渐减小，当pH达到10时磷浓度下降到几乎为0。因此，推荐6.0为W6溶磷菌的最佳pH值。

图7 不同pH对W6菌株溶磷量的影响Fig.7 Effect of different pH on the phosphate-solublizing efficiency of strain W6

2.3.5 不同装液量对菌株溶磷量的影响 不同装液量条件下，W6溶磷菌的溶磷量有显著性差异（图8）。装液量在25 mL-75 mL条件下随着装液量的增加磷浓度逐渐增加，当装液量为75 mL时磷浓度达到最大为268 mg/L，当装液量超过75 mL时随着装液量的增加磷浓度逐渐降低。由此说明：随着装液量的增加W6溶磷菌的通气量逐渐减小，当装液量为75 mL/250 mL时所对应的通气量为W6溶磷菌的最佳通气量。

2.4 接种菌株W6对小麦的盆栽促生实验

2.4.1 土壤不同形态磷素分布变化 将两种不同处理对比分析发现（表2），接种菌株W6的土壤中的H2O-P、NaHCO3-Po、NaHCO3-Pi含量分别增加了127.3%、80.0%、54.5%，其中H2O-Pi、NaHCO3-Po呈现极显著性差异。而W6处理下的土壤HCl-P、浓HCl-Po、浓HCl-Pi、浓H2SO4-P含量则分别降低了10.9%、23.0%、42.1%和33.3%，其中浓HCl-Pi和HCl-Po含量均呈现显著性差异。NaOH-Po和NaOHPi含量分别增加了11.8%和20.0%，差异不显著。接种菌株W6能够增加土壤有效形态磷素的含量并降低难溶性磷含量，从而促进了难溶性磷向有效态磷素的转化，提高对植物有效态磷素含量，促进植物的吸收。

图8 不同装液量对W6菌株溶磷量的影响Fig. 8 Effect of different liquid volume on the phospho-rus efficiency of strain W6

表2 接种菌株W6对土壤磷素形态的影响Table 2 Effects of innoculated strain W6 on the forms of phosphorus

2.4.2 接种菌株W6对小麦根系的影响 与CK处理相比较（表3），接种 W6菌株的根长、根表面积、根体积、根尖数、根直径分别显著增加了66.8%、57.0%、50.0%、13.6%和9.1%，说明施加菌株W6对小麦根系的生长具有明显的促进作用。

2.4.3 接种菌株W6对小麦植株的影响 与CK处理相比较，接种菌株W6后，小麦的干重，株高、全氮、全磷及全钾含量分别显著增加了70.5%、32.1%、24.7%、94.2%和34.4%，其中干重、全磷和全钾分别达到了极显著水平（表4），表明接种菌株W6能够增加小麦干物质积累量及养分含量，提高小麦对养分的吸收以及利用效率，从而促进小麦植株生长。

表3 接种菌株W6对小麦根系的影响Table 3 Effects of strain W6 on the root system of wheat

表4 接种菌株W6对小麦植株的影响Table 4 Effects of strain W6 on wheat

3 讨论

土壤中能够分解和转化难溶性磷化合物的溶磷菌的种类和数量很多也很复杂，并且受到根际微域环境的影响而呈现明显的根际效应［4，19］。一般认为，溶磷真菌在数量上明显少于溶磷细菌，真菌溶磷能力通常比细菌强［20-21］。Oliveira 等［22］从玉米根际土壤中分离出了45 株高效溶磷菌，通过研究其溶磷效率发现，细菌（主要为芽孢杆菌属和伯克氏菌属）对磷酸钙的溶解能力较真菌强，而真菌则对磷酸铝、植酸和卵磷脂具有较强的溶解能力。Yadav等［23］从印度干旱和半干旱地区土壤中分离出七株真 菌（Aspergillus、Emmericella 和 Penicillium 属 ），其24 h培养时间内水解甘油磷酸钠和植酸钙镁的能力分别达 到 2.12 μg/min·g-4.85 μg/min·g和 0.92 μg/min·g-2.10 μg/min·g。Pérez 等［24］分 离 得 到了几株具有不同磷酸钙溶解活性的异养菌，其中最高效的菌株在液体培养下对磷酸钙溶解能力达到近0.05 mg/min·mL。Acevedo在哥伦比亚油棕榈树分离的真菌PSF-25通过3 d培养对磷酸三钙溶解率达到82%，细菌PSB-08培养1 d后对磷酸三钙溶解率达到54%［25］。伯克氏菌属菌株B5在液体培养基中培养10 d 后，溶解了58.5%的磷酸三钙［22］。且由于土壤环境的差异，不同种植作物下的溶磷菌类型亦存在差异［26］。

芽孢杆菌作为土壤微生态的优势群种之一，具有抗逆性强且耐存储等特点，有益于其在土壤环境中的生存与定殖［27-28］，土壤中具有溶磷功能的芽孢杆菌被广泛研究。Tao 等［29］从土壤中分离出10 株具有溶磷活性的蜡状芽孢杆菌和巨大芽孢杆菌，发现其在培养条件下对有机磷矿化活性达13.8 μg/mL-62.8 μg/mL。钱婷等［30］分离出的巨大芽抱杆菌ZS-3无机磷分解能力较强，其溶磷能力达188 μg/mL。

华北黄泛平原的主要土壤类型是潮土，土壤母质为近代河流冲积物［31］，其砂质潮土结构疏松，保肥保水性能差［32］，是河南省主要中低产土壤之一。磷肥施入到土壤后，磷素易被固定，利用率低［1，33］。潮土母质起源于西北黄土高原，多系富含碳酸钙的黄土性沉积物，导致土壤有效磷亏缺，土壤缺磷已成为作物产量的限制因素。本实验从砂质潮土小麦玉米轮作区土壤中分离得到的芽孢杆菌（Bacillus flexus）W6显示了高效的溶磷效果，培养4 d后溶溶磷酸三钙达到8.9%，在石灰含量较高的潮土中有助于土壤固定态磷的解吸，为作物提供有效磷。实验培养条件下，W6最大溶磷量达到447 mg/L，与同样以磷酸三钙为磷源培养下枯草芽孢杆菌溶磷量（449.1 mg/L）相似［34］。万璐等［35］在以磷酸钙为唯一磷源的液体培养基接种溶磷细菌ZB0211，培养3 d后菌株对磷的转化率最高可达8.0%，其溶磷效率与本研究相似。

土壤接种高效溶磷微生物可以显著促进植物生长或提高作物产量与养分吸收。施用溶磷菌剂可以提高土壤氮磷含量，充足的氮磷营养使小麦根系碳同化作用更旺盛，碳水化合物积累更多，提高小麦的抗逆性，改善产品质量的同时增加产量［36］。万兵兵等［37］的研究表明，在盆栽条件下种植玉米并接种短小芽胞杆菌（Bacillus pumilus），与对照相比，玉米植株干重增加120.08%，植株磷含量增加66.33%。花生盆栽实验中贪噬菌属（Variovorax sp.）的接种使花生根系伸长变粗，土壤中有效磷含量提升了18.14%，花生全磷含量提高了171.43%，地上部鲜重增加了44.78%［38］，弯曲芽胞杆菌（Bacillus flexus）的接种同样能显著提高土壤中速效磷的含量，提高花生的生物量［39］。小麦接种草酸青霉菌属（Penicillium oxalicum）C2，幼苗在生长28 d后，相比未接菌的植株，小麦根长增加了31.25%，根重增加了28.33%，生物量增加了16.67%，小麦根中磷浓度增加了46%，茎中磷浓度增加了28.02%，土壤中的可溶磷含量占土壤全磷比例增加了1.77%［40］。姜瑛等［38］报道，接种固氮解磷菌JX14的花生，根系总长提高了1.61倍，鲜重、株高分别增加44.78%、14.10%。本研究表明，接种 W6菌株的小麦生长30 d后，根长、根尖数、根直径分别增加了66.8%、13.6%、9.1%，小麦的干重，株高、全磷含量分别显著增加了70.5%、32.1%和94.2%，促生效果显著，可能是因为砂质潮土养分含量低，CK处理生长缓慢，W6菌的加入使得土壤氮磷含量增加导致小麦幼苗增长迅速。

本研究运用Hedley法对接W6菌以及不接菌的土壤进行磷素分级后发现，在接种菌株后的土壤HCl-P和浓H2SO4-P的含量降低而H2O-P、NaHCO3-P、NaOH-P等形态的磷素含量升高，表明菌株W6能够将砂质潮土中的难溶性磷素转化为有效性较高的磷素。微生物降解难溶性无机磷主要是由于：（1）土壤微生物在其代谢过程中可分泌多种有机酸，如草酸、琥珀酸、延胡索酸、羟基乙酸、乳酸和柠檬酸等，一方面降低了培养介质的pH ；另一方面，有机酸与Ca2+、Fe3+、Fe2+和Al3+等离子螯合而使难溶性磷酸盐溶解。（2）微生物在其代谢过程中产生CO2或分泌质子，使培养介质的酸度提高，从而促进磷矿物溶解［10］。研究者认为，微生物产生了低分子量有机酸，如草酸、柠檬酸等，较为明显的特征是培养基pH明显下降，这些有机酸能增强可变电荷矿物的溶解，从而释放吸附的磷。溶磷微生物溶解难溶性磷酸盐是一个长期的动态变化过程，微生物不断地生长、繁殖，并分泌有机酸和磷酸酶，使难溶磷不断地释放出来。当微生物死亡后，微生物机体中的有机磷又重新以有效磷形式被释放出来，不断提供可被吸收利用的磷［10］。

4 结论

本实验从砂质潮土小麦根际土壤中筛选到一株优质高效溶磷菌株W6，培养4 d后该菌株的溶磷量为 447 mg/L（磷源 5 000 mg/L Ca3（PO4）2）。通过传统的细菌形态和生理生化特征以及16S rDNA基因序列分析，鉴定W6为弯曲芽孢杆菌（Bacillus flexus）。该弯曲芽孢杆菌（Bacillus flexus）菌体的最佳培养时间20 h，最佳pH为6.0，最佳装液量为75 mL/250 mL，最佳碳源为木糖，最佳氮源为硝酸钾。该菌株能够增加土壤中水溶态磷、碳酸氢钠态磷等有效态磷素的含量，降低难溶性态磷素含量，从而促进磷素形态由难溶性向有效性进行转化，提高小麦对磷素的吸收及利用效率，促进了小麦根系的生长发育，使小麦植株长势明显优于对照。