沉默PRLR表达增加胰腺导管腺癌细胞的耐药性

张一帆，黄佩琦，孙悦，潘泓，盖严支，聂惠贞

胰腺导管腺癌（pancreatic ductal adenocarinoma，PDAC）是一种常发的胰腺肿瘤，其5年生存率长期低于10%且发病率有上升趋势[1]。PDAC由肿瘤相关成纤维细胞，各种免疫细胞和致密间质组成其复杂的肿瘤微环境[2]。致密的肿瘤微环境能够促进PDAC细胞对于机体免疫系统的逃逸作用，提高肿瘤对于化法和放射疗法的抵抗能力，增强肿瘤细胞的生存能力。此外，PDAC的早期诊断率低，缺乏有效的诊断手段，手术率低且多数患者确诊时都伴有远端转移[3-4]。目前，对于PDAC发生和发展的机制尚不明确，也没有有效的靶向药物。因此，加强对PDAC的研究十分必要。

激素是指由内分泌腺或内分泌细胞分泌的，具有微量、高效和专一性特点的生物活性分子，其在靶器官组织中作为信使传递信息，发挥重要的调节作用。除了在生理功能中的作用外，已有多项研究表明激素[如转化生长因子β（transforming growth factor-β，TGF-β）、表皮生长因子和雄激素等]在肿瘤的发生和发展过程中起重要的作用[5-6]。研究显示，催乳素（prolactin，RPL）由垂体前叶分泌，其在体内发挥促进乳腺发育、刺激泌乳和免疫调节等生理功能[7]。催乳素受体（prolactin receptor，PRLR）是催乳素的专一性受体，同时也是细胞因子受体家族的一员。目前研究表明，活化的PRLR能够激活下游Janus激酶2（janus kinase 2，JAK2）-信号转导及转录激活因子5（signal transducer and activator of transcription 5，STAT5）、Src-磷脂酰肌醇3-激酶（phosphoinositide 3-kinase，PI3K）-蛋白激酶B（protein kinase B，PKB，又称AKT）、Ras-Raf-丝裂原活化蛋白激酶激酶（mitogen-activated protein kinase kinase，MEK）-丝裂原活化蛋白激酶（mitogen-activate protein kinase，MAPK）和NIMA相关激酶3（NIMA related kinase 3，NEK3）-鸟嘌呤核苷酸交换因子2（vav guanine nucleotide exchange factor 2，VAV2）-RAC1等通路[8-11]。目前关于PRLR的研究多存在于妇科肿瘤（如乳腺癌、卵巢癌等）和前列腺癌中。在PDAC中，有报道称单核巨噬细胞来源的PRL可以与组织中分布于巨噬细胞和胰腺癌前病变胰腺导管上皮内瘤变（pancreatic intraepithelial neoplasia，PanIN）细胞表面的PRLR结合，促进组织纤维化和PDAC的进展[12]。

吉西他滨（gemcitabine）是一种被广泛应用与局部晚期或转移性胰腺癌的单药化疗脱氧胞苷类化疗药物[13]。吉西他滨在体内代谢后会形成嘧啶的类似物，与dCTP竞争结合参与DNA复制过程，从而抑制肿瘤细胞的生长[14]。在实际应用过程中，患者在接受了一定时间的吉西他滨治疗后，会出现肿瘤耐药的现象。以往研究多集中在如何增加肿瘤微环境中的吉西他滨药物浓度以提高其作用效果，因此本研究旨在寻找吉西他滨的潜在耐药机制，寻找关键耐药分子，为进一步解决其耐药问题提供理论依据。

1 材料与方法

1.1 试剂和仪器

DEME培养液和胎牛血清（fetal bovine serum，FBS）购自美国Gibco公司。质粒抽提试剂盒购自天根生化科技（北京）有限公司，RNA提取和反转录试剂盒购自日本TaKaRa公司，RT-qPCR Mix试剂盒购自上海圣尔生物科技有限公司，细胞凋亡检测试剂盒购自翌圣生物科技（上海）股份有限公司。鼠抗人PRLR单克隆抗体购自英国Abcam公司，鼠抗人转酮醇酶（transketolase，TKT）、葡萄糖-6-磷酸脱氢酶（glucose-6-phosphatedehydrogenase，G6PD）和β-actin（内参照）单克隆抗体购自美国Proteintech公司，鼠抗人转酮醇酶（transketolase，TKT）、葡萄糖-6-磷酸脱氢酶（glucose-6-phosphatedehydrogenase，G6PD）和β-actin（内参照）单克隆抗体购自美国Proteintech公司，辣根过氧化物酶（horseradish peroxidase，HRP）标记的羊抗鼠IgG（二抗）购自美国Cell Signaling Technology公司。手术获得，并确诊为PDAC的癌及癌旁组织由上海交通大学附属仁济医院胆胰外科提供，所有患者均知情同意且获得伦理审批。

多功能酶标仪（Infinite M1000 PRO）为瑞士Tecan公司产品，实时荧光定量PCR仪（7500）为美国ABI公司产品，光学显微镜（NI-E）为日本Nikon公司产品，流式细胞仪（LSRFortessa）为美国BD公司产品，电泳仪（1658033）为Bio Rad公司产品。

1.2 细胞培养

PDAC细胞系PANC-1和SW-1990以及胰腺导管上皮细胞HPNE均购自美国模式菌种保藏中心，并由本实验室保存。所有细胞培养操作均依照美国模式菌种保藏中心标准执行，用含10%FBS以及1%青霉素链霉素双抗的DEME培养液，置于37 ℃、CO2体积分数为5%的培养箱中进行培养。细胞传代时用0.25%胰蛋白酶消化后进行传代。

1.3 PRLR的筛选

利用基因综合表达（Gene Expression Omnibus，GEO）数据库中的GSE102238、GSE15471和GSE71729这3个数据库筛选PDAC中表达差异的基因。将GEO测序数据分为PDAC组织和癌旁正常组织组，利用R语言和GraphPad进行表达差异的分析，之后对分析结果进行汇总、分析和筛选。

1.4 患者的生存分析

下载癌症基因组图谱（The Cancer Genome Atlas，TCGA）数据库中PDAC患者数据，去除数据集中的癌旁组织测序数据。之后根据PRLR表达量的中位数进行分组，将所有数据分为PRLR高表达组和PRLR低表达组。将TCGA数据库中PDAC患者测序数据与患者临床数据进行整合，利用Graphpad 对患者进行生存分析，绘制生存曲线并进行log-rank Mantel-COX检验。

1.5 实时荧光定量PCR检测

收集PDAC细胞系PANC-1和SW-1990以及胰腺导管上皮细胞HPNE，采用RNAiso Plus试剂盒提取细胞总RNA，并测量样品RNA浓度。每组各取400 ng总RNA，利用反转录试剂盒将RNA反转录为cDNA；随后以cDNA为模板采用RT-qPCR Mix进行实时荧光定量PCR扩增；以18 S为内参照，以2－ΔΔCt值表示目的基因的表达水平。PCR扩增条件为94 ℃预变性5 min；94 ℃变性30 s，58 ℃退火30 s，72 ℃延伸1 min，共40个循环。PRLR基因上游引物序列 为5’-CAGACCCTCCTTTGGAGCTG-3’，下游引物序列为5’-TCAGCTGCTTTCTCGG GTTT-3’；TKT基因上游引物序列为5’-TCCA CACCATGCGCTACAAG-3’，下游引物序列为5’-CAAGTCGGAGCTGATCTTCCT-3’；G6PD基因上游引物序列为5’-CGAGGCCGTC ACCAAGAAC-3’，下游引物序列为5’-GTAGT GGTCGATGCGGTAGA-3’；18S上游引物序列 为5’-TGCGAGTACTCAACACCAACA-3’，下游引物序列为5’-GCATATCTTCGGCCC AC A-3’。

1.6 蛋白质印迹法检测

收集PDAC细胞系PANC-1和SW-1990以及胰腺导管上皮细胞HPNE（各5×106个），采用RIPA裂解液（北京索莱宝科技有限公司产品）裂解细胞后提取总蛋白，并利用BCA试剂盒（美国Thermo公司产品）检测各样品的蛋白浓度。各组细胞取适量的蛋白处理后，采用10%SDS-PAGE分离蛋白（80 V恒压电泳浓缩蛋白样品，120 V恒压电泳分离蛋白）。电泳终止后，将分离后的蛋白转移至硝酸纤维膜上（恒定电压110 V电转60 min）。电转结束后将硝酸纤维膜放入含5%牛血清白蛋白（bovine serum albumin，BSA）的封闭液中封闭1 h；随后将硝酸纤维膜浸泡在一抗工作液中（抗体稀释比例参阅抗体使用说明书），4 ℃摇床孵育过夜。孵育结束后，用1×TBST清洗膜；之后加入HRP标记的羊抗鼠IgG（体积稀释比例为1∶1 000），室温孵育1 h后，用电化学发光液显色，拍照并保存结果。

1.7 免疫组织化学检测

将PDAC组织石蜡切片进行免疫组织化学染色。首先，将石蜡切片置入金属架内，放入二甲苯和乙醇溶液中进行脱蜡和水化。将水化完成的切片完全没入柠檬酸钠溶液内，沸水浴20 min。水浴结束后将清洗好的切片尽量甩干，滴入0.3%的过氧化氢-甲醇溶液覆盖组织，放入湿盒内，37 ℃孵育30 min。孵育完成后利用10% BSA溶液覆盖组织，放入湿盒内，室温孵育60 min。依照抗体说明书利用1% BSA溶液配制PRLR（体积稀释比例为1∶200）抗体工作液，甩掉组织表面封闭液，滴入抗体覆盖组织，放入湿盒内。4 ℃过夜孵育。次日，依照抗体说明书利用10% BSA溶液配制HRP标记的羊抗鼠IgG（体积稀释比例为1∶200）工作液。小心甩干组织周围水分，用二抗工作液覆盖组织。将切片放入湿盒。室温孵育1 h。二抗孵育完成后，依照试剂盒说明书配制DAB显色液。小心甩干组织周围水分，用DAB显色液覆盖组织，待肉眼观察到明显黄色后，将切片放入流水中冲洗10 min以终止反应。将切片放入苏木素复染液内30 s，随后流水终止反应。最后，将切片按照脱蜡/水化相反过程过缸并利用二甲苯溶液溶解中性树脂（1∶1）。将混合液滴在组织上，覆上盖玻片，轻压玻片除去气泡。之后放入通风橱干燥。在光学显微镜下（放大倍数为200倍）下观察切片的染色情况，免疫组织化学染色结果的评判参阅参考文献[15]提供的标准。

1.8 基因集富集分析（Gene Set Enrichment analysis，GSEA）与共表达分析

下载TCGA数据库中胰腺癌患者的数据，去除数据集中的癌旁组织测序数据。之后根据PRLR表达量的中位数进行分组，将所有患者分为PRLR高表达组和PRLR低表达组。利用GSEA软件中Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes（KEGG）数据库进行基因富集分析。之后根据normalized enrichment score（NES）和False discovery rate（FDR）的q值对数据进行选择和筛选。

采用linkedomics（http://www.linkedomics.org）进行基因共表达分析[16]。在linkedomics中选择PDAC患者的测序数据，并根据PRLR表达量进行计算，最后对结果进行分析。

1.9 采用shRNA干扰技术沉默PANC-1和SW-1990细胞中PRLR的表达

采用shRNA干扰技术沉默PANC-1和SW-1990细胞中PRLR的表达水平。PRLR-shRNA（shPRLR）的序列为5’-AGCAGCTGATTCCAGAACA-3’，阴性对照（negative control，NC）-shRNA（shNC）的序列为5’-TTCTCCGAACGTGTCACGT-3’（所有shRNA由上海吉玛制药技术有限公司构建）。利用REV、GAG和VSV进行慢病毒包装后，对胰腺癌细胞进行慢病毒感染以构建稳转细胞系。

1.10 CCK-8法检测沉默PRLR表达对PANC-1和SW-1900细胞耐药性的影响

将PANC-1和SW-1900细胞（shNC组和shPRLR组）接种于96孔板内，培养过夜；待细胞贴壁后除去原有培养液，用PBS进行清洗细胞。之后，依次加入含有0、1 000 000、100 000、10 000、1 000、100、10和1 nmol/L吉西他滨的培养液。37 ℃培养72 h后，加入CCK-8试剂，具体流程依据使用说明书。反应结束后在免疫酶标仪波长450 nm处检测各孔的D值，并利用GraphPad计算吉西他滨对各组细胞的半数抑制浓度（half maximal inhibitory concentration，IC50）值。

1.11 细胞凋亡检测。

将PANC-1和SW-1900细胞（对照组和shPRLR组）接种于6孔板内，待细胞密度合适时，换为无血清培养叶饥饿肿瘤细胞24 h。将各组细胞消化重悬后，用碘化丙啶（propidium iodide，PI）和Annexin Ⅴ染色细胞（具体流程依据凋亡检测试剂盒操作说明书），同时准备裸细胞，最后上流式细胞仪检测各组细胞的凋亡率。

1.12 统计学方法

采用GraphPad Prism软件和R语言对研究数据进行统计学分析。所有实验均独立重复3次，计量资料以表示。生存分析利用Kaplan-Meier法，并采用log-rank Mantel-COXtest进行检验。多组间比较采用单因素方差分析，组内两两比较采用LSD-t检验。以P＜0.05为差异有统计学意义。

2 结果

2.1 PRLR在PDAC组织及细胞中的表达情况

首先利用GEO数据库中胰腺癌患者的测序数 据（GSE102238、GSE15417和GSE71729）进行表达差异基因的筛选。GSE102238和GSE15417数据库统计结果显示，PRLR在PDAC组织中的表达水平均明显低于正常癌旁组织（P均＜0.01）；GSE71729数据库统计结果显示，PRLR在胰腺癌肝转移组织中的表达水平明显低于正常肝组织（P＜0.01）（图1A）。这一结果提示，PRLR在胰腺癌的发生和发展过程中可能起到抑制肿瘤生长的作用。

为了进一步明确PRLR对PDAC的影响，通过下载TCGA数据库中胰腺癌患者的数据，对患者进行了生存分析。结果（图1B）显示，PRLR高表达组患者（88例）的总生存（overall survival，OS）和无病生存（disease-free survival，DFS）时间均长于PRLR低表达组（86例）患者（P均＜0.01）。这个结果进一步阐明了，PRLR对于PDAC发展可能发挥负调节作用。

为了进一步研究PRLR在PDAC中的变化趋势，本研究对来源于自发PDAC小鼠模型的肿瘤测序数据进行了分析（GSE33322）。结果（图1C）表明，PRLR在从正常组织发展为PanIN组织过程中，表达量的变化差异无统计学意义；但在从PanIN发展为PDAC的过程中其表达量明显降低。这种趋势提示，PRLR的作用更可能发生在PDAC的发展阶段而不是发生阶段。

为了进一步验证PRLR在肿瘤中的表达情况，分别采用实时荧光定量PCR法和蛋白质印迹法检测PRLR mRNA和蛋白在胰腺癌PANC-1和SW-1990细胞以及正常胰腺导管上皮HPNE细胞中的表达水平。结果显示，胰腺癌PANC-1和SW-1990细胞中PRLR mRNA（图2A）和蛋白（图2B）的表达水平均较HPNE细胞明显下调（P均＜0.01）。免疫组织化学法检测结果（图2C）显示，相对于癌旁正常胰腺组织，PDAC组织中PRLR（棕黄色部分）的表达量更低。

以上这些结果表明，PRLR在PDAC组织中的表达降低，且PRLR低表达与患者的不良生存关系密切。因此，PRLR可能在PDAC中发挥抑制肿瘤生长的作用。

Fig.1 Gene Expression Omnibus (GEO) database and The Cancer Genome Atlas (TCGA) databases analysis showed that prolactin receptor (PRLR) were low expressed in pancreatic ductal adenocarcinoma(PDAC) and correlated with poor prognosis.A:Statistics of PRLR expression in GSE102238 (50 cases),GSE15471 (39 cases) and GSE71729 (25 case) databases.GSE102238 and GSE15417 revealed the changes expression level of PRLR mRNA between PDAC tissues and normal tissues;GSE71729 showed the change expression of PRLR mRNA between pancreatic cancer liver metastasis tissues (Met-liver) and normal tissues (Nor-liver).B:The survival analysis of PRLR expression with TCGA database.The group divided by median of PRLR expression.C:Statistics of PRLR expression in GSE33322 database.PanIN:Pancreatic intraepithelial neoplasia;*P＜0.05;**P＜0.01.图1 采用GEO和TCGA数据库分析显示PRLR在PDAC组织中低表达且与患者的不良预后相关

Fig.2 The expression level of prolactin receptor (PRLR) mRNA and protein in pancreatic ductal adenocarcinoma (PDAC) cells (PANC-1 and SW-1900) or PDAC tissue were detected by real-time fluorescent quantitative PCR (A),Western blotting (B) and immunohistochemistry (C,DAB staining,bar=100 μm).Normal pancreatic ductal HPNE cells as the control.*P＜0.05;**P＜0.01 (n=3).图2 分别采用实时荧光定量PCR法（A）、蛋白质印迹法（B）和免疫组织化学法（C）检测PRLR mRNA和蛋白在PDAC细胞以及肿瘤组织中的表达水平

2.2 PRLR低表达与胰腺癌细胞耐药性相关

为了进一步探讨PRLR与PDAC发展之间的关系，本研究中通过收集获得的TCGA数据库中PDAC患者的数据进行了GSEA分析。将PRLR依据其表达中位数分为低表达组与高表达组并利用KEGG数据库进行基因富集分析。结果（图3A）显示，PRLR低表达与PDAC细胞中JAKSTAT通路、TGF-β通路和Wnt通路的激活相关。有研究表明，Wnt通路可以通过诱导胰腺癌肿瘤细胞上皮-间质转化（epithelial-mesenchymal transition，EMT），提高活化T细胞核因子2（nuclear factor of activated T cells 2，MFATc2）、微RNA（microRNA，miR）-29a和miR-33a等方式提高胰腺癌对于吉西他滨的耐药性[17]。TGF-β通路也被报道称可以通过促进CYR61的表达来提高PDAC细胞对化疗的耐药性[18]。最后JAK-STAT通路的抑制剂目前也正在被开发作为吉西他滨或者紫杉醇辅助药物以降低胰腺癌的耐药性[19]。

利用linkedomics数据库对PRLR进行共表达分析，以找出与PRLR表达相关的基因。结果（图3B）表明，当PRLR表达量下调时，与肿瘤细胞耐药相关的基因谷胱甘肽-S-转移酶P1（glutathione-S-transferase P1，GSPT1）的表达量显著上升[20]，而与降低肿瘤耐药性相关的黏附G蛋白偶联受体V1（adhesion G-protein coupled receptor V1，GPR98）基因的表达量明显下调[21]。

以上所有结果均提示，PRLR表达量的下降可能会导致PDAC细胞耐药性的升高。

2.3 PRLR表达量的下调可提高PDAC细胞的IC50值并抑制其凋亡率

为了验证PRLR的表达是否与PDAC细胞的耐药性有关。本研究中首先采用shRNA技术沉默SW-1990和PANC-1细胞中PRLR的表达水平。实时荧光定量PCR和蛋白质印迹法检测结果（图4A和图4B）显示，SW-1990和PANC-1细胞中PRLR mRNA（图4A）和蛋白（图4B）的表达水平均明显下调（P均＜0.01）。

Fig.3 Low expression of prolactin receptor (PRLR) related with chemotherapy resistance in pancreatic ductal adenocarcinoma (PDAC).A:Gene set enrichment analysis (GSEA) using Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes (KEGG) gene sets was performed to compare the low level expression and high level expression of PRLR in The Cancer Genome Atlas (TCGA) database.NES:Normalized enrichment score;FDR:False discovery rate.B:The co-expression analysis of PRLR with PDAC RNA-sequence data in linkedomics dataset.Result was analyzed by Z-score.图3 PRLR低表达与PDAC细胞耐药性相关

吉西他滨是目前胰腺癌治疗的一线化疗药物。采用不同浓度的吉西他滨处理SW-1990和PANC-1细胞后，检测细胞活性并计算IC50值。CCK-8法检测结果（图4C）表明，SW-1990细胞中，对照组的IC50值为（145.4±12.7）nmol/L，而敲低PRLR表达后（shPRLR组），IC50值上升为（368.5±33.3）nmol/L；PANC-1细胞中，对照组的IC50值为（70.0±16.9）nmol/L，而敲低PRLR表达后，IC50值上升为（230.6±26.4）nmol/L；与对照组相比差异均有统计学意义（P均＜0.01）。这一结果提示，PRLR表达下调能够提高PDAC细胞对吉西他滨的耐药性。

FCM检测结果（图4D）显示，对照组中PANC-1细胞的凋亡率为（16.28±1.38）%，SW-1990细胞为（19.66±0.94）%；而敲低PRLR表达后，PANC-1细胞的凋亡率为（9.54±1.54）%，SW-1990细胞为（14.92±2.05）%。这一结果提示，沉默PRLR表达可以显著降低PDAC细胞的凋亡水平。

Fig.4 Effect of down-regulation of prolactin receptor (PRLR) expression on half maximal inhibitory concentration (IC50) value and apoptosis rate of pancreatic ductal adenocarcinoma (PDAC) cells (PANC-1 and SW-1900).The expression level of PRLR mRNA (A) and protein (B) in PANC-1 and SW-1990 cells infected with lentivirus carrying shPRLR (targating PRLR geng) were detected by real-time fluorescent quantitative PCR and Western blotting.The cell survival of PANC-1 and SW-1990 cells treatment with different concentrations gemcitabine were detected by CCK-8 method (C) and the apoptosis rate was detected by FCM (D).*P＜0.05,**P＜0.01 (n=3).图4 下调PRLR表达对PANC-1和SW-1990细胞IC50值和凋亡率的影响

上述结果提示，低表达PRLR可以通过提高PDAC的耐药性和降低胰腺癌细胞的凋亡水平促进PDAC的发展。

2.4 下调PRLR表达提高PDAC细胞中G6PD和TKT的表达量

为了探究PRLR对提高PDAC细胞系耐药性的机制，进一步利用胰腺癌TCGA数据库的数据进行了分析。对结果进行筛选分析后发现，PRLR mRNA水平与G6PD和TKT的表达量呈负相关（图5A）。G6PD和TKT是磷酸戊糖途径上的2个重要的酶，戊糖磷酸通路可以生成嘧啶类核苷酸从而拮抗吉西他滨，提高肿瘤细胞的耐药性[22]。因此，PRLR可能是通过调控G6PD和TKT来提高细胞对于吉西他滨的耐药性的。

实时荧光定量PCR和蛋白质印迹法检测结果（图4B和4C）均显示，沉默PRLR表达后，G6PD和TKT的表达量均明显上调（P均＜0.01）。由此提示，PRLR是通过提高G6PD和TKT的表达水平来提高细胞耐药性的。

Fig.5 Correlation analysis of prolactin receptor (PRLR) with transketolase (TKT) and glucose-6-phosphatedehydrogenase (G6PD) mRNA expression level using The Cancer Genome Atlas (TCGA)database (A) and the effect of knockdown of PRLR expression on G6PD and TKT mRNA and protein expression levels in pancreatic ductal adenocarcinoma (PDAC) cells (PANC-1and SW-1990) were detected by real-time fluorescent quantitative PCR and Western blotting (B).**P＜0.01 (n=3).图5 采用TCGA数据分析PRLR与TKT和G6PD mRNA表达的相关相关性（A）以及敲低PRLR表达对PDAC细胞中G6PD和TKT mRNA和蛋白表达水平的影响（B）

3 讨论

胰腺癌是一种恶程度非常高的肿瘤，其5年生存率长期不到10%。导致这种现象主要原因为胰腺癌早期诊断困难，诊断率低，确诊时患者往往已处于肿瘤中晚期且伴有远端转移[3]。而对于中晚期患者来说，胰腺癌又对化学治疗和放射治疗有着很好的抵抗性，且缺乏高效的靶向药物，治疗效果一直不理想[2]。在胰腺癌中，PDAC所的比例高达90%[23]。因此，研究PDAC发生、发展和耐药机制是十分有必要的。

PRL在体内调控多种生理功能，如调节胰岛β细胞功能和白棕脂肪的转化等调节代谢，调节压力与肾上腺功能，调节进食与泌乳等[24]。PRLR是PRL的专一性受体，不仅能在生理状态下作为PRL的专一性受体发挥功能，同时也影响着肿瘤的发生和发展。在肺癌和前列腺癌中，PRLR都被作为了潜在治疗靶点，一些针对PRLR的治疗手段正在开发中[25]。本研究中发现，PRLR在胰腺癌中表达量下降，这种下降会导致磷酸戊糖途径中耐药相关基因的上调，从而增加胰腺癌细胞对于吉西他滨的耐药性。同时，PRLR表达量的下降也会降低胰腺癌细胞的凋亡水平。

磷酸戊糖途径中磷酸戊糖途径是细胞内合成核苷酸的重要方式，其产物5-磷酸核是核苷酸从头合成途径的唯一来源，在细胞DNA合成中发挥重要作用。本研究提示，PRLR能够负调控磷酸戊糖途径中G6PD和TKT的表达水平。胰腺癌细胞通过降低PRLR的表达量，从而提高磷酸戊糖途径的活性，增加细胞嘧啶核苷酸的产量，对吉西他滨这类嘧啶核苷酸类似物药物产生拮抗作用，提高细胞的抗药性。

综上所述，PRLR可通过调控G6PD和TKT的表达水平调节细胞磷酸戊糖途径从而提高胰腺癌细胞对吉西他滨的耐药性，因此PRLR有望成为胰腺癌分子靶向治疗及预后评估的一个潜在的生物学标志物。