介导糖尿病肾病线粒体损伤的相关信号通路*

夏华钦， 王 亮， 吴 芃， 李海涛， 张 奥， 周 虹

（北京大学医学部基础医学院药理学系，天然药物及仿生药物国家重点实验室，北京100191）

糖尿病（diabetes mellitus，DM）是一组由于胰岛素的作用和（或）分泌缺欠而引起的以慢性高血糖和葡萄糖不耐受为主要特征的代谢性综合征。根据世界糖尿病联盟统计，2017年糖尿病的世界发病率（20～79岁）为8.8%，预计到2045年会达到9.9%。2017年，中国大陆糖尿病患病率为10.9%，约有1.144亿糖尿病患者（20～79岁），位居世界第一，占世界糖尿病患者总数的1/4以上。中国之所以成为糖尿病大国，主要“归功”于2型糖尿病发病率的爆发式增长。持续性的血糖偏高可导致体内糖、脂肪和蛋白质的代谢紊乱，进而对细胞内能量供应产生影响，导致皮肤、血管、眼、肾等器官及泌尿、心血管等系统功能障碍，发生糖尿病并发症。糖尿病最常见的并发症有糖尿病肾病（diabetic kidney disease，DKD）、糖尿病足、糖尿病性视网膜病变及糖尿病心血管并发症等。其中，DKD是最常见和最严重的并发症之一。

DKD最主要的临床表现是不同程度的蛋白尿及肾功能的进行性减退。DKD早期的病理改变主要为肾小球肥大、基底膜增厚及系膜细胞外基质的积聚；DKD进展到后期则表现为肾小球及肾小管间质的纤维化［1］。糖尿病导致肾脏损害的发病机制较为复杂，代谢改变与血流动力学异常之间复杂的相互作用是主要因素［2］。代谢方面，糖尿病导致的高血糖引起肾脏组织的氧化应激反应，同时使晚期糖基化终末产物（advanced glycation end products，AGEs）在肾脏内积聚，引起肾脏组织的炎症反应，导致组织损伤，主要参与通路有蛋白激酶C（protein kinase C，PKC）、多元醇通路、血管活性物质及细胞因子。血流动力学方面，高血糖及机械应力导致肾脏中肾素-血管紧张素-醛固酮系统（renin-angiotensin-aldosterone system，RAAS）兴奋，肾组织中血管紧张素II含量升高，刺激醛固酮生成，由此导致体循环高血压［3］。此外，体循环高血压会导致肾脏入球小动脉压力的升高，长期的压力改变导致肾小球微血管受损，血管通透性增加。因此，代谢改变与血流动力学改变互相影响，最终导致肾脏组织受损，加速DKD进展。

目前在DKD的研究中，线粒体在其中发挥的作用逐渐受到研究者的重视。线粒体是细胞中的能量代谢中心，同时也是众多致病因素作用的敏感靶标。线粒体损伤主要包括线粒体的DNA突变、结构破坏、线粒体动态平衡失调、ATP合成受限、钙稳态失衡、氧化应激损伤及代谢功能障碍等［4］。由于线粒体在DKD的发生发展中发挥着重要作用［5］，探究其中重要的信号通路十分重要，可以为寻找新的药物干预靶点提供线索。因此，本综述将聚焦DKD中介导线粒体损伤相关的信号通路进行简要概述。

1 线粒体损伤与DKD

1.1 线粒体介导的氧化应激与DKD 线粒体最重要的功能之一是参与能量代谢，提供维持细胞生存和功能的重要能源分子ATP。ATP在线粒体中通过氧化磷酸化作用生成，线粒体电子传递还原氧的过程与ATP酶催化ATP产生的过程相偶联，共同完成线粒体合成ATP这一重要能量代谢过程。而在电子传递的过程中，呼吸链漏出的电子与分子氧进行单电子还原反应生成超氧阴离子。超氧阴离子是体内活性氧的一种存在形式，与继发生成的过氧化氢和羟自由基等一起组成活性氧簇（reactive oxygen species，ROS）。实验证明低浓度的ROS可以促进细胞增殖，而高浓度的ROS则会引起细胞损伤及死亡。另有研究发现，ROS在启动和调节细胞凋亡中发挥重要作用，ROS的积聚可以导致线粒体膨大。正常情况下，体内氧化和抗氧化系统处于相对平衡状态即自稳态［6］。

肾脏是人体中需氧量第二高的器官，肾脏细胞中的线粒体利用氧产生大量的ATP，肾脏消耗这些ATP用于重吸收各种物质。其中大部分的氧被肾皮质中近曲小管上皮细胞和髓袢细胞所消耗，且近曲小管是线粒体含量最丰富的部位。此外，近曲小管上皮细胞还可利用ATP进行糖异生，因此肾脏细胞能量供应系统的稳定对肾脏功能的正常发挥至关重要。同时有研究结果证实，高糖可导致肾脏组织的氧化应激损伤，因此，在大鼠DKD的发生和发展中起着重要的作用［7］。如前所述，线粒体功能障碍是导致DKD发生和进展的重要分子机制之一［8］。

DKD中线粒体功能异常导致肾脏损伤的核心环节是ROS的产生，而高糖是诱导肾脏ROS产生的主要因素。高糖条件下，葡萄糖刺激肾小管上皮细胞上的钠-葡萄糖协同转运蛋白2（sodium-glucose cotransporter 2，SGLT2）表达升高，从而增加肾小管上皮细胞对葡萄糖的重吸收。进入细胞内的大量葡萄糖超出了正常代谢所需的量，于是更多的葡萄糖通过多元醇途径进行代谢，生成更多的果糖。随后，果糖的代谢会导致尿酸含量增高，这一机制尚不清楚。目前主流观点认为果糖能够促进内源性尿酸的升高，可能由于果糖的代谢需要消耗大量ATP，从而为嘌呤的合成提供了原材料。而尿酸的升高会进一步刺激NADPH氧化酶（NADPH oxidase，NOX），从而导致大量ROS的产生［9］。

ROS大量产生后，会造成一系列的反应。首先ROS可以攻击细胞内的各种蛋白质以及DNA，若攻击线粒体蛋白则会造成线粒体损伤，进而导致线粒体膜电位（mitochondrial membrane potential，MMP）发生变化。线粒体内外两层膜的通透性存在差异，且外膜的通透性大于内膜［10］。这种双层膜之间的通透性差异以及内膜电化学质子梯度的存在共同维持了MMP的正常。已有实验表明，在糖尿病小鼠肾脏中，线粒体ROS的产生能够导致MMP下降，使得ATP产生减少［11］。若这种损伤持续存在，线粒体外膜通透性发生改变，释放细胞色素C（cytochrome C，Cyt C），从而导致细胞凋亡。近年来科学家们逐渐达成共识，即线粒体通透性的转换是由线粒体膜通透性转换孔（mitochondrial permeability transition pore，MPTP）参与进行的。线粒体通透性转换由MPTP的开放起始，MPTP开放后，大量分子进入线粒体内膜，造成了线粒体去极化及氧化磷酸化解偶联的发生，进而造成线粒体功能紊乱及细胞凋亡的发生［12］；另一方面，ROS可以激活一系列下游信号分子，如丝裂原活化蛋白激酶（mitogen-activated protein kinase，MAPK）、PKC、核因子κB（nuclear factor-κB，NF-κB）等，这一系列分子可导致各种炎症因子的生成，还可引起细胞外基质中的胶原生成增多，造成肾间质纤维化。此外，ROS还可以导致ATP生成减少，细胞能量供应不足而无法发挥正常的生理作用。上皮-间充质转化（epithelial-mesenchymal transition，EMT）也是ROS造成的结果之一，最终进一步促进肾小管间质纤维化的进展［4，9，13］。

1.2 线粒体动态平衡失调与DKD 线粒体是动态的细胞器，数量和形态是可变的，细胞内的线粒体由于频繁的融合与分裂，保持在一个动态的平衡之中。同样，肾脏细胞中的线粒体也处于动态平衡的状态，依靠分裂与融合不断生成新的线粒体并清除衰老损伤的线粒体。线粒体遭遇损伤时，可通过融合对其进行修复。同时，线粒体的分裂可以将受损的蛋白质分离出线粒体，启动自噬。线粒体的合成依赖于线粒体融合蛋白1（mitofusin 1，Mfn1）、Mfn2、视神经萎缩蛋白1（optic atrophy 1，OPA1）等分子的介导。线粒体融合时，Mfn1与Mfn2在线粒体的外膜聚集，介导外膜的融合，而OPA1则聚集在线粒体的内膜处，介导线粒体内膜的融合。而线粒体的分裂则由内质网包绕线粒体而引发，随后发动蛋白相关蛋白1（dynamin-related protein 1，Drp1）、线粒体分裂因子（mitochondrial fission factor，MFF）及其他蛋白共同结合在一起，介导线粒体的分裂。这种线粒体动态平衡网络既响应了细胞能量需求，又维持了线粒体的完整性。线粒体的融合还有助于形成健康线粒体，从而对损伤线粒体进行修复。如果细胞检测到线粒体DNA（mitochondrial DNA，mtDNA）存在缺陷，则线粒体可通过融合确保自身拥有发挥正常功能的蛋白质，然后通过分裂将受损的蛋白质排出并送至自噬结构中进行再循环。同时，细胞中ATP生成缺陷也可以促进线粒体融合。因此，线粒体的动态平衡对于维持线粒体的正常生理功能具有十分重要的意义［8，14］。

1.3 线粒体生物合成 线粒体正常功能的维持有赖于线粒体生物合成与线粒体清除之间的平衡。由于细胞无法直接生成线粒体，因此线粒体生物合成是由之前已经存在的线粒体产生，这中间存在着包含线粒体分裂与融合在内的多个步骤。除此之外，线粒体的生物合成还需要经过mtDNA的复制、mtDNA所编码蛋白质的转录和翻译，以及不同线粒体区室中磷脂及核编码蛋白的准备［15］。同时，线粒体的生物合成也受许多因素的紧密调控，以满足组织的能量需求。当线粒体基因及核基因编码的蛋白质被翻译出来后，核编码的蛋白质会在与转位酶偶联的过程中被折叠，通过外膜介导转入线粒体中［16］。随后，线粒体蛋白被信号序列导向线粒体各区室［17］。当蛋白及mtDNA复制完成后，线粒体启动分裂从而产生新的线粒体。

一项针对糖尿病大鼠的研究指出，在DKD早期，线粒体生物合成十分活跃，推测这是一种代偿性机制，用于修复受损的线粒体；而随着疾病进展线粒体的生物合成逐渐减弱，该实验中糖尿病大鼠4周后即出现了生物合成进行过程中线粒体ATP生成减少的现象［18］。但在另一些动物研究中，慢性肾脏疾病（chronic kidney disease，CKD）早期线粒体生物合成就减少［19］。因此，在DKD发展过程中线粒体生物合成是否受损仍不清楚，需要进一步研究。

1.4 线粒体自噬 线粒体自噬是细胞清除损伤线粒体的一种机制，是自噬的形式之一，也是控制线粒体质量的重要途径。线粒体损伤后，损伤的线粒体与自噬相关基因上游蛋白在自噬小体形成位点处聚集，该过程是启动线粒体自噬的第一步。随后，隔离膜逐渐形成并延长，包裹受损的线粒体，形成自噬小体。自噬小体形成后与溶酶体融合，导致受损线粒体被降解，至此线粒体自噬完成［20］。

一些研究发现，DKD患者肾脏组织中有包含线粒体的自噬小体的聚集，证实DKD发生过程中有线粒体自噬的参与。同时，DKD患者中还存在线粒体自噬机制的异常，并与哺乳动物雷帕霉素靶蛋白（mammalian target of rapamycin，mTOR）信号通路有关。因此，在DKD发展过程中，线粒体自噬的损伤可能影响了能量的产生，并最终导致肾脏功能异常。

2 介导线粒体损伤相关的信号通路

2.1 NOX介导的氧化应激 NOX是氧化应激的主要诱导分子，一共有7种同工酶，其中含量最丰富的是NOX4。NOX4可介导足细胞中胰岛素的正常生理效应，也可介导高糖诱导的足细胞凋亡。在小鼠足细胞中，NOX4主要定位于线粒体，转化生长因子β（transforming growth factor-β，TGF-β）能够升高NOX4表达，并通过ROS途径诱导足细胞凋亡；在最初的实验中，研究人员观察到TGF-β1诱导的氧化应激和凋亡依赖NOX4的存在；进一步的实验证明，TGF-β1-Smad2/3信号级联反应会上调定位于线粒体上的NOX4，随后NOX4导致MMP的改变，进而造成其功能异常，ROS大量产生，启动细胞色素C的释放，最终导致足细胞的凋亡［21］。而在人类肾小管细胞中，当肾毒性物质如对甲酚硫酸盐在细胞内聚集时，NOX4及p22phox被上调，两者异二聚化增强酶的催化能力，其中NOX4可产生大量过氧化氢，同时阻止超氧化物的释放，并提供质子以使超氧化物歧化为过氧化氢，因此，在NOX4及p22phox等NOX的介导下，细胞内可产生大量ROS，导致细胞内结构被攻击［22-24］。当ROS产生过量时，线粒体蛋白遭受过多ROS的攻击，进一步导致线粒体损伤。线粒体的持续损伤会改变线粒体外膜的通透性，释放Cyt C，从而介导肾组织细胞凋亡。除此之外，ROS还会诱导细胞分泌大量炎症因子，改变细胞外基质的成分，最终使肾组织纤维化而失去功能。

2.2 叉头框蛋白O（forkhead box O，FOXO）信号通路 FOXO是形成叉头转录因子的O类亚结构，具有翼状螺旋DNA结合结构域，该结构域被称作叉头框。FOXO在动物中广泛表达，而在哺乳动物中主要有四个亚型：FOXO1、FOXO3、FOXO4和 FOXO6。FOXO受胰岛素、生长因子等分子的调节，主要经由磷脂酰肌醇3-激酶（phosphatidylinositol 3-kinase，PI3K）通路。胰岛素受体家族具有酪氨酸激酶活性，与其配体如胰岛素结合后，通过自身磷酸化而表现出酪氨酸激酶活性，随后将细胞内底物如胰岛素受体底物（insulin receptor substrate，IRS）磷酸化，进一步激活PI3K通路，激活的PI3K/Akt通路使得FOXO被磷酸化；磷酸化的FOXO通过与14-3-3蛋白结合从细胞核移出到细胞质，从而丧失作用，进一步通过泛素-蛋白酶体系统被分解［25-26］。

FOXO1是FOXO家族中的一种，主要通过胰岛素通路调节糖异生及糖原分解，还在脂肪细胞的分化过程中起十分重要的作用。由于对糖代谢过程所起的重要作用，FOXO1被认为可能在糖尿病及其并发症中扮演了一定的角色。有研究表明，磷酸化的FOXO1参与诱导高糖状况下肾脏细胞内脂质的聚集，且与DKD的发生有关［27］。另有研究表明，FOXO1过表达可降低大鼠系膜细胞内的ROS，同时可保护线粒体的功能，该作用主要通过活化过氧化物酶体增殖物激活受体γ辅激活因子1α［peroxisome proliferator-activated receptor γ（PPARγ）coactivator-1α，PGC-1α］产生。在大鼠体内，高糖诱导ROS聚集，导致系膜细胞破坏，同时FOXO1表达的下降。此时研究人员用慢病毒载体感染大鼠强制其体内的FOXO1活化，发现大鼠体内PGC-1α上升，同时肾脏中ROS聚集减少，线粒体功能稳定；而敲减PGC-1α后则没有这种效应。进一步研究可知，FOXO1与PGC-1α的启动子区域结合，从而促进PGC-1α的表达。PGC-1α是线粒体生物合成与氧化应激的保护因子，上调其表达有助于线粒体功能的保护。而在DKD中，线粒体功能受损产生大量ROS，抑制了FOXO1与PGC-1α启动子之间的结合，从而阻碍PGC-1α的转录及翻译。由此可知，FOXO1可诱导PGC-1α的产生从而保护肾脏细胞线粒体，当FOXO1被高糖条件抑制时，PGC-1α产生减少。当PGC-1α缺乏时，线粒体受损后无法通过生物合成进行修复，从而阻碍细胞的自我修复，最终只能走向凋亡。此外，还有研究发现，过表达FOXO1可抑制肾小球的凋亡。在雄性昆明小鼠体内，高糖处理会降低parkin、Mfn1、Mfn2等PINK1下游蛋白的mRNA水平，而FOXO1过表达则恢复了这些蛋白的表达。由此可知，FOXO1也通过影响PINK1/parkin通路对线粒体进行保护［28-31］。

除FOXO1外，其它FOXO家族成员也与线粒体功能障碍有着密切的联系，例如FOXO3能通过上调Bim表达诱导淋巴细胞凋亡，直接增加锰超氧化物歧化酶（manganese superoxide dismutase，Mn-SOD）的转录，以c-Myc依赖性方式抑制与线粒体有关的核基因的转录等。但这些作用是否与DKD中的线粒体障碍相关，还不得而知［31］。因此，FOXO可作为潜在的新药研制的靶点。外源性直接补充FOXO的含量，或激活内源性FOXO的产生，均可能对DKD病人有益，延缓肾功能的下降或丢失。

2.3 PGC-1α信号通路 线粒体通过氧化磷酸化合成ATP为细胞供能，PGC-1α是促进线粒体生物合成、增强呼吸能力和氧化磷酸化的转录共激活因子。PGC-1α作为核激素受体PPARγ的转录共激活因子，在线粒体的生物合成等分子通路中起着十分重要的作用，同时在糖代谢和脂代谢中也存在调控作用，因此PGC-1α成为糖尿病等代谢性疾病的研究热点。有文献报道，相比非糖尿病患者，糖尿病患者肾脏中PGC-1α的表达下调，提示PGC-1α可能是DKD发病机制中的一个重要分子。诱导糖尿病大鼠肾脏中PGC-1α过表达可减少肾小球系膜的增厚。还有研究发现，过度表达的PGC-1α能改善DKD的表型。因此，PGC-1α被认为具有肾脏保护作用［32］。

在体内，PGC-1α受到许多信号分子的调节。当机体处于能量供应障碍的应激条件下，AMP活化的蛋白激酶（AMP-activated protein kinase，AMPK）可直接激活PGC-1α的表达，同时AMPK还通过线粒体NAD依赖性脱乙酰酶sirtuin家族激活PGC-1α。在细胞核内，lncRNA Tug1可将PGC-1α募集到其基因的启动子区域，从而上调PGC-1α的转录。相反的，NF-κB可抑制PGC-1α的生成，导致DKD的加重。此外，TGF-β1诱导的下游分子Smad3也可以抑制PGC-1α的生成，提示TGF-β1也可能对肾脏产生损伤［33-34］。因此，大量研究表明PGC-1α表达上调对肾脏具有保护作用，当各种因子如NF-κB或TGF-β1阻碍PGC-1α生成时，线粒体自我修复功能丧失，受损线粒体由于无法进行生物合成而使肾脏组织细胞走向凋亡，最终导致DKD的进一步发展。

2.4 Toll样受体4（Toll-like receptor 4，TLR4）/NF-κB信号通路 TLR4是Toll样受体家族的一个成员，为一跨膜蛋白，属于模式识别受体家族。TLR4的活化能够引起细胞内NF-κB通路的激活，以及炎症因子的产生。DKD患者肾脏中TLR4表达水平上调；在db/db糖尿病小鼠的肾小管细胞上也观察到TLR4广泛表达升高。在db/db糖尿病小鼠体内，过氧化氢酶（catalase，CAT）和Mn-SOD的表达显著降低，而注射TLR4抑制剂TAK242后该效应被逆转，同时能够减少Cyt C的表达以及caspase-3的裂解，还能减轻线粒体功能障碍及变形，减弱ROS聚集及肾小管上皮细胞凋亡。在体外实验中，向培养基中加入TLR4或NF-κB抑制剂显示出一致的结果。这些结果提示TLR4抑制剂可减轻糖尿病小鼠线粒体功能障碍。

进一步实验表明，高糖诱导的人肾皮质近曲小管上皮HK-2细胞中TLR4表达增加，且NF-κB家族之一p65存在磷酸化，而TLR4抑制剂可以逆转其磷酸化，表明NF-κB是TLR4的下游分子，高糖能够激活TLR4/NF-κB信号通路。NF-κB进入细胞核激活促炎基因的转录，可使单核细胞趋化蛋白1（monocyte chemoattractant protein-1，MCP-1）、IL-6等生成增多，从而诱导炎症和凋亡。在阻断TLR4/NF-κB通路后，PGC-1α的表达增加，提示PGC-1α可能是TLR4/NF-κB通路的下游分子。因此，上述结果提示，在高糖刺激的肾小管上皮细胞中，TLR4通过TLR4/NF-κB通路调节下游PGC-1α蛋白的表达水平，从而在调控线粒体功能、线粒体相关氧化磷酸化及细胞凋亡中发挥重要作用［33］。

因此，当高糖导致TLR4表达水平上调后，一方面激活更多的NF-κB，NF-κB随后进入细胞核，诱导转录翻译出大量的炎症因子，从而使组织产生炎症反应；另一方面NF-κB能够下调PGC-1α的表达水平，进而降低线粒体的生物合成功能。两种效果互相作用，使线粒体功能障碍无法进行修复而导致细胞凋亡，炎症因子的大量释放最终导致肾组织纤维化。因此，研发靶向于近曲小管上皮细胞中TLR4的药物，通过阻断TLR4/NF-κB信号通路，可能达到恢复线粒体功能、改善肾功能的作用。

2.5 晚期氧化蛋白产物（advanced oxidation protein products，AOPPs）诱发的PKC通路 AOPPs是新发现的尿毒症毒素的一种，是自由基氧化血清白蛋白后的产物，最初在慢性肾衰竭患者血清中发现。目前认为，ROS也能攻击蛋白质，主要表现为肽链的断裂和氨基酸残基的氧化。这些蛋白质分子被破坏后失去正常的生物功能，从而累积在体内。因此，肾内AOPPs的含量可以作为氧化应激强度的新型标志物［35］。

有研究发现，AOPPs通过PKC的激活引起DKD中肾小管间质纤维化。在被AOPPs攻击的糖尿病大鼠肾小管中，磷酸化PKC与葡萄糖调节蛋白78（glucose-regulated protein 78，GRP78）存在共定位现象，而在未损伤的肾小管中则没有这种作用。GRP78是内质网应激（endoplasmic reticulum stress，ERS）的重要标志物。在DKD的发生过程中，适当的ERS可以使肾脏细胞免受高血糖、氧化应激和炎症等因素的损害，而程度过强或时间过长的ERS则导致错误折叠的蛋白质在内质网中不断聚集，引起细胞凋亡，加剧肾脏损伤。GRP78是未折叠蛋白反应的核心调节因子，提示细胞存在损伤，由此可知AOPPs通过PKC的激活对细胞产生损伤。

进一步的研究发现，应用PKCη抑制剂Myr及siPKCη均能够减轻细胞的损伤，而PKCδ抑制剂rottlerin及siPKCδ则没有类似的效果，因此可知AOPPs激活的PKC主要是PKCη。同时还发现，随着肾脏组织AOPPs浓度增加，AOPPs受体CD36的表达水平也逐渐被上调，GRP78、caspase-3和纤连蛋白的表达水平也升高。而将CD36抑制之后，细胞内线粒体的损伤减轻，并且磷酸化PKCη含量显著下降［36］。如前所述，AOPPs主要通过CD36依赖的PKCη磷酸化，导致内质网应激，从而使细胞内蛋白的修饰过程无法正常进行，进而导致线粒体功能紊乱，引起肾脏细胞凋亡。因此，PKCη可以作为DKD治疗中的潜在靶点，通过对其进行精确阻断可抵消AOPPs的作用。此外，还可以针对AOPPs研发其抑制剂，减轻其对肾脏的损伤。

2.6 硫氧还蛋白相互作用蛋白（thioredoxin-interacting protein，TXNIP）诱导的 mTOR信号通路TXNIP是硫氧还蛋白结合蛋白的一种。硫氧还蛋白、硫氧还蛋白还原酶和NADPH一同构成了人体的硫氧还蛋白系统，该系统是独立于谷胱甘肽等系统之外的一套抗氧化系统，能够对抗细胞内产生的自由基等氧化性物质。TXNIP主要与硫氧还蛋白系统中的硫氧还蛋白结合，抑制其功能，使硫氧还蛋白系统无法正常发挥生理作用，导致细胞内的氧自由基无法被及时清除，从而使细胞功能发生障碍。

高糖能够诱导大鼠体内TXNIP含量上升，同时导致线粒体功能障碍及肾间质胶原沉积，而使用TXNIP抑制剂后大鼠的线粒体功能得到了改善，且胶原沉积减少，因此TXNIP可能加速了DKD中的线粒体功能障碍。此外，TXNIP抑制剂还能降低大鼠体内线粒体外膜蛋白Bcl-2/腺病毒E1B 19 kD相互作用蛋白3（Bcl-2/adenovirus E1B 19 kD-interacting protein 3，BNIP3）的升高，而BNIP3是线粒体自噬调节蛋白，可以促进线粒体的自噬。此外，高血糖可以使大鼠体内mTOR及其下游分子p70 S6的磷酸化显著增加，而TXNIP抑制剂能够抑制这一过程。TXNIP激活mTOR后，mTOR会导致系膜增生、EMT、TGF-β升高、MCP-1升高等下游效应，最终导致肾间质纤维化［37-38］。

除了mTOR通路以外，高糖条件下TXNIP通过抑制硫氧还蛋白系统和激活NOX4，使ROS产生增多；大量产生的ROS诱发线粒体氧化应激反应，随后激活NF-κB、环氧合酶2（cyclooxygenase-2，COX-2）、肿瘤坏死因子α等炎症因子，引发炎症瀑布，致使炎症小体的生成，最终加剧DKD的进展［39］。

如前所述，TXNIP通过多种途径导致DKD的发生发展。高糖条件下，TXNIP含量上升，诱导下游mTOR的激活，从而导致一些列炎症因子的产生，同时也抑制PGC-1α的产生，从而使线粒体丧失生物合成功能而无法修复损伤。除此之外，TXNIP还可以通过与线粒体外膜蛋白BNIP3作用而影响线粒体自噬过程。最后，TXNIP还可激活NOX4，NOX4作用于线粒体导致ROS生成增加，ROS反过来又损伤线粒体，多重作用导致线粒体功能障碍，从而诱导肾脏细胞的凋亡。

2.7 AMPK信号通路 在细胞中存在特定的能量感受器，AMPK就是其中的一种。在细胞内能量不足的情况下，AMP/ATP比值增大，激活AMPK，从而启动信号级联反应，抑制ATP的消耗。

在应激状态下，细胞内的AMPK被磷酸化而激活，一方面促进下游p38 MAPK磷酸化激活，从而上调PGC-1α的表达水平；另一方面，AMPK可直接抑制mTOR的表达。由于mTOR的激活可以抑制PGC-1α的表达，从而导致肾间质纤维化，因此抑制mTOR的活性可以增加PGC-1α的表达。此外，PGC-1α可上调线粒体转录因子A（mitochondrial transcription factor A，TFAM）的含量，促进线粒体生物合成，恢复线粒体正常功能，从而缓解能量不足的状态。AMPK还可以通过磷酸化磷酸果糖激酶2（phosphofructokinase 2，PFK2）使得果糖二磷酸酶上调，增强糖酵解途径，缓解ATP的供应不足，减轻细胞由于能量缺乏而引起的损伤［40］。因此，AMPK是DKD发生发展过程中的一种保护性因子。

3 总结与展望

肾脏作为耗能较多的器官，其细胞中的线粒体在其发挥正常生理功能中起着极其重要的作用。因此，DKD进展过程中线粒体功能障碍的作用越来越受到研究者的关注。目前，研究发现了参与DKD线粒体损伤的几条重要的信号通路，以及其中的关键信号分子。主要的信号通路包括AMPK、mTOR、PI3K-AKT等，关键信号分子包括FOXO、PGC-1α、NOX4、PKC等，相关总结见图1。对线粒体损伤机制的深入研究可以为探明DKD发病机制提供新的思路，并为防治DKD提供新的治疗靶点。

Figure 1.Mitochondrial damage-related signaling pathway in kidney.图1 肾脏线粒体损伤相关信号通路